Summary

Stratégie de culture in vitro pour les ovocytes du follicule antral précoce chez les bovins

Published: July 08, 2020
doi:

Summary

Nous décrivons les procédures d’isolement des ovocytes croissants des follicules ovariens aux premiers stades de développement, ainsi que la configuration d’un système de culture in vitro qui peut soutenir la croissance et la différenciation jusqu’au stade adulte.

Abstract

La réserve limitée d’ovocytes matures et fertilisables représente un obstacle majeur au succès de la procréation assistée chez les mammifères. Considérant que pendant la durée de vie reproductive seulement environ 1% des ovocytes dans un ovaire mature et ovule, plusieurs techniques ont été développées pour augmenter l’exploitation de la réserve ovarienne à la population croissante de follicules non ovulatoires. Ces technologies ont permis des interventions de préservation de la fertilité, de programmes de sélection dans le bétail et de conservation des espèces en voie de disparition. Cependant, le vaste potentiel de la réserve ovarienne est encore largement inexploité. Chez les vaches, par exemple, certaines tentatives ont été faites pour soutenir la culture in vitro des ovocytes à des stades de développement spécifiques, mais des protocoles efficaces et fiables n’ont pas encore été élaborés. Nous décrivons ici un système de culture qui reproduit les conditions physiologiques du stade folliculaire correspondant, défini pour développer des ovocytes de croissance in vitro prélevés à partir de follicules antrals précoces bovins jusqu’au stade adulte, correspondant au follicule antral moyen in vivo. Une combinaison d’hormones et d’un inhibiteur de la phosphodiestérase 3 a été utilisée pour prévenir la reprise méiotique prématurée et pour guider la différenciation des ovocytes.

Introduction

Au cours de la durée de vie reproductive, seule une fraction minimale des ovocytes qui sont présents dans un ovaire mature, sont libérés dans les trompes de Fallope lors de l’ovulation, et sont disponibles pour être fécondés et se développer en un embryon viable1. D’autre part, la plupart des ovocytes dans un ovaire subissent une atrésie et ne sont jamais ovulés. Les technologies de production d’embryons in vitro (IVP) ont tenté d’accroître l’exploitation de la réserve ovarienne2,3. Jusqu’à présent, ces technologies ont permis des interventions de préservation de la fertilité, de programmes de sélection dans le bétail et de conservation des espèces en voie de disparition. Néanmoins, la plupart des protocoles utilisent des ovocytes qui ont essentiellement terminé la phase de croissance dans le follicule ovarien antral, et sont donc appelés ovocytes adultes. Chez les bovins, où les technologies IVP sont largement utilisées, les ovocytes adultes atteignent un diamètre final d’environ 120 μm et sont prélevés dans des follicules qui s’étendent de 2 à 8 mm de diamètre (follicules antrales moyens)1. Après l’isolement des follicules, ces ovocytes sont in vitro mûris et fécondés. Les zygotes sont ensuite cultivés jusqu’au stade blastocyste et soit transférés dans un destinataire ou cryoconservés. Chez les bovins, ainsi que chez de nombreuses autres espèces, malgré le potentiel offert par ivp, le nombre d’embryons produits in vitro par vache ne s’est pas largement amélioré au cours des 40 dernières années. Cela est dû en partie au nombre limité d’ovocytes adultes qui peuplent un ovaire à un moment donné qui peut être récupéré et soumis aux techniques STANDARD IVP4,5,6.

Les ovocytes enfermés dans les follicules antral précoces, c’est-à-dire les follicules de moins de 2 mm de diamètre, représentent une source potentielle à utiliser dans les programmes de préservation de la fertilité7 , car un ovaire contient environ 10 fois plus de follicules antral précoces que les antrales moyens8. Cependant, ces ovocytes sont encore en phase de croissance et n’ont pas encore atteint le stade9. En tant que tels, ils sont encore transcriptionnellement actifs, produisant des ARNms qui seront stockés pour des étapes ultérieures de développement, et n’ont pas encore subi tout le processus de différenciation nécessaire pour conférer les ovocytes avec la capacité de reprendre spontanément et de compléter la méiose I une fois isolé du compartiment folliculaire10,11. Par conséquent, ils ne peuvent pas être soumis directement aux protocoles standard de maturation in vitro (IVM), mais ils nécessitent une période de culture supplémentaire qui leur permettrait de terminer la phase de croissance et de différencier correctement.

