Summary

Eine minimal-invasive Methode zur intratrachealen Instillation von Medikamenten bei neonatalen Nagetieren zur Behandlung von Lungenerkrankungen

Published: August 04, 2021
doi:

Summary

Diese Technik, Medikamente direkt in die Luftröhre von neonatalen Nagetieren einzuträufeln, ist wichtig, um die Auswirkungen von lokal verabreichten Medikamenten oder Biologika auf neonatale Lungenerkrankungen zu untersuchen. Darüber hinaus kann diese Methode auch zur Induktion von Lungenverletzungen in Tiermodellen eingesetzt werden.

Abstract

Die Behandlung von neugeborenen Nagetieren mit Medikamenten, die direkt in die Luftröhre eingeträufelt werden, könnte als wertvolles Werkzeug dienen, um die Auswirkungen eines lokal verabreichten Medikaments zu untersuchen. Dies hat direkte translationale Auswirkungen, da Tensid und Medikamente lokal in die Lunge verabreicht werden. Obwohl die Literatur viele Publikationen enthält, die die minimalinvasive transorale Intubation von erwachsenen Mäusen und Ratten in therapeutischen Experimenten beschreiben, fehlt dieser Ansatz bei neonatalen Rattenwelpen. Die geringe Größe der orotrachealen Region / des Pharynx in den Welpen erschwert die Visualisierung von Kehlkopflumen (Stimmbändern) und trägt zur variablen Erfolgsrate der intratrachealen Arzneimittelabgabe bei. Wir demonstrieren hiermit eine effektive orale Intubation von neonatalen Rattenwelpen – eine Technik, die nicht-traumatisch und minimal-invasiv ist, so dass sie für die serielle Verabreichung von Medikamenten verwendet werden kann. Wir verwendeten ein Operationsotoskop mit einem Beleuchtungssystem und einer Lupe, um die Trachealöffnung der Rattenneugeborenen zu visualisieren. Das Medikament wird dann mit einer 1-ml-Spritze eingeträufelt, die mit einer Pipettenspitze verbunden ist. Die Genauigkeit der Verabreichungsmethode wurde unter Verwendung der Verabreichung von Evans blauem Farbstoff nachgewiesen. Diese Methode ist leicht zu trainieren und könnte als eine effektive Möglichkeit dienen, Medikamente in die Luftröhre einzuflößen. Diese Methode könnte auch für die Verabreichung von Inokulum oder Wirkstoffen zur Simulation von Krankheitszuständen bei Tieren und auch für zellbasierte Behandlungsstrategien für verschiedene Lungenerkrankungen verwendet werden.

Introduction

Frühgeborene Neugeborene haben schlecht entwickelte Lungen, die viele interventionelle Therapien wie Langzeitbeatmung erfordern. Diese Eingriffe setzen die überlebenden Neugeborenen einem hohen Risiko für nachfolgende Folgeerscheinungen1 aus. Experimentelle Tiermodelle dienen als wichtiges Werkzeug, um verschiedene Krankheitszustände zu simulieren, die Pathobiologie von Krankheiten zu untersuchen und therapeutische Interventