Summary
Es wird ein Protokoll beschrieben, um das Kohlendioxid im Rauchgas von Erdgaskraftwerken zu nutzen, um Mikroalgen in offenen Laufsteichen zu kultivieren. Die Rauchgasinjektion wird mit einem pH-Sensor gesteuert, und das Wachstum von Mikroalgen wird mit Echtzeitmessungen der optischen Dichte überwacht.
Abstract
In den Vereinigten Staaten stammen 35% der gesamten Kohlendioxidemissionen (CO2) aus der Elektrizitätswirtschaft, von denen 30% die Stromerzeugung aus Erdgas ausmachen. Mikroalgen können CO2 10 bis 15 Mal schneller biofixieren als Pflanzen und Algenbiomasse in interessante Produkte wie Biokraftstoffe umwandeln. Daher stellt diese Studie ein Protokoll vor, das die potenziellen Synergien der Mikroalgenkultivierung mit einem Erdgaskraftwerk im Südwesten der Vereinigten Staaten in einem heißen, semi-ariden Klima aufzeigt. Modernste Technologien werden eingesetzt, um die Kohlenstoffabscheidung und -verwertung über die Grünalgenart Chlorella sorokiniana zu verbessern, die zu Biokraftstoff weiterverarbeitet werden kann. Wir beschreiben ein Protokoll mit einem halbautomatischen offenen Laufsteich und diskutieren die Ergebnisse seiner Leistung, als es im Tucson Electric Power Plant in Tucson, Arizona, getestet wurde. Rauchgas wurde als Hauptkohlenstoffquelle zur Kontrolle des pH-Wertes verwendet, und Chlorella sorokiniana wurde kultiviert. Ein optimiertes Medium wurde verwendet, um die Algen zu züchten. Die Menge an CO2, die dem System als Funktion der Zeit hinzugefügt wurde, wurde genau überwacht. Darüber hinaus wurden andere physikalisch-chemische Faktoren überwacht, die die Algenwachstumsrate, die Biomasseproduktivität und die Kohlenstofffixierung beeinflussen, einschließlich optischer Dichte, gelöster Sauerstoff (DO), Elektroleitfähigkeit (EC) sowie Luft- und Teichtemperaturen. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass eine Mikroalgenausbeute von bis zu 0,385 g/L aschefreiem Trockengewicht mit einem Lipidgehalt von 24% erreichbar ist. Durch die Nutzung synergetischer Möglichkeiten zwischen CO2 -Emittenten und Algenzüchtern können die Ressourcen bereitgestellt werden, die erforderlich sind, um die Kohlenstoffabscheidung zu erhöhen und gleichzeitig die nachhaltige Produktion von Algenbiokraftstoffen und Bioprodukten zu unterstützen.
Introduction
Die globale Erwärmung ist eines der wichtigsten Umweltprobleme, mit denen die Welt heute konfrontiert ist1. Studien deuten darauf hin, dass die Hauptursache der Anstieg der Treibhausgasemissionen (THG), hauptsächlich CO 2, in der Atmosphäre aufgrund menschlicher Aktivitätenist 2,3,4,5,6,7. In den USA stammt die größte Dichte an CO2 -Emissionen hauptsächlich aus der Verbrennung fossiler Brennstoffe im Energiesektor, insbesondere aus Stromerzeugungsanlagen 3,7,8,9. So haben sich Technologien zur Kohlenstoffabscheidung und -nutzung (CCU) zu einer der wichtigsten Strategien zur Reduzierung der Treibhausgasemissionenentwickelt 2,7,10. Dazu gehören biologische Systeme, die Sonnenlicht nutzen, um CO2 und Wasser durch Photosynthese in Gegenwart von Nährstoffen in Biomasse umzuwandeln. Die Verwendung von Mikroalgen wurde aufgrund der schnellen Wachstumsrate, der hohen CO 2-Fixierungsfähigkeit und der hohen Produktionskapazität vorgeschlagen. Darüber hinaus haben Mikroalgen ein breites Bioenergiepotenzial, da die Biomasse in interessante Produkte umgewandelt werden kann, z. B. Biokraftstoffe, die fossile Brennstoffe ersetzen können 7,9,10,11,12.
Mikroalgen können in einer Vielzahl von Kultivierungssystemen oder Reaktoren, einschließlich offener Laufstege und geschlossener Photobioreaktoren 13,14,15,16,17,18,19, wachsen und eine biologische Umwandlung erreichen. Forscher haben die Vorteile und Einschränkungen untersucht, die den Erfolg des Bioprozesses in beiden Anbausystemen bestimmen, entweder unter Innen- oder Außenbedingungen 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Offene Laufsteiche sind die gebräuchlichsten Anbausysteme für die Kohlenstoffabscheidung und -nutzung in Situationen, in denen Rauchgas direkt aus dem Schornstein verteilt werden kann. Diese Art von Anbausystem ist relativ kostengünstig, leicht zu skalieren, hat niedrige Energiekosten und einen geringen Energiebedarf für das Mischen. Darüber hinaus können diese Systeme leicht mit dem Kraftwerk zusammengelegt werden, um den CCU-Prozess effizienter zu gestalten. Es gibt jedoch einige Nachteile, die berücksichtigt werden müssen, wie z.B. die Begrenzung des CO2 Gas/Flüssig-Stofftransfers. Obwohl es Einschränkungen gibt, wurden offene Laufsteiche als das am besten geeignete System für die Produktion von Mikroalgen-Biokraftstoffen im Freienvorgeschlagen 5,9,11,16,20.
