Summary

Acoplamiento de la captura de carbono de una planta de energía con estanques de canales abiertos semiautomatizados para el cultivo de microalgas

Published: August 14, 2020
doi:

Summary

Se describe un protocolo para utilizar el dióxido de carbono en el gas de combustión de la planta de energía de gas natural para cultivar microalgas en estanques abiertos de canales. La inyección de gases de combustión se controla con un sensor de pH, y el crecimiento de las microalgas se monitorea con mediciones en tiempo real de la densidad óptica.

Abstract

En los Estados Unidos, el 35% de las emisiones totales de dióxido de carbono (CO2) provienen de la industria de la energía eléctrica, de las cuales el 30% representa la generación de electricidad a gas natural. Las microalgas pueden biofijar el CO2 de 10 a 15 veces más rápido que las plantas y convertir la biomasa de algas en productos de interés, como los biocombustibles. Así, este estudio presenta un protocolo que demuestra las sinergias potenciales del cultivo de microalgas con una central eléctrica de gas natural situada en el suroeste de Estados Unidos en un clima cálido semiárido. Las tecnologías de vanguardia se utilizan para mejorar la captura y utilización de carbono a través de la especie de algas verdes Chlorella sorokiniana, que se puede procesar aún más en biocombustible. Describimos un protocolo que involucra un estanque de pista de rodadura abierto semiautomatizado y discutimos los resultados de su rendimiento cuando se probó en la planta de Tucson Electric Power, en Tucson, Arizona. El gas de combustión se utilizó como la principal fuente de carbono para controlar el pH, y se cultivó Chlorella sorokiniana . Se utilizó un medio optimizado para cultivar las algas. La cantidad de CO2 añadida al sistema en función del tiempo fue monitoreada de cerca. Además, se monitorearon otros factores fisicoquímicos que afectan la tasa de crecimiento de algas, la productividad de la biomasa y la fijación de carbono, incluida la densidad óptica, el oxígeno disuelto (DO), la electroconductividad (EC) y las temperaturas del aire y del estanque. Los resultados indican que se puede alcanzar un rendimiento de microalgas de hasta 0,385 g/L de peso seco libre de cenizas, con un contenido lipídico del 24%. Aprovechar las oportunidades sinérgicas entre los emisores de CO2 y los agricultores de algas puede proporcionar los recursos necesarios para aumentar la captura de carbono al tiempo que apoya la producción sostenible de biocombustibles y bioproductos de algas.

Introduction

El calentamiento global es uno de los problemas ambientales más importantes que enfrenta el mundo hoyen día 1. Los estudios sugieren que la causa principal es el aumento de las emisiones de gases de efecto invernadero (GEI), principalmente CO2, en la atmósfera debido a las actividades humanas 2,3,4,5,6,7. En los Estados Unidos, la mayor densidad de emisiones de CO2 se origina principalmente en la combustión de combustibles fósiles en el sector energético, específicamente en las plantas de generación de energía eléctrica 3,7,8,9. Así, las tecnologías de captura y utilización de carbono (CCU) se han convertido en una de las principales estrategias para reducir las emisionesde GEI 2,7,10. Estos incluyen sistemas biológicos que utilizan la luz solar para convertir el CO2 y el agua a través de la fotosíntesis, en presencia de nutrientes, en biomasa. Se ha propuesto el uso de microalgas debido a la rápida tasa de crecimiento, la alta capacidad de fijación de CO2 y la alta capacidad de producción. Además, las microalgas tienen un amplio potencial de bioenergía porque la biomasa se puede convertir en productos de interés, como los biocombustibles que pueden reemplazar a los combustibles fósiles 7,9,10,11,12.

Las microalgas pueden crecer y lograr la conversión biológica en una variedad de sistemas de cultivo o reactores, incluidos estanques abiertos de canales y fotobiorreactores cerrados 13,14,15,16,17,18,19. Los investigadores han estudiado las ventajas y limitaciones que determinan el éxito del bioproceso en ambos sistemas de cultivo, ya sea en condiciones interiores o exteriores 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Los estanques de canales abiertos son los sistemas de cultivo más comunes para la captura y utilización de carbono en situaciones en las que los gases de combustión se pueden distribuir directamente desde la chimenea. Este tipo de sistema de cultivo es relativamente barato, es fácil de escalar, tiene bajos costos de energía y tiene bajos requisitos de energía para la mezcla. Además, estos sistemas se pueden ubicar fácilmente con la planta de energía para hacer que el proceso de CCU sea más eficiente. Sin embargo, hay algunos inconvenientes que deben tenerse en cuenta, como la limitación en la transferencia de masa de gas / líquido CO2. Aunque existen limitaciones, los estanques de pista de rodadura abiertos se han propuesto como el sistema más adecuado para la producción de biocombustibles de microalgas al aire libre 5,9,11,16,20.

En este artículo, detallamos un método para el cultivo de microalgas en estanques abiertos que combina la captura de carbono del gas de combustión de una planta de energía de gas natural. El método consiste en un sistema semiautomatizado que controla la inyección de gases de combustión en función del pH del cultivo; el sistema monitorea y registra el estado del cultivo de Chlorella sorokiniana en tiempo real utilizando sensores de densidad óptica, oxígeno disuelto (DO), electroconductividad (EC) y temperatura del aire y del estanque. Los datos de biomasa de algas e inyección de gases de combustión son recopilados por un registrador de datos cada 10 minutos en las instalaciones de Tucson Electric Power. El mantenimiento de la cepa de algas, la ampliación, las mediciones de control de calidad y la caracterización de la biomasa (por ejemplo, la correlación entre la densidad óptica, g / L y el contenido de lípidos) se realizan en un entorno de laboratorio en la Universidad de Arizona. Un protocolo anterior describía un método para optimizar la configuración de los gases de combustión para promover el crecimiento de microalgas en fotobiorreactores a través de la simulación por computadora26. El protocolo presentado aquí es único en el sentido de que utiliza estanques de pista de rodadura abiertos y está diseñado para implementarse in situ en una planta de energía de gas natural con el fin de hacer un uso directo del gas de combustión producido. Además, las mediciones de densidad óptica en tiempo real son parte del protocolo. El sistema descrito está optimizado para un clima semiárido cálido (Köppen BSh), que exhibe baja precipitación, variabilidad significativa en la precipitación de un año a otro, baja humedad relativa, altas tasas de evaporación, cielos despejados e intensa radiación solar27.

Protocol

1. Sistema de crecimiento: configuración de estanque de pista de rodadura abierta al aire libre Instale los estanques abiertos de la pista de rodadura cerca de la fuente de gases de combustión (que contienen 8-10% de CO2). Asegúrese de que el agua y la electricidad estén disponibles en la ubicación del reactor del estanque y que el reactor no esté a la sombra la mayor parte del día (Figura 1). Capture los gases de combustión durante el proceso de postco…

Representative Results

Los resultados experimentales previos de nuestro laboratorio indican que el cultivo de microalgas utilizando un estanque de raceway abierto semiautomatizado se puede combinar con procesos de captura de carbono. Para comprender mejor la sinergia entre estos dos procesos (Figura 2), desarrollamos un protocolo y lo adaptamos para cultivar la especie de algas verdes Chlorella sorokiniana en condiciones exteriores en un clima semiárido cálido. El gas de combustión de gas natural se ob…

Discussion

En este estudio, demostramos que el acoplamiento sinérgico de la captura de carbono de los gases de combustión y el cultivo de microalgas es posible en un clima semiárido caliente. El protocolo experimental para el sistema de estanques semiautomatizados de la pista de rodadura integra tecnología de vanguardia para monitorear parámetros relevantes en tiempo real que se correlacionan con el crecimiento de algas cuando se utiliza gas de combustión como fuente de carbono. El protocolo propuesto está destinado a reduci…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado a través del proyecto Regional Algal Feedstock Testbed, Departamento de Energía de los Estados Unidos DE-EE0006269. También agradecemos a Esteban Jiménez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, José Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, el personal de la planta de energía de UA y el personal de la planta de energía TEP por toda su ayuda.