La transition de l’étape de la culture à l’étape adulte, qui chez le bétail se produit lorsque le follicule se développe du stade antral précoce au stade antral moyen, est l’une des étapes critiques du développement des ovocytes. Chez le bétail, plusieurs études ont tenté de récapituler ces événements in vitro2,12,13,14,15,16,17,18,19. Cependant, à ce jour, aucun protocole fiable n’a été élaboré et seul un succès limité a été signalé. Selon des études précédentes20, ces ovocytes croissants constituent une population homogène. En plus d’être transcriptionnellement actives, leur chromatine est dispersée dans la vésicule germinale (GV), dans une configuration qui s’appelle GV02,21. Inversement, la population d’ovocytes adultes obtenus à partir de follicules antral moyens est plus hétérogène, une condition qui se reflète par les différents degrés de compactage de la chromatine (GV1, GV2 et GV3) qui peut être observé20. Parmi ceux-ci, des données antérieures ont montré que les ovocytes GV2 et GV3 sont globalement caractérisés par une meilleure qualité et une meilleure compétence de développement embryonnaire20,21,22,23,24.

À partir des observations ci-dessus, nous décrivons ici un système de culture de 5 jours d’ovocytes (L-IVCO) qui permet la différenciation des ovocytes isolés comme complexes cumulus-oocytes (COC) des follicules antral précoces. Cette stratégie de culture a évolué à partir de 10 ans d’études menées dans notre laboratoire et les racines de son terrain sur les 24-48 heures précédemment développé culture ovocytes (IVCO)2, systèmes de prématuration23,25 et la supplémentation en zinc au cours de la culture des ovocytes . Une combinaison de l’hormone stimulante de follicule (FSH) et d’un inhibiteur de phosphodiestérase-3 (PDE3), capable d’améliorer la communication cumulus-oocyte2, empêchent la reprise méiotique intempestive2, et soutiennent la croissance d’oocyte2 a été employée.

Protocol

Les ovaires ont été prélevés sur des vaches laitières Holstein âgées de 4 à 8 ans récupérées à l’abattoir local (INALCA S.p.A., Ospedaletto Lodigiano, LO, IT 2270M CE, Italie). 1. Préparation des médias REMARQUE : Tous les supports doivent être préparés au moins quatre heures avant l’utilisation. Les milieux tamponnés de bicarbonate de sodium sont incubés à 38,5 °C et à 5 % de CO2 dans l’air, humidité maximale. Les supports tamp…

Representative Results

À la fin du L-IVCO, la morphologie brute des COC a changé et 4 classes ont été identifiées en fonction de l’apparence des cellules cumulus, comme le montre la figure 2. Sur la base des critères morphologiques couramment adoptés pour sélectionner les COC sains11,26,27, les classes 1, 2 et 3 ont été jugées saines, tandis que la classe 4, qui a montré des signes clairs de dégénérescenc…

Discussion

Ici, nous décrivons un système de culture pour la croissance des ovocytes qui favorise le développement des ovocytes pendant 5 jours en soutenant leur viabilité et en empêchant la reprise méiotique. Ce dernier aspect est de la plus haute importance pour permettre la croissance continue et la différenciation nécessaires pour conférer l’ovocyte avec la compétence méiotique et embryonnaire de développement2,20, qui serait autrement bloqué par une repr…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par Regione Lombardia PSR INNOVA n.201801061529 et UNIMI n.PSR 2019_DIP_027_ALUCI_01

Materials

4-well dishes Nunclon 179830
96-well dish Becton Dickinson Biosciences 356649 BioCoat™ Collagen I
Bovine Serum Albumin (Fatty acid free) Sigma A8806
Bovine Serum Albumin (Fraction V) Sigma A3311
Cell culture water Sigma W3500
Cilostamide Sigma C7971
Cysteamine Sigma M9768
Digital camera Nikon Corp Camera DS-5M
Disodium phosphate Sigma S5136
Estradiol Sigma E2758
Glutamax Supplement Thermo Fisher Scientific 35050061
Gonal F Merck Serono
Heparin Sigma H3149
Hepes Sigma H3784
Vacuum pump Cook-IVF
Incubator Sanyo
Kanamycin sulfate from Streptomyces kanamyceticus Sigma K1377
Medium 199 Sigma M3769 Powder for hepes-buffered TCM199
Medium 199 Sigma M2520 Powder for M199-D
Microscope Nikon Corp Nikon Diaphot
Microscope Nikon Corp Eclipse E 600
Monopotassium phosphate Sigma P5655
Paraformaldehyde Sigma 158127
Penicilin Sigma P3032
Phenol Red Sigma P5530
Polyvinyl alcohol Sigma P8137
Polyvinylpyrrolidone Sigma P5288 360k molecular weight
Potassium chloride Sigma P5405
Progesterone Sigma P8783
Sodium bicarbonate Sigma S5761
Sodium choride Sigma P5886
Sodium pyruvate Sigma P4562
Streptomycin Sigma S9137
Testosterone Sigma 86500
Triton X Sigma T9284
Vectashield with DAPI Vector Laboratories H1200
Water Sigma W3500
Zinc sulfate heptahydrate Sigma Z0251