In diesem Artikel beschreiben wir eine Methode zur Mikroalgenkultivierung in offenen Laufsteichen, die die Kohlenstoffabscheidung aus dem Rauchgas eines Erdgaskraftwerks kombiniert. Die Methode besteht aus einem halbautomatischen System, das die Rauchgasinjektion basierend auf dem pH-Wert der Kultur steuert; Das System überwacht und erfasst den Kulturstatus von Chlorella sorokiniana in Echtzeit mit optischen Dichte-, gelöstem Sauerstoff (DO), Elektroleitfähigkeit (EC) sowie Luft- und Teichtemperatursensoren. Algenbiomasse- und Rauchgasinjektionsdaten werden alle 10 Minuten von einem Datenlogger in der Tucson Electric Power Facility gesammelt. Algenstammerhaltung, Scale-up, Qualitätskontrollmessungen und Biomassecharakterisierung (z. B. Korrelation zwischen optischer Dichte, g / L und Lipidgehalt) werden in einem Labor an der University of Arizona durchgeführt. Ein früheres Protokoll skizzierte eine Methode zur Optimierung der Rauchgaseinstellungen zur Förderung des Mikroalgenwachstums in Photobioreaktoren durch Computersimulation26. Das hier vorgestellte Protokoll ist insofern einzigartig, als es offene Laufsteiche nutzt und so konzipiert ist, dass es vor Ort in einem Erdgaskraftwerk implementiert werden kann, um das erzeugte Rauchgas direkt zu nutzen. Darüber hinaus sind optische Dichtemessungen in Echtzeit Teil des Protokolls. Das beschriebene System ist für ein heißes semiarides Klima (Köppen BSh) optimiert, das geringe Niederschläge, signifikante Variabilität der Niederschläge von Jahr zu Jahr, niedrige relative Luftfeuchtigkeit, hohe Verdunstungsraten, klaren Himmel und intensive Sonneneinstrahlungaufweist 27.
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Protocol
1. Wachstumssystem: Einstellungen für offene Laufstege im Freien
- Richten Sie die offenen Laufsteiche in der Nähe der Rauchgasquelle (mit 8–10% CO2) ein. Stellen Sie sicher, dass Wasser und Strom am Standort des Teichreaktors verfügbar sind und dass der Reaktor nicht den größten Teil des Tages im Schatten liegt (Abbildung 1).
- Fangen Sie das Rauchgas während des Nachverbrennungsprozesses mit einem 0,95 cm langen Kraftstoffschlauch auf, einige Meter bevor das Rauchgas in den Schornstein gelangt, um in die Atmosphäre abgegeben zu werden (Abbildung 2).
- Entfernen Sie Wasser aus dem Rauchgas mit einem 20-Liter-Wasserabscheider und einem Kondensator (Spulenlänge ~ 12 m) zwischen dem Schornstein und dem Kompressor (Abbildung 2).
HINWEIS: Rauchgas enthält typischerweise ca. 9\u201213,8% Wasser28. Zusätzlich kühlen Kondensator und Rohrleitung das Rauchgas16. - Schließen Sie die folgenden Sensoren an einen Datenlogger an, um das Algenwachstum zu überwachen: (1) ein optischer Echtzeit-Dichtesensor29, der die Absorption bei zwei Wellenlängen - 650 und 750 nm - misst und eine maximale Algenzellkonzentration von 1,05 g / l erkennen kann; (2) ein DO-Sensor; (3) Luft- und Teichthermoelemente; (4) einen pH-Sensor; und (5) einen EC-Sensor.
HINWEIS: Zusätzlich sind die pH- und EC-Sensoren an einen Messumformer angeschlossen. Die Konfiguration der Datenloggereinheit ist in Abbildung 3 dargestellt. - Stellen Sie sicher, dass alle Komponenten des Algenwachstumssystems vor der Impfung kalibriert sind und ordnungsgemäß funktionieren.
2. pH-Kontrollsystem
- Verwalten Sie die Rauchgaseinspeisung mithilfe eines Kompressors, eines Regelventilsystems und des Datenloggerprogramms, wie in Abbildung 2 und Abbildung 3 (Zusatzmaterial A) dargestellt.
- Verwenden Sie ein Rohr, um das Rauchgas vom Regelventil durch einen Steindiffusor zum Boden des Laufsteichs zu leiten.
- Injizieren Sie das Rauchgas basierend auf dem pH-Wert in das Wachstumssystem. Wenn der pH-Wert größer als 8,05 ist, injiziert das System Rauchgas, während das System bei einem pH-Wert von weniger als 8,00 die Rauchgasinjektion in Zeiten ohne Wachstum stoppt. Der Durchfluss wird in Standardlitern pro Minute (SLPM) gemessen.
HINWEIS: Im Regelventil ist der Rauchgaseinlassdruck auf maximal 50 psi begrenzt.
3. Algenauswahl und Stammpflege (Licht und Temperatur)
HINWEIS: Die Grünalge Chlorella sorokiniana DOE 1412 wurde von Jürgen Polle (Brooklyn College)30,31 isoliert und von der National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts (NAABB) ausgewählt; seine Auswahl basierte auf den vorherigen Dehnungscharakterisierungsstudien, die von Huesemann et al.32,33 durchgeführt wurden. Ihre Forschungen zum Algenscreening, zur Biomasseproduktivität und zur klimasimulierten Kultivierung (z. B. Temperatur und Licht) in der Südwestregion bei der Verwendung von offenen Laufsteichen im Freien flossen in die in diesem Projekt verwendete Methode ein.
- Halten Sie Kulturen bei Raumtemperatur (25 °C) mit einem Hell/Dunkel-Zyklus von 12 h/12 h aufrecht.
- Halten Sie die Lichtintensität bei 200 μM/m2/s für die Kulturerhaltung, die auf Platten und in kleinen flüssigen Kulturen (50 ml bis 500 ml) angebaut wird.
- Halten Sie die Lichtintensität für die Vergrößerung in Flüssigkulturen von 50 ml bis 500 ml bei 400 μM/m 2/s und Flüssigkulturen von 5 l bis 20 l bei 600 \u2012800 μM/m2/s aufrecht.
4. Scale-up und Qualitätskontrolle
- Das BG11-Kulturmedium wird mit deionisiertem Wasser und den folgenden Salzen für Makronährstoffe in g/L hergestellt: 1,5 NaNO3, 0,04 K 2 HPO 4, 0,075 MgSO 4*H 2 O, 0,036 CaCl 2*H 2 O, 0,006 (NH 4)5Fe(C6H 4 O7)2, 0,006Na2 EDTA*2H2O, 0,02Na2 CO3; fügen Sie 1 ml/L Spurenelementlösung hinzu, die folgende Mikronährstoffe in g/L enthält: 2,86 H 3 BO 3, 1,81 MnCl 2*4H 2 O, 0,22 ZnSO 4*7H 2 O, 0,39 Na 2 MoO 4*2H 2 O, 0,079 CuSO 4*5H 2 O, 0,0494 Co(NO 3)2*6H 2 O.