Materials

Adjustable speed motor (paddle wheel system) Leeson 174307 Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10
Aluminum weight boats Fisher Scientific 08-732-102 Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes
Ammonium Iron (III) (NH₄)₅[Fe(C₆H₄O₇)₂] Fisher Scientific 1185 – 57 – 5 Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate
Ammonium Phosphate Sigma-Aldrich 7722-76-1 This chemical is used for the optimized medium
Ampicillin sodium salt Sigma Aldrich A9518-5G This chemical is used for avoiding algae contamination
Autoclave Amerex Instrument Inc Hirayama HA300MII
Bacto agar Fisher Scientific BP1423500 Fisher BioReagents Granulated Agar
Bleach Clorox Germicidal Bleach, concentrated clorox
Boric Acid (H3BO3) Fisher Scientific 10043-35-3 Trace Elelements: Boric acid
Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O) Sigma-Aldrich 10035-04-8 Medium preparation. Calcium chloride dihydrate
Carboys (20 L) Nalgene – Thermo Fisher Scientific 2250-0050PK Polypropylene Carboy w/Handles
Centrifuge Beckman Coulter, Inc J2-21
Chloroform Sigma-Aldrich 67-66-3 This chemical is used for lipid extraction
Citraplex 20% Iron Loveland Products SDS No. 1000595582 -17-LPI https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O) Sigma-Aldrich 10026-22-9 Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate
Compressor Makita MAC700 This equipment is used for the injection CO2 system
Control Valve Sierra Instruments SmartTrak 100 This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture.
Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O) Sigma-Aldrich 7758-99-8 Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate
Data Logger: Campbell unit CR3000 Scientific Campbell CR3000 This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data
Dissolvde Oxygen Solution Campbell Scientific 14055 Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 – Lot No. 211085
Dissolved Oxygen probe Sensorex  DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication
Electroconductivity calibration solution Ricca Chemical Company 2245 – 32 ( R2245000-1A ) Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl)
Electroconductivity probe sensor Hanna Instruments HI3003/D Flow-thru Conductivity Probe – NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O) Sigma-Aldrich 6381-92-6 Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate
Filters Fisher Scientific 09-874-48 Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters
Flasks Fisher scientific 09-552-40 Pyrex Fernbach Flasks
Furnace Hogentogler Model: F6020C-80 Thermo Sicentific Thermolyne F6020C – 80 Muffle Furnace
Glass dessicator VWR International LLC 75871-430 Type 150, 140 mm of diameter
Glass funnel Fisher Scientific FB6005865 Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels
Laminar flow hood Fisher Hamilton Safeair Fisher Hamilton Stainless Safeair hume hood
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O) Fisher Scientific 10034 – 99 – 8 Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate
Methanol Sigma-Aldrich 67-56-1 Lipid extraction solvent
Micro bubble Diffuser Pentair Aquatic Eco-Systems 1PMBD075 This equipment is used for the injection CO2 system
Microalgae: Chlorella Sorokiniana NAABB DOE 1412
Microoscope Carl Zeiss 4291097
Microwave assistant extraction MARS, CEM Corportation CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601
MnCl2*4H2O Sigma-Aldrich 13446-34-9 Manganese(II) chloride tetrahydrate
Mortars Fisher Scientific FB961B Fisherbrand porcelein mortars
Nitrogen evaporator Organomation N-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System)
Oven VWR International LLC 89511-410 Forced Air Oven
Paddle Wheel 8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor.
Paddle wheel motor Leeson M1135042.00 Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM.
Pestles Fisher Scientific FB961M Fisherbrand porcelein pestles
pH and EC Transmitter Hanna Instruments HI98143 Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V.
pH calibration solutions Fisher Scientific 13-643-003 Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles
pH probe sensor Hanna Instruments HI1006-2005 Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m.
Pippete tips Fisher Scientific 1111-2821 1000 ul TipOne graduated blue tip in racks
Pippetter Fisher Scientific 13-690-032 Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel
Plastic cuvettes Fisher scientific 14377017 BrandTech BRAND Plastic Cuvettes
Plates Fisher scientific 08-757-100D Corning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid
Potash This chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company
Potassium phosphate dibasic (K2HPO4) Sigma-Aldrich 7758 -11 – 4 Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic
Pyrex reusable Media Storage Bottles Fisher scientific 06-414-2A 1 L and 2 L bottels – PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals
Raceway Pond Similar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products
Real Time Optical Density Sensor University of Arizona This equipment was design and build by a member of the group
RS232 Cable Sabrent Sabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P)
Shaker Table Algae agitation 150 rpm
Sodium Carbonate (Na2CO3) Sigma-Aldrich 497-19-8 Sodium carbonate
Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O) Sigma-Aldrich 10102-40-6 Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate
Sodium nitrate (NaNO3) Sigma-Aldrich 7631-99-4 Medium Preparation: Sodium nitrate
Spectophotometer Fisher Scientific Company 14-385-400 Thermo Fisher Scientific – 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically.
Test tubes Fisher Scientific 14-961-27 Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml)
Thermocouples type K Omega KMQXL-125G-6
Urea Sigma-Aldrich 2067-80-3 Urea
Vacuum filtration system Fisher Scientific XX1514700 MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask
Vacuum pump Grainger Marathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX – MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425
Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O) Sigma-Aldrich 7446-20-0 Zinc sulfate heptahydrate