References

  1. Lonergan, P., Fair, T. Maturation of Oocytes in Vitro. Annual Review of Animal Biosciences. 4, 255-268 (2016).
  2. Luciano, A. M., Franciosi, F., Modina, S. C., Lodde, V. Gap junction-mediated communications regulate chromatin remodeling during bovine oocyte growth and differentiation through cAMP-dependent mechanism(s). Biology of Reproduction. 85 (6), 1252-1259 (2011).
  3. McLaughlin, M., Telfer, E. E. Oocyte development in bovine primordial follicles is promoted by activin and FSH within a two-step serum-free culture system. Reproduction. 139 (6), 971-978 (2010).
  4. Galli, C. Achievements and unmet promises of assisted reproduction technologies in large animals: a per-sonal perspective. Animal Reproduction. 14 (3), 614-621 (2017).
  5. Luciano, A. M., Sirard, M. A. Successful in vitro maturation of oocytes: a matter of follicular differentiation. Biology of Reproduction. 98 (2), 162-169 (2018).
  6. Lonergan, P., Fair, T. In vitro-produced bovine embryos: dealing with the warts. Theriogenology. 69 (1), 17-22 (2008).
  7. Clement, M. D. F., Dalbies-Tran, R., Estienne, A., Fabre, S., Mansanet, C., Monget, P. The ovarian reserve of primordial follicles and the dynamic reserve of antral growing follicles: what is the link. Biology of Reproduction. 90 (4), 85 (2014).
  8. Lussier, J. G., Matton, P., Dufour, J. J. Growth rates of follicles in the ovary of the cow. Journal of Reproduction and Fertility. 81 (2), 301-307 (1987).
  9. Fair, T., Hulshof, S. C., Hyttel, P., Greve, T., Boland, M. Oocyte ultrastructure in bovine primordial to early tertiary follicles. Anatomy and Embryology (Berlin). 195 (4), 327-336 (1997).
  10. Pavlok, A., Lucas-Hahn, A., Niemann, H. Fertilization and developmental competence of bovine oocytes derived from different categories of antral follicles. Molecular Reproduction and Development. 31 (1), 63-67 (1992).
  11. Blondin, P., Sirard, M. A. Oocyte and follicular morphology as determining characteristics for developmental competence in bovine oocytes. Molecular Reproduction and Development. 41 (1), 54-62 (1995).
  12. Harada, M., et al. Bovine oocytes from early antral follicles grow to meiotic competence in vitro: effect of FSH and hypoxanthine. Theriogenology. 48 (5), 743-755 (1997).
  13. Hirao, Y., et al. In vitro growth and development of bovine oocyte-granulosa cell complexes on the flat substratum: effects of high polyvinylpyrrolidone concentration in culture medium. Biology of Reproduction. 70 (1), 83-91 (2004).
  14. Alm, H., Katska-Ksiazkiewicz, L., Rynska, B., Tuchscherer, A. Survival and meiotic competence of bovine oocytes originating from early antral ovarian follicles. Theriogenology. 65 (7), 1422-1434 (2006).
  15. Taketsuru, H., et al. Bovine oocytes in secondary follicles grow in medium containing bovine plasma after vitrification. Journal of Reproduction and Development. 57 (1), 99-106 (2011).
  16. Endo, M., et al. Estradiol supports in vitro development of bovine early antral follicles. Reproduction. 145 (1), 85-96 (2013).
  17. Makita, M., Miyano, T. Steroid hormones promote bovine oocyte growth and connection with granulosa cells. Theriogenology. 82 (4), 605-612 (2014).
  18. Yamamoto, K., et al. Development to live young from bovine small oocytes after growth, maturation and fertilization in vitro. Theriogenology. 52 (1), 81-89 (1999).
  19. Alam, M. H., Lee, J., Miyano, T. Inhibition of PDE3A sustains meiotic arrest and gap junction of bovine growing oocytes in in vitro growth culture. Theriogenology. 118, 110-118 (2018).
  20. Lodde, V., Modina, S., Galbusera, C., Franciosi, F., Luciano, A. M. Large-scale chromatin remodeling in germinal vesicle bovine oocytes: interplay with gap junction functionality and developmental competence. Molecular Reproduction and Development. 74 (6), 740-749 (2007).
  21. Lodde, V., et al. Oocyte morphology and transcriptional silencing in relation to chromatin remodeling during the final phases of bovine oocyte growth. Molecular Reproduction and Development. 75 (5), 915-924 (2008).