HINWEIS: Für die Plattenimpfung und / oder Langzeitlagerung fügen Sie 7,5 g / L Bacto-Agar hinzu; Für die Kulturimpfung ist keine Zugabe von Agar erforderlich. Nährmedium im Autoklaven 21 min bei 121 °C sterilisieren. - Gießen Sie das BG11-Medium mit Agar in Petrischalen in einer sterilen Laminar-Flow-Haube oder Biosicherheitswerkbank. Sobald die Platten fest und kühl sind, pipettieren Sie 500 μL aus einer resuspendierten gefrorenen Algenbrühkultur und fügen Sie Ampicillin (100 μg / ml) hinzu; Inkubieren Sie die Algenplatten in einem Shaker-Tisch (120 U / min) für 1 bis 2 Wochen.
- Verwenden Sie eine sterile Schleife, um eine einzelne Algenkolonie aus einer Kulturplatte auszuwählen und sie in einem 50-ml-Röhrchen mit sterilem Wachstumsmedium in einer sauberen Biosicherheitskabine zu impfen. Züchten Sie die kleine flüssige Kultur auf einem Shakertisch (120 U / min) für eine Woche.
- Überführen Sie 50 ml Algenkultur (lineare Wachstumsphase, OD750nm ≥ 1) in einen 1 L Kolben mit 500 mL flüssigem Medium. Passen Sie jeden Kolben mit einem Gummistopfen und Edelstahlrohren an, um die Belüftung zu gewährleisten. Filtern Sie die Luft mit 0,2 μm Luftsterilisationsfiltern. Lassen Sie die Kultur für ein bis zwei Wochen wachsen. Überwachen Sie die Zelldichte mit einem Spektralphotometer (OD750nm).
- Legen Sie die 500 ml Flüssigkultur in einen 10 l Ballon, der 8 l unsteriles Kulturmedium enthält, und injizieren Sie eine Mischung aus 5% CO2 und 95% Luft. Dann kultivieren Sie Algen unter den gleichen Bedingungen wie in Schritt 4.4.
- Überwachen Sie die Stammplatte und flüssige Kulturen (in den Schritten 4.2\u20124.5) einmal pro Woche. Nehmen Sie ein Aliquot und beobachten Sie es unter dem Mikroskop bei 10-facher und 40-facher Vergrößerung, um das Wachstum der gewünschten Sorte sicherzustellen. Kulturen behalten, bis sie kompromittiert oder für Experimente verwendet wurden. Entsorgen Sie kontaminierte Kulturen.
5. Konzentrierte Medienaufbereitung für den offenen Teichanbau
- Zur Herstellung von Spurenelementen Lösung einen 1 L Messkolben teilweise mit destilliertem Wasser (DW) füllen. Setzen Sie einen magnetischen Rührstab ein und fügen Sie die in Tabelle 1 aufgeführten Chemikalien nacheinander hinzu. Stellen Sie sicher, dass sich jede Zutat vor der Zugabe des nächsten Bestandteils auflöst. Entfernen Sie den Magneten und füllen Sie den Kolben bis zur 1-L-Volumenmarke.
- Füllen Sie eine 1 L Glasflasche teilweise mit DW und setzen Sie die magnetische Rührstange ein. Stellen Sie den Behälter auf die Oberseite einer magnetischen Rührplatte und fügen Sie die Chemikalien für das endgültige Volumen des Reaktors hinzu, indem Sie sie nacheinander hinzufügen, um sicherzustellen, dass sich jeder vollständig auflöst. Tabelle 2 listet die Chemikalien auf, mit denen 1 l Medium hergestellt werden sollen, also multiplizieren Sie alle Werte mit dem Endvolumen des Reaktors. Füllen Sie die Glasflasche auf 1 L.
6. Impfung des offenen Laufstegs im Freien
- Reinigen Sie den Reaktor gründlich mit 30% Bleichmittel vor jeder Impfung und nach der Ernte. Es wird empfohlen, das Bleichmittel über Nacht stehen zu lassen. Spülen Sie den Reaktor gut aus, um das gesamte Bleichmittel zu entfernen.
- Kalibrieren Sie alle Sensoren vor der Algenimpfung nach dem entsprechenden Kalibrierverfahren.
- Verdünnen Sie die konzentrierten Medien (in Schritt 5) mit der Wasserquelle, indem Sie den Laufsteich bis zu 80% füllen.
- Beimpfen Sie den Reaktor mit einem mit Algen gefüllten 10-Liter-Ballon (lineare Wachstumsphase OD750nm > 2) und bringen Sie ihn auf sein endgültiges Volumen.
- Akklimatisieren Sie Mikroalgen, indem Sie den Laufsteich mit Holzpaletten für ~ 3 Tage teilweise beschatten (Abbildung 4), sobald die exponentielle Phase vorüber ist, als Anpassungsstrategie zur Vermeidung von Photoinhibition.
HINWEIS: Dieser Zeitraum gibt den Mikroalgen auch Zeit, sich an den Stress anzupassen, der durch die direkte Einspritzung von Rauchgas verursacht wird.
7. Batch-Wachstumsexperiment am Kraftwerk
- Untersuchen und zeichnen Sie alle täglichen Schwankungen auf, einschließlich Wasserverdunstung, Schaufelradmotor, Sensorfunktionalität und allem, was ungewöhnlich ist.
- Lassen Sie den Kompressor und den Wasserabscheider jeden Tag abtropfen und inspizieren Sie ihn, um überschüssiges Wasser zu entfernen, um die Korrosion zu minimieren, da das Rauchgas stark korrosivist 34.
- Konfigurieren Sie den Datenlogger so, dass er jede Sensormessung alle 10 s scannt und die durchschnittlichen Daten alle 10 Minuten speichert. Dazu gehören DO, pH, EC, optische Dichte in Echtzeit sowie Luft- und Reaktortemperatur.
8. Diskrete Probenahme und Überwachung
- Stellen Sie sicher, dass der Wasserstand im Endvolumen des Reaktors konstant bleibt, da sonst die optische Dichtemessung beeinträchtigt wird.
- Nachdem Sie Wasser im Reaktor aufgefüllt haben, nehmen Sie eine 5-ml-Probe für Zellmassenmessungen durch optische Dichte (540, 680 und 750 nm) mit einem ultraviolett sichtbaren Spektralphotometer. Wiederholen Sie den Vorgang täglich.
- Nehmen Sie dreimal pro Woche eine 500-ml-Probe für Mikroskopbeobachtungen und Biomassekonzentration basierend auf dem aschefreien Trockengewicht (AFDW).