References

  1. . The Intergovernmental Panel on Climate Change Available from: https://www.ipcc.ch/ (2018)
  2. Songolzadeh, M., Soleimani, M., Ravanchi, M., Songolzadeh, R. Carbon Dioxide Separation from Flue Gases: A Technological, Review Emphasizing Reduction in Greenhouse Gas Emissions. The Scientific World Journal. 2014, 1-34 (2014).
  3. Litynski, J., Klara, S., McIlvried, H., Srivastava, R. The United States Department of Energy’s Regional Carbon Sequestration Partnerships program: A collaborative approach to carbon management. Environ International. 32 (1), 128-144 (2006).
  4. Cuellar-Bermudez, S., Garcia-Perez, J., Rittmann, B., Parra-Saldivar, R. Photosynthetic Bioenergy Utilizing CO2: an Approach on Flue Gases Utilization for Third Generation Biofuels. Journal of Clean Production. 98, 53-65 (2014).
  5. Cheah, W., Show, P., Chang, J., Ling, T., Juan, J. Biosequestration of Atmospheric CO2 and Flue Gas-Containing CO2 by Microalgae. Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).
  6. Kao, C., et al. Utilization of Carbon Dioxide in Industrial Flue Gases for the Cultivation of Microalga Chlorella sp. Bioresource Technology. 166, 485-493 (2014).
  7. White, C., Strazisar, B., Granite, E., Hoffman, S., Pennline, H. Separation and Capture of CO2 from Large Stationary Sources and Sequestration in Geological Formations. Journal of the Air and Waste Management Association. 53 (10), 1172-1182 (2003).
  8. Benemann, J. CO2 Mitigation with Microalgae Systems. Pergamon Energy Conversion Management Journal. 38, 475-479 (1997).
  9. U.S.Department of Energy. The Capture , Utilization and Disposal of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Fired Power Plants. Energy. 2, (1993).
  10. Granite, E., O’Brien, T. Review of Novel Methods for Carbon Dioxide Separation from Flue and Fuel Gases. Fuel Processesing Technology. 86 (14-15), 1423-1434 (2005).
  11. Benemann, J. Utilization of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Burning Power Plants with Biological Systems. Energy Conversion and Management. 34 (9-11), 999-1004 (1993).
  12. Joshi, C., Nookaraju, A. New Avenues of Bioenergy Production from Plants: Green Alternatives to Petroleum. Journal of Petroleum & Environmental Biotechnology. 03 (07), 3 (2012).
  13. Chisti, Y. Constraints to commercialization of algal fuels. Journal of Biotechnology. 22, 166-186 (2013).
  14. Han, S., Jin, W., Tu, R., Wu, W. Biofuel production from microalgae as feedstock: current status and potential. Critical Reviews in Biotechnology. 35 (2), 255-268 (2015).
  15. Lam, M., Lee, K. Potential of using organic fertilizer to cultivate Chlorella vulgaris for biodiesel production. Applied Energy. 94, 303-308 (2012).
  16. de Godos, I., et al. Evaluation of carbon dioxide mass transfer in raceway reactors for microalgae culture using flue gases. Bioresource Technology. 153, 307-314 (2014).
  17. Posten, C., Schaub, G. Microalgae and terrestrial biomass as source for fuels a process view. Journal of Biotechnology. 142 (1), 64-69 (2009).
  18. Demirbas, M. Biofuels from algae for sustainable development. Applied Energy. 88 (10), 3473-3480 (2011).
  19. Shelef, G., Sukenik, A., Green, M. . Microalgae Harvesting and Processing A Literature Review. , (1984).
  20. Pawlowski, A., Mendoza, J., Guzmán, J., Berenguel, J., Acién, F., Dormido, S. Effective utilization of flue gases in raceway reactor with event-based pH control for microalgae culture. Bioresource Technology. 170, 1-9 (2014).
  21. Zhu, B., Sun, F., Yang, M., Lu, L., Yang, G., Pan, K. Large-scale biodiesel production using flue gas from coal-fired power plants with Nannochloropsis microalgal biomass in open raceway ponds. Bioresource Technology. 174, 53-59 (2014).
  22. Kaštánek, F., et al. In-field experimental verification of cultivation of microalgae Chlorella sp. using the flue gas from a cogeneration unit as a source of carbon dioxide. Waste Management & Research. 28 (11), 961-966 (2010).
  23. Yadav, G., Karemore, A., Dash, S., Sen, R. Performance evaluation of a green process for microalgal CO2 sequestration in closed photobioreactor using flue gas generated in-situ. Bioresource Technology. 191, 399-406 (2015).
  24. Zhao, B., Su, Y., Zhang, Y., Cui, G. Carbon dioxide fixation and biomass production from combustion flue gas using energy microalgae. Energy. 89, 347-357 (2015).
  25. He, L., Chen, A., Yu, Y., Kucera, L., Tang, Y. Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations. Journal of Visualized Experiments. (80), e50718 (2013).
  26. He, L., Subramanian, V., Tang, Y. Experimental analysis and model-based optimization of microalgae growth in photo-bioreactors using flue gas. Biomass and Bioenergy. 41, 131-138 (2012).
  27. Pidwirny, M. . Fundamentals of Physical Geography, 2nd ed. , (2006).
  28. Van Den Hende, S., Vervaeren, H., Boon, N. Flue gas compounds and microalgae: (Bio-) chemical interactions leading to biotechnological opportunities. Biotechnology Advances. 30 (2012), 1405-1424 (2012).
  29. Jia, F., Kacira, M., Ogden, K. Multi-wavelength based optical density sensor for autonomous monitoring of microalgae. Sensors (Switzerland). 15 (9), 22234-22248 (2015).
  30. Unkefer, C., et al. Review of the algal biology program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 187-215 (2017).
  31. Neofotis, P., et al. Characterization and classification of highly productive microalgae strains discovered for biofuel and bioproduct generation. Algal Research. 15, 164-178 (2016).
  32. Huesemann, M., Van Wagenen, J., Miller, T., Chavis, A., Hobbs, S., Crowe, B. A screening model to predict microalgae biomass growth in photobioreactors and raceway ponds. Biotechnology Bioengineering. 110 (6), 1583-1594 (2013).
  33. Huesemann, M., et al. Estimating the Maximum Achievable Productivity in Outdoor Ponds: Microalgae Biomass Growth Modeling and Climate Simulated Culturing. Microalgal Production for Biomass and High-Value Products. 28 (2016), 113-137 (2016).
  34. Ramezan, M., Skone, T., Nsakala, N., Lilijedahl, G. . Carbon Dioxide Capture from Existing Coal-Fired Power Plants. , 268 (2007).
  35. Huesemann, M., et al. A validated model to predict microalgae growth in outdoor pond cultures subjected to fluctuating light intensities and water temperatures. Algal Research. 13, 195-206 (2016).
  36. Mendoza, J., et al. Fluid-dynamic characterization of real-scale raceway reactors for microalgae production. Biomass and Bioenergy. 54, 267-275 (2013).
  37. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. . Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. , (2017).
  38. Park, J., Craggs, R., Shilton, A. Wastewater treatment high rate algal ponds for biofuel production. Bioresource Technology. 102 (1), 35-42 (2011).
  39. Mata, T., Martins, A., Caetano, N. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review. Renewewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).
  40. Qiu, R., Gao, S., Lopez, P., Ogden, K. Effects of pH on cell growth, lipid production and CO2 addition of microalgae Chlorella sorokiniana. Algal Research. 28, 192-199 (2017).