  22. Dieci, C., et al. Differences in cumulus cell gene expression indicate the benefit of a pre-maturation step to improve in-vitro bovine embryo production. Molecular Human Reproduction. 22 (12), 882-897 (2016).
  23. Soares, A. C. S., et al. Steroid hormones interact with natriuretic peptide C to delay nuclear maturation, to maintain oocyte-cumulus communication and to improve the quality of in vitro-produced embryos in cattle. Reproduction, Fertililty and Development. 29 (11), 2217-2224 (2017).
  24. Soares, A. C. S., et al. Characterization and control of oocyte large-scale chromatin configuration in different cattle breeds. Theriogenology. 141, 146-152 (2020).
  25. Franciosi, F., et al. Natriuretic peptide precursor C delays meiotic resumption and sustains gap junction-mediated communication in bovine cumulus-enclosed oocytes. Biology of Reproduction. 91 (3), 61 (2014).
  26. Luciano, A. M., et al. Effect of different levels of intracellular cAMP on the in vitro maturation of cattle oocytes and their subsequent development following in vitro fertilization. Molecular Reproduction and Development. 54 (1), 86-91 (1999).
  27. Bilodeau-Goeseels, S., Panich, P. Effects of oocyte quality on development and transcriptional activity in early bovine embryos. Animal Reproduction Science. 71 (3-4), 143-155 (2002).
  28. Dieci, C., et al. The effect of cilostamide on gap junction communication dynamics, chromatin remodeling, and competence acquisition in pig oocytes following parthenogenetic activation and nuclear transfer. Biology of Reproduction. 89 (3), 68 (2013).
  29. Shu, Y. M., et al. Effects of cilostamide and forskolin on the meiotic resumption and embryonic development of immature human oocytes. Human Reproduction. 23 (3), 504-513 (2008).
  30. Lodde, V., et al. Zinc supports transcription and improves meiotic competence of growing bovine oocytes. Reproduction. 159 (6), 679-691 (2020).
  31. Henderson, K. M., McNeilly, A. S., Swanston, I. A. Gonadotrophin and steroid concentrations in bovine follicular fluid and their relationship to follicle size. Journal of Reproduction and Fertility. 65 (2), 467-473 (1982).
  32. Kruip, T. A., Dieleman, S. J. Steroid hormone concentrations in the fluid of bovine follicles relative to size, quality and stage of the oestrus cycle. Theriogenology. 24 (4), 395-408 (1985).
  33. Sakaguchi, K., et al. Relationships between the antral follicle count, steroidogenesis, and secretion of follicle-stimulating hormone and anti-Mullerian hormone during follicular growth in cattle. Reproductive Biology and Endocrinology. 17 (1), 88 (2019).
  34. Makita, M., Miyano, T. Androgens promote the acquisition of maturation competence in bovine oocytes. Journal of Reproduction and Development. 61 (3), 211-217 (2015).
  35. Walters, K. A., Allan, C. M., Handelsman, D. J. Androgen actions and the ovary. Biology of Reproduction. 78 (3), 380-389 (2008).
  36. Luciano, A. M., Pappalardo, A., Ray, C., Peluso, J. J. Epidermal growth factor inhibits large granulosa cell apoptosis by stimulating progesterone synthesis and regulating the distribution of intracellular free calcium. Biology of Reproduction. 51 (4), 646-654 (1994).
  37. Gordon, I. . Laboratory Production of Cattle Embryos, 2nd edn. , (2003).
  38. Telfer, E. E., McLaughlin, M., Ding, C., Thong, K. J. A two-step serum-free culture system supports development of human oocytes from primordial follicles in the presence of activin. Human Reproduction. 23 (5), 1151-1158 (2008).
  39. McLaughlin, M., Albertini, D. F., Wallace, W. H. B., Anderson, R. A., Telfer, E. E. Metaphase II oocytes from human unilaminar follicles grown in a multi-step culture system. Molecular Human Reproduction. 24 (3), 135-142 (2018).
  40. Fair, T., Hyttel, P., Greve, T. Bovine oocyte diameter in relation to maturational competence and transcriptional activity. Molecular Reproduction and Development. 42 (4), 437-442 (1995).

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Barros, R. G., Lodde, V., Franciosi, F., Luciano, A. M. In Vitro Culture Strategy for Oocytes from Early Antral Follicle in Cattle. J. Vis. Exp. (161), e61625, doi:10.3791/61625 (2020).

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