- Führen Sie mikroskopische Beobachtungen mit 10x- und 40x-Objektiven durch. Zusätzlich werden diese Mikroskopvergrößerungen im Rahmen der in Schritt 4.6 beschriebenen Algenqualitätskontrolle eingesetzt.
- Verwenden Sie 400 ml der Probe in Schritt 8.3 für AFDW
- Stellen Sie jeden 0,7 μm porengroßen Glasmikrofaserfilter in eine Aluminiumfolienschale und behandeln Sie jede Aluminiumfolienschale/jeden Aluminiumfolienfilter mit einem Ofen für 4 h bei 540 °C.
- Beschriften Sie jedes Aluminiumfolienfach mit einem Bleistift #2, notieren Sie sein Gewicht (A) und legen Sie es in die Vakuumfiltervorrichtung.
- Rühren Sie die Algenprobe kräftig um, bevor Sie ein zu filterndes Volumen abmessen. Filtern Sie genügend Algenproben, um einen Gewichtsunterschied zwischen 8 und 16 mg vor / nach der Asche zu erhalten. Wählen Sie einen Gewichtsunterschied aus, der im Laufe des Experiments verwendet werden soll, und halten Sie diesen Wert konstant.
- Legen Sie jeden Filter, der die Algenprobe enthält, in seine Folienschale bei 105 °C für mindestens 12 h in den Ofen.
- Entfernen Sie die Folienschale/den Folienfilter aus dem Trockenschrank und legen Sie sie in einen Glasausgleichskörper, um die Wasseraufnahme zu verhindern. Notieren Sie jedes Folienschalen-/Filtergewicht (B).
- Legen Sie die Folienschale/den Folienfilter für 4 h in den 540 °C Muffelofen.
- Schalten Sie den Muffelofen aus, kühlen Sie Folienschalen/Filter ab, legen Sie sie in den Exsikkator und notieren Sie jedes Folienschalen-/Filtergewicht (C).
- Berechnen Sie AFDW mit gravimetrischer Analyse:
% AFDW= C – A x 100 / B
- Halten Sie 2 l Algen vor der Ernte für die mikrowellengestützte Extraktion (MAE) Lipidextraktionsanalyse mit Lösungsmitteln auf.
- Die Algenprobe wird mit einer relativen Zentrifugalkraft (RFC) von 4.400 x g für 15 min zentrifugiert. Nehmen Sie das Algenpellet und trocknen Sie es im Ofen bei 80 °C für mindestens 24 h.
- Mahlen Sie die Algenprobe und wiegen Sie das Algenpulver (die empfohlene Biomasse reicht von 0,3 g bis 0,5 g).
- Das Algenpulver (trockene Algenbiomasse) in die Xpress-Gefäße des Mikrowellen-beschleunigten Reaktionssystems (MARS) geben, 10 ml Chloroform:Methanol (2:1, v/v) Lösungsmittellösung unter die Haube geben, die Gefäße schließen und über Nacht stehen lassen.
- Legen Sie die Behälter mit dem Lösungsmittelsensor für 60 Minuten bei 70 °C und 800 W Leistung in die MARS-Maschine.
- Nehmen Sie Schiffe aus dem MARS und lassen Sie sie unter der Haube abkühlen.
- Verwenden Sie einen Trichter und Glaswolle, um den flüssigen Teil, der Chloroform, Methanol und Lipide enthält, zu trennen, indem Sie jede flüssige Probe in ein vorgewogenes Glasreagenzglas überführen und die Feststoffe (Biomasse frei von Lipiden) für andere Analysen halten.
- Nehmen Sie die Reagenzgläser mit den Lipiden zum Stickstoffverdampfer, entfernen Sie sie, sobald die Flüssigkeit verdampft ist, und lassen Sie die Röhrchen dann über Nacht unter der Haube, um eine vollständige Trockenheit zu gewährleisten.
- Berechnung des Lipidgehalts (Gew.-%) mittels gravimetrischer Analyse:
Lipidgehalt (Gew.-%) = Trockene Biomasse von Lipiden x 100/ Trockenalgenmasse
9. Algenernte und Fruchtfolge
- Ernte 75% des gesamten Algenkulturvolumens, wenn die Kultur kurz vor der stationären Phase steht. Nehmen Sie 2 \u20125 l Kultur, um Biomasse-Produktivitätsanalysen im Labor durchzuführen. Verarbeiten und wandeln Sie den Rest der Alge in die gewünschten Algenprodukte um.
- Wachsen Sie den offenen Laufsteich nach, indem Sie die 25% der verbleibenden Algen als Impfmittel verwenden. Wasser bis zu 80 % des Gesamtvolumens des Reaktors hinzufügen, die konzentrierten Medien hinzufügen und dann bei Bedarf bis zum endgültigen Volumen des Reaktors befüllen.
- Kultivieren Sie den geeigneten Algenstamm je nach Jahreszeit, basierend auf Temperatur- und Lichtintensitätsbedingungen.
10. Datenverwaltung
- Daten im Datenlogger aufzeichnen und zur Analyse wie in Schritt 7.3 sammeln.
- Erwägen Sie, rohe und analysierte Daten im Regional Algal Feedstock Testbed (RAFT) Share Drive zu speichern. RAFT-Projektmitarbeiter tragen ihre Daten bei, um die Algenproduktivität zu simulieren und zu modellieren und die Freilandkultivierung zu validieren.
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Representative Results
Frühere experimentelle Ergebnisse aus unserem Labor deuten darauf hin, dass die Kultivierung von Mikroalgen mit einem halbautomatischen offenen Laufsteich mit Kohlenstoffabscheidungsprozessen gekoppelt werden kann. Um die Synergie zwischen diesen beiden Prozessen besser zu verstehen (Abbildung 2), haben wir ein Protokoll entwickelt und es auf die Kultivierung der Grünalgenart Chlorella sorokiniana unter Außenbedingungen in einem heißen semiariden Klima zugeschnitten. Erdgas-Rauchgas wurde aus einem industriellen Kraftwerk gewonnen. Dieses Protokoll verwendet verschiedene Technologien zur Beurteilung der Produktivität von Algenbiomasse: (1) Algenwachstum unter Verwendung eines optischen Echtzeit-Dichtesensors (Abbildung 5); (2) Algenwachstum in Bezug auf Rauchgas-On-Off-Pulsinjektionen in die Kultur als Funktion des pH-Wertes (Abbildung 6 und Abbildung 7); und (3) das Algenwachstum korreliert mit Umweltparametern wie Temperatur, gelöstem Sauerstoff und Elektroleitfähigkeit (Abbildung 8 und Abbildung 9).
Wir testen einen optischen Echtzeit-Dichtesensor, der das Algenwachstum und die physiologische Dynamik überwacht. Dieser Sensor ermöglichte es uns, über die Laborkorrelation die entsprechende aschefreie Trockengewichtsbiomasse (g/L) zu ermitteln. Abbildung 5 zeigt einen Vergleich zwischen dem Sensor und Labormessungen. Beide Messwerte zeigen ähnliche Trends, die in Abhängigkeit von der Zeit zunehmen. Die In-situ-Sensormesswerte können jedoch den Tag/Nacht-Wachstumszyklus von Algen verfolgen. Dieser Zyklus zeigt, dass die optischen Dichtewerte während des Tages zunehmen, aber nachts während der Atmung abnehmen, was auf eine Veränderung der Biomasseproduktivität hinweist. Die Integration des optischen Echtzeit-Dichtesensors ermöglicht es, effektive Managemententscheidungen über das gesamte Algenproduktionssystem zu treffen.
Wir setzen ein halbautomatisches Ein-Aus-Rauchgasimpulsinjektionssystem ein, das in Abbildung 6 durch einen 24-stündigen Rauchgasinjektionszyklus dargestellt ist, der während einer besonders warmen Herbstsaison in Tucson, AZ, gemessen wird. Wie in Abbildung 6 gezeigt, wurde Rauchgas von etwa 8 bis 18 Uhr (Tagesperiode) injiziert, aber nicht zwischen 18 Uhr und 8 Uhr (nächtliche Periode). Dieser Tag-Nacht-Zyklus spiegelt die tägliche Sonneneinstrahlung und den Lichtmangel während der Nacht und folglich die Aktivierung der Photosynthese bzw. der Photorespiration wider. Abbildung 7 zeigt das kumulative Rauchgas, das während dieser Algencharge eingespritzt wird (L). In diesem Fall wurden 6.564 l Rauchgas, entsprechend 538 L CO2, verwendet, um 0,29 g Algenbiomasse zu züchten. Die Grafik zeigt, dass mit zunehmender Algenwachstumsrate mehr Rauchgas (CO2) erforderlich war (Abbildung 6). Die experimentellen Ergebnisse haben bestätigt, dass das On-Off-Rauchgasimpulsinjektionssystem die Kohlenstoffabscheidung und -nutzung durch Mikroalgenkultivierung effektiv erleichtert.
Wir messen und überwachen andere physikalisch-chemische Parameter, um eine Korrelation zwischen ihnen und dem Algenwachstum und der Produktivität herzustellen (Abbildung 8 und Abbildung 9). Die gemessenen Umgebungsparameter waren gelöster Sauerstoff, Elektroleitfähigkeit (EC) sowie Luft- und Teichtemperaturen. Wie erwartet, zeigten alle Parameter, mit Ausnahme von EC, ähnliche Trends, die stark mit der Sonneneinstrahlung korrelierten. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass diese Umweltvariablen den größten Einfluss auf das Algenwachstum hatten und für die Algenbiomassemodellierungverwendet werden 35. Die EC hat sich während des Batch-Prozesses nicht wesentlich verändert. Daher lieferte es keine relevanten Informationen über das Algenwachstum. Für den Anbau von Chlorella sorokiniana mit nicht salzhaltigem Wasser können EC-Messungen entfallen.
Abbildung 1: Standort des Pilotstandorts bei Tucson Electric Power zur Kopplung der Kohlenstoffabscheidung aus Kraftwerken und halbautomatisierten Open-Pond-Reaktoren für die Mikroalgenkultivierung. Die beiden Standorte werden vertreten durch: 1) Algenstandort U3 (Einheit 3) und 2) Algenstandort U4 (Einheit 4) Bildnachweis: Jose Manuel Cisneros Vazquez. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Prozessflussdiagramm zur Kopplung von Kohlenstoffabscheidung und halbautomatisierten offenen Laufsteichen für die Mikroalgenkultivierung in einem heißen semiariden Klima. (A) Open Raceway Paddlewheel Design; b) Realversuchsanlage; (C) Verfahren: Kopplung von Kohlenstoffabscheidung und Mikroalgenkultivierung, modifiziert von Van Den Hende28. Legenden: T = Temperatur; DO = Gelöster Sauerstoff; OD = Optische Dichte; EC = Elektrische Leitfähigkeit; Datenlogger. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Schematische Darstellung des Sensoraufbaus . (A) Darstellung der gesamten Freiteichsensoren, in denen CV1 und CV2 die Regelventile, DL der Datenlogger und T1 und T2 die Sender sind. (B) Darstellung eines Regelventils. (C) Darstellung der Verbindung der Sensoren zum Datenlogger; dunkelblauer Kreis: optische Dichte in Echtzeit, orangefarbenes Dreieck: pH und EC, schwarzes Dreieck: Thermoelemente, rotes Dreieck: gelöster Sauerstoff, hellblau: Regelventil. (D) pH- und EC-Transmitter. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Algen im Akklimatisierungsprozess. Mikroalgenakklimatisierungsstrategie mit Holzpaletten während der exponentiellen Phase. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 5: Darstellung der Überwachung des Algenwachstums. (A) Schaubild für die AFDW-Biomassekonzentration (g/L) im Vergleich zum Zeitpunkt der Labormessungen; (B) Grafik für die Korrelation zwischen optischem Dichtesensor und Labormessungen bei 650 nm; und (C) Diagramm für den optischen Echtzeit-Dichtesensor im Vergleich zur Zeit für eine experimentelle Charge. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 6: Grafik für die Ein-/Aus-Rauchgasimpulsinjektion als Absaugung des pH-Wertes. Der Datenlogger wurde so eingerichtet, dass er die Rauchgaseinspritzung (kontrolliertes Ventil an) bei pH = 8,05 und die Rauchgaseinspritzung (kontrolliertes Ventil aus) bei pH = 8,00 beendet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 7: Diagramm für das Algenwachstum (g/L), die Menge des eingespritzten Rauchgases und die Menge an CO2, die als Funktion der Zeit injiziert wird. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 8: Darstellung der Temperaturüberwachung. Legenden: durchgezogene gelbe Linie = Reaktortemperatur des Laufsteichs; durchgezogene graue Linie = Lufttemperatur; und gestrichelte blaue Linie = Temperatur der AZMET-Station (The Arizona Meteorological Network). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 9: Überwachung von Algenwachstumsparametern. Legenden: orange durchgezogene Linie = Sonneneinstrahlung; graue durchgezogene Linie = Elektroleitfähigkeit (EC); und gelbe durchgezogene Linie = gelöster Sauerstoff (DO). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
| Komponenten | Konzentration in Lösung (g/L) |
| H 3BO3 | 0.00286 |
| MnCl2·4H2O | 0.00181 |
| ZnSO4·7H2O | 0.0001373 |
| Na2MoO4·2H2O | 0.00039 |
| CuSO4·5H2O | 0.000079 |
| Co(NO3)2·6H 2 O | 0.00005518 |
| NiCl2·6 H2O | 0.0001 |
Tabelle 1: Lösungsrezept für Spurenelemente
| Komponenten | Trivialname | Konzentration in Lösung (g/L) |
| (NH2) arabische Ziffer KO | Harnstoff | 0.1 |
| MgSO4·7H2O | Magnesiumsulfat | 0.012 |
| NH 4 H2PO4 | Ammoniumphosphat | 0.035 |
| Kcl | Pottasche | 0.175 |
| FeCl3 | Eisencitrat (Citraplex) | 0.005423 |
| Trace Metal Lösung | Volumen von 1000x Micros (ml) | 1 |
Tabelle 2: Optimierte Medienrezeptur für 1 L.