  41. Molina Grima, E., Fernández, F., Garcıa Camacho, F., Chisti, Y. Photobioreactors: light regime, mass transfer, and scaleup. Journal of Biotechnology. 70 (1-3), 231-247 (1999).
  42. Padmanabhan, Y. P. Technical insight on the requirements for CO2-saturated growth of microalgae in photobioreactors. 3 Biotech. 7 (2), 1-7 (2017).
  43. Vonshak, A., Torzillo, G. Environmental Stress Physiology. Handbook of Microalgal Culture. 4 (2007), 57-82 (2007).
  44. Morales, M., Sánchez, L., Revah, S. The impact of environmental factors on carbon dioxide fixation by microalgae. Federation of European Microbiological Society Microbiology Letters. 365 (3), 1-11 (2018).
  45. Cuaresma, M., Janssen, M., Vílchez, C., Wijffels, R. Horizontal or vertical photobioreactors? How to improve microalgae photosynthetic efficiency. Bioresource Technology. 102 (8), 5129-5137 (2011).
  46. Richmond, A., Zou, N. Efficient utilisation of high photon irradiance for mass production of photoautotrophic micro-organisms. Journal of Applied Phycology. 11 (1), 123-127 (1999).
  47. Kurpan, D., Silva, A., Araújo, O., Chaloub, R. Impact of temperature and light intensity on triacylglycerol accumulation in marine microalgae. Biomass and Bioenergy. 72, 280-287 (2015).
  48. Maedal, K., Owadai, M., Kimura, N., Karubd, I. CO2 fixation from the flue gas on coal-fired thermal power plant by microalgae To screen microalgac which arc suitable for direct CO2 fixation , microalgae were sampled from. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 717-720 (1995).
  49. Sakai, N., Sakamoto, Y., Kishimoto, N., Chihara, M., Karube, I. Strain from Hot Springs Tolerant to High Temperature and high CO2. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 693-696 (1995).
  50. Lam, M., Lee, K., Mohamed, A. Current status and challenges on microalgae-based carbon capture. International Journal of Greenhouse Gas Control. 10, 456-469 (2012).
  51. Raeesossadati, M., Ahmadzadeh, H., McHenry, M., Moheimani, N. CO2 Bioremediation by Microalgae in Photobioreactors: Impacts of Biomass and CO2 Concentrations, Light, and Temperature. Algal Research. 6, 78-85 (2014).
  52. Mendoza, J., et al. Oxygen transfer and evolution in microalgal culture in open raceways. Bioresource Technology. 137, 188-195 (2013).
  53. Carvalho, A., Malcata, F., Meireles, A. Microalgal Reactors A Review of Enclosed System Designs and Performances. Biotechnology Progress. 22 (6), 1490-1506 (2006).
  54. Pires, J., Alvim-Ferraz, M., Martins, F., Simões, M. Carbon dioxide capture from flue gases using microalgae: Engineering aspects and biorefinery concept. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 16 (5), 3043-3053 (2012).
  55. Lam, M., Lee, K. Microalgae biofuels: A critical review of issues, problems and the way forward. Biotechnology Advances. 30 (3), 673-690 (2012).
  56. Chisti, Y. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in Biotechnology. 26 (3), 126-131 (2008).
  57. K̈oppen, W., Volken, E., Brönnimann, S. The Thermal Zones of the Earth According to the duration of Hot, Moderate and Cold Periods and to the Impact of Heat on the Organic. Meteorologische Zeitschrift. 20 (3), 351-360 (2011).
  58. Lammers, P., et al. Review of the Cultivation Program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 166-186 (2017).

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Acedo, M., Gonzalez Cena, J. R., Kiehlbaugh, K. M., Ogden, K. L. Coupling Carbon Capture from a Power Plant with Semi-automated Open Raceway Ponds for Microalgae Cultivation. J. Vis. Exp. (162), e61498, doi:10.3791/61498 (2020).

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