Zusätzliche Codierungsdateien. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.
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Discussion
In dieser Studie zeigen wir, dass eine synergistische Kopplung von Rauchgas-Kohlenstoffabscheidung und Mikroalgenkultivierung in einem heißen, semi-ariden Klima möglich ist. Das experimentelle Protokoll für das halbautomatische Laufbahn-Teichsystem integriert modernste Technologie, um relevante Parameter in Echtzeit zu überwachen, die mit dem Algenwachstum korrelieren, wenn Rauchgas als Kohlenstoffquelle verwendet wird. Das vorgeschlagene Protokoll soll die Unsicherheit in der Algenzucht verringern, was einer der Hauptnachteile der Laufsteiche20,21,36 ist. Unserer Erfahrung nach beinhalten die kritischsten Schritte des Protokolls das pH-Kontrollsystem und eine effektive Methode zur Impfung des Systems (Abbildung 2). Das pH-Regelsystem liefert Rauchgas/CO 2 und stellt eine Strategie zur Optimierung der Effizienz bei der CO2-Abscheidung und -Nutzung dar (Abbildung 3)37. Dieses kontrollierte System hat sich als effizienter erwiesen als ein kontinuierliches Injektionssystem für den Mikroalgenkultivierungsprozess, da es die Ausgasung reduziert und gleichzeitig genügend Rauchgas liefert, um die maximale Algenwachstumsratevon 20,37 zu erreichen. Wenn die Rauchgasinjektion auf dem pH-Wert basiert, ist ein Schlüsselfaktor für die Algenkultivierung die Auswahl eines angemessenen pH-Wertes für die Mikroalgenart, bevor der Laufsteich38,39 geimpft wird. Qiu et al.40 fanden heraus, dass ein pH-Wert von 8 für die Süßwasserart Chlorella sorokiniania am besten ist, wenn man das Zellwachstum und die Lipidproduktion betrachtet 40. Darüber hinaus empfehlen Molina Grima et al.41 einen pH-Wert unter 8, um den Stickstoffverlust zu reduzieren und eine bessere Stickstoffaufnahme durch die Mikroalgen / Biomassezu erreichen 41. Yuvraj et al.42 schlagen jedoch vor, dass der pH-Wert aufgrund der Wirkung der Stickstoffdüngung auf den Säuregehalt des Mediums keine geeignete Methode zur Bewertung des CO2-Gehalts im Wasserist 42. Unsere Ergebnisse zeigen, dass der pH-Wert effektiv genutzt werden kann, um die CO2-Injektion für das hier vorgestellte System zu steuern (Abbildung 6); Unser Rauchgasinjektionsmanagement, das die Kultur auf pH-Wert 8 hielt, führte zu hohen Biomasseausbeuten und Replizierbarkeit (Abbildung 7).
Nach der Impfung müssen sich die Algen an das System gewöhnen, um eine Lichthemmung zu vermeiden und sich an die hohe Temperatur der Laufbahnmedien anzupassen. In diesem heißen, semi-ariden Klima haben wir eine Algen-Photoinhibition aufgrund hoher Sonneneinstrahlungbeobachtet 39,43,44 (Abbildung 9). Dieser Effekt kann die Mikroalgenimpfung während der exponentiellen Phase32,35,45,46,47 nicht nur verzögern, sondern auch hemmen. Um die Auswirkungen der Akklimatisierung auf die Mikroalgen zu reduzieren, haben wir eine erfolgreiche und praktikable Strategie entwickelt, die darin besteht, den Laufsteich teilweise mit Holzpaletten zu beschatten. Diese Strategie ermöglicht es, die Mikroalgen wiederholt, aber für kurze Zeit den solaren Bedingungen auszusetzen. Ein weiterer Stressfaktor ist die hohe Temperatur des Rauchgases und der Umgebungsluft33,48 (Abbildung 8). Die Rauchgastemperatur ist in der Nachverbrennungsstufe 10,48,49 recht hoch. Die Nutzung des Rauchgases durch direkte Injektion aus der entsandten Pipeline in den Laufsteich kann dazu beitragen, die Temperatur des Mediums weiter zu erhöhen. Daher reduziert ein Kondensator, gefolgt von einem Wasserabscheider, der sich vor dem Kompressor befindet, nicht nur die Wärmeübertragung, sondern auch die Wassermenge, die den Kompressor erreicht (Abbildung 2). Wir stellten fest, dass beide Geräte notwendig waren, um die Ausfallrate des Kompressors zu reduzieren. Darüber hinaus müssen Feuchtigkeit, Rauchgastemperatur und die korrosive Natur des Rauchgases bei der Schätzung des Lebenszyklus und der Wartung des Kompressors berücksichtigt werden. Darüber hinaus verursachen hohe Temperaturen höhere Verdampfungsraten.
Dieses Protokoll unterliegt einigen Einschränkungen. Laut Abbildung 6 war das Regelventil nicht in der Lage, genügend Rauchgas zu injizieren, als die Photosynthese ihren Höhepunkt erreichte. Dieser Effekt kann auf einen geringen Stoffaustausch von der gasförmigen in die flüssige Phase aufgrund der Reaktorkonstruktion 5,16,50,51 zurückgeführt werden. Mendoza et al.36,52 und de Godos et al.16 gaben an, dass Laufsteiche einen schlechten Gas/Flüssig-Stofftransfer aufweisen, was eine der strengsten Designbeschränkungendarstellt 16,36,52. Ihr flaches Kanaldesign begrenzt den CO 2 -Stoffaustausch aufgrund der kurzen Grenzfläche zwischen Gas und Kulturmedium, was zu einer Zunahme der CO 2 -Ausgasung führt (Abbildung 2). Daher wurden Vorrichtungen und neuartige Konfigurationen vorgeschlagen, um die Kontaktzeit zwischen Gas und Flüssigkeit zu erhöhen, einschließlich Sumpf, Mischkolonnen, durchlässigem Silikon und Sparging-Diffusionssystemen 36,52,53. Alle diese Systeme wurden verwendet, um den CO2 -Massentransfer zu verbessern; Einige dieser Systeme verbessern jedoch auch die Nährstoffverteilung, kontrollieren den pH-Wert und entfernenüberschüssiges O 2 5,24,36,52. Schließlich sind Ausfälle weitere Einschränkungen, die bei der Erfassung und Nutzung von echtem Rauchgas aus einem Kraftwerk auftreten können. Diese Ausfälle sind nicht immer geplant. Daher sollten temporäre alternative Quellen von CO 2 in Betracht gezogen werden, z. B. die Verlagerung oder den Anschluss der CO2 -Hauptleitung an mehrere Aggregate (Abbildung 1).
Die Fähigkeit, Mikroalgen mit diesem Protokoll zu produzieren, wird durch unsere Ergebnisse zur Algenproduktivität (Abbildung 5), Algenreaktionen auf die ausgewählten Parameter (Abbildung 6, Abbildung 8, Abbildung 9) und zur erfolgreichen Kultivierung der gewünschten Algenarten bei Förderung durch direkte Rauchgasinjektion unterstützt. Offene Reaktoren sind billiger zu betreiben, und daher baut dieses Protokoll auf ihren Stärken auf, um den kommerziellen Einsatz dieser Form der Kohlenstoffabscheidung und -nutzung zu beschleunigen 16,20,54,55,56. Diese heiße semi-aride Region erlebt das ganze Jahr über eine hohe Sonneneinstrahlung und erhebliche Temperaturschwankungen (Abbildung 8 und Abbildung 9)57; Daher ist es ein erstklassiger Ort, um diese Art von Protokoll zu testen. Der optische Dichtesensor lieferte konsistente OD-Messwerte für unser offenes Außensystem (Abbildung 5); Diese Art der Datenerfassung wäre mit anderen Sensoren unpraktisch. Außerdem reagierten die Sensoren gut auf die signifikanten Temperaturschwankungen von Tag zu Nacht (Abbildung 8), so dass wir rechtzeitig Entscheidungen zur Algenproduktivität treffenkonnten 29. Darüber hinaus hat das vorgeschlagene optimierte Medium den entscheidenden Vorteil, dass es auf kommerziellem Dünger und leicht verfügbaren Nährstoffquellen basiert58 (Tabelle 1 und 2); Dieses Medium kann leicht im eigenen Haus hergestellt oder auf Anfrage von landwirtschaftlichen Flüssigdüngerunternehmen58 bezogen werden. Schließlich wurde das halbautomatische Protokoll in einem weiteren Erdgaskraftwerk getestet. Die Ergebnisse dieser Bestätigungsstudie werden in diesem Papier nicht vorgestellt. In dieser Bestätigungsstudie war das Protokoll trotz der extremen Wetterbedingungen in Tucson und der außergewöhnlich heißen Temperaturen in der Erzeugungsstation aufgrund der Lage des Reaktors innerhalb des Kraftwerkslayouts erfolgreich. Daher wurde die Replizierbarkeit des Protokolls für die Umgebung von Tucson untersucht, wenn Erdgas als Brennstoff zur Stromerzeugung verwendet wird.
Die folgenden Schritte werden empfohlen, um dieses Protokoll weiterzuentwickeln und die Automatisierung der beteiligten Prozesse zu verbessern und zu verbessern. Die erste Empfehlung besteht darin, die Rauchgasinjektion zu einem vollständig variablen Geschwindigkeitsprozess zu machen, wodurch das CO2 - und pH-Management verbessert wird. Das aktuelle Programm öffnet das Einspritzventil vollständig, wenn der pH-Wert über 8 steigt, und schließt es, wenn der pH-Wert wieder 8 erreicht. Es ist auch notwendig, die Art und Weise, wie CO 2 injiziert wird, zu verbessern. Ziel ist es, die Größe der CO2-Blasen zu reduzieren, d.h. Mikroblasen zu erzeugen, um dieCO2-Diffusion im Medium zu verstärken, ohne auf die Injektion von Rauchgas bei höherem Druck zurückgreifen zu müssen. Die Verwendung verbesserter Injektoren, wodurch die Betriebsenergiekosten gesenkt werden, wird in einer kommerziellen Anwendung des Protokolls als notwendig erachtet. Die Einbeziehung von prädiktiven Werkzeugen, die auf der Wettervorhersage und dem aktuellen Mikroalgenstatus basieren, um das Rauchgas und den Dünger, hauptsächlich N, zu kontrollieren, um die N-Nutzungseffizienz zu verbessern, wird ebenfalls empfohlen. Die Verwendung von Computational Fluid Dynamic Modeling gilt als ein wesentliches Werkzeug bei der Weiterentwicklung des vorgeschlagenen Protokolls; Die Modellierung kann dazu beitragen, das Design, die Konfiguration und den Betrieb der gesamten Hardware zu optimieren, die an der Überwachung und Verwaltung der Mikroalgen beteiligt ist. Ein weiterer Bereich, der in Zukunft erforscht werden könnte, ist die Anwendung von Umwelt-DNA (eDNA) und Echtzeit-PCR-Techniken zur Überwachung der Gesundheit und Zusammensetzung der Mikroalgenpflanze. Wasserproben könnten analysiert werden, und die Ergebnisse würden zeigen, ob die objektiven Mikroalgen die vorherrschende Spezies im Medium sind oder ob sie konkurrieren oder durch einen anderen Organismus ersetzt wurden.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts offenzulegen.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde durch das Regional Algal Feedstock Testbed Projekt, U.S. Department of Energy DE-EE0006269 unterstützt. Wir danken auch Esteban Jimenez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, UA Power Plant Staff und TEP Power Plant Staff für all ihre Hilfe.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adjustable speed motor (paddle wheel system) | Leeson | 174307 | Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10 |
| Aluminum weight boats | Fisher Scientific | 08-732-102 | Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes |
| Ammonium Iron (III) (NH?)?[Fe(C?H?O?)?] | Fisher Scientific | 1185 - 57 - 5 | Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate |
| Ammonium Phosphate | Sigma-Aldrich | 7722-76-1 | This chemical is used for the optimized medium |
| Ampicillin sodium salt | Sigma Aldrich | A9518-5G | This chemical is used for avoiding algae contamination |
| Autoclave | Amerex Instrument Inc | Hirayama HA300MII | |
| Bacto agar | Fisher Scientific | BP1423500 | Fisher BioReagents Granulated Agar |
| Bleach | Clorox | Germicidal Bleach, concentrated clorox | |
| Boric Acid (H3BO3) | Fisher Scientific | 10043-35-3 | Trace Elelements: Boric acid |
| Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O) | Sigma-Aldrich | 10035-04-8 | Medium preparation. Calcium chloride dihydrate |
| Carboys (20 L) | Nalgene - Thermo Fisher Scientific | 2250-0050PK | Polypropylene Carboy w/Handles |
| Centrifuge | Beckman Coulter, Inc | J2-21 | |
| Chloroform | Sigma-Aldrich | 67-66-3 | This chemical is used for lipid extraction |
| Citraplex 20% Iron | Loveland Products | SDS No. 1000595582 -17-LPI | https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info |
| Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O) | Sigma-Aldrich | 10026-22-9 | Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate |
| Compressor | Makita | MAC700 | This equipment is used for the injection CO2 system |
| Control Valve | Sierra Instruments | SmartTrak 100 | This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture. |
| Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O) | Sigma-Aldrich | 7758-99-8 | Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate |
| Data Logger: Campbell unit CR3000 | Scientific Campbell | CR3000 | This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data |
| Dissolvde Oxygen Solution | Campbell Scientific | 14055 | Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 - Lot No. 211085 |
| Dissolved Oxygen probe | Sensorex | ? | DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication |
| Electroconductivity calibration solution | Ricca Chemical Company | 2245 - 32 ( R2245000-1A ) | Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl) |
| Electroconductivity probe sensor | Hanna Instruments | HI3003/D | Flow-thru Conductivity Probe - NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable |
| Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O) | Sigma-Aldrich | 6381-92-6 | Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate |
| Filters | Fisher Scientific | 09-874-48 | Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters |
| Flasks | Fisher scientific | 09-552-40 | Pyrex Fernbach Flasks |
| Furnace | Hogentogler | Model: F6020C-80 | Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Muffle Furnace |
| Glass dessicator | VWR International LLC | 75871-430 | Type 150, 140 mm of diameter |
| Glass funnel | Fisher Scientific | FB6005865 | Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels |
| Laminar flow hood | Fisher Hamilton Safeair | Fisher Hamilton Stainless Safeair hume hood | |
| Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O) | Fisher Scientific | 10034 - 99 - 8 | Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate |
| Methanol | Sigma-Aldrich | 67-56-1 | Lipid extraction solvent |
| Micro bubble Diffuser | Pentair Aquatic Eco-Systems | 1PMBD075 | This equipment is used for the injection CO2 system |
| Microalgae: Chlorella Sorokiniana | NAABB | DOE 1412 | |
| Microoscope | Carl Zeiss 4291097 | ||
| Microwave assistant extraction | MARS, CEM Corportation | CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601 | |
| MnCl2*4H2O | Sigma-Aldrich | 13446-34-9 | Manganese(II) chloride tetrahydrate |
| Mortars | Fisher Scientific | FB961B | Fisherbrand porcelein mortars |
| Nitrogen evaporator | Organomation | N-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System) | |
| Oven | VWR International LLC | 89511-410 | Forced Air Oven |
| Paddle Wheel | 8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor. | ||
| Paddle wheel motor | Leeson | M1135042.00 | Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM. |
| Pestles | Fisher Scientific | FB961M | Fisherbrand porcelein pestles |
| pH and EC Transmitter | Hanna Instruments | HI98143 | Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V. |
| pH calibration solutions | Fisher Scientific | 13-643-003 | Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles |
| pH probe sensor | Hanna Instruments | HI1006-2005 | Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m. |
| Pippete tips | Fisher Scientific | 1111-2821 | 1000 ul TipOne graduated blue tip in racks |
| Pippetter | Fisher Scientific | 13-690-032 | Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel |
| Plastic cuvettes | Fisher scientific | 14377017 | BrandTech BRAND Plastic Cuvettes |
| Plates | Fisher scientific | 08-757-100D | Corning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid |
| Potash | This chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company | ||
| Potassium phosphate dibasic (K2HPO4) | Sigma-Aldrich | 7758 -11 - 4 | Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic |
| Pyrex reusable Media Storage Bottles | Fisher scientific | 06-414-2A | 1 L and 2 L bottels - PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals |
| Raceway Pond | Similar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products | ||
| Real Time Optical Density Sensor | University of Arizona | This equipment was design and build by a member of the group | |
| RS232 Cable | Sabrent | Sabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P) | |
| Shaker Table | Algae agitation 150 rpm | ||
| Sodium Carbonate (Na2CO3) | Sigma-Aldrich | 497-19-8 | Sodium carbonate |
| Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O) | Sigma-Aldrich | 10102-40-6 | Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate |
| Sodium nitrate (NaNO3) | Sigma-Aldrich | 7631-99-4 | Medium Preparation: Sodium nitrate |
| Spectophotometer | Fisher Scientific Company | 14-385-400 | Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically. |
| Test tubes | Fisher Scientific | 14-961-27 | Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml) |
| Thermocouples type K | Omega | KMQXL-125G-6 | |
| Urea | Sigma-Aldrich | 2067-80-3 | Urea |
| Vacuum filtration system | Fisher Scientific | XX1514700 | MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask |
| Vacuum pump | Grainger | Marathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425 | |
| Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O) | Sigma-Aldrich | 7446-20-0 | Zinc sulfate heptahydrate |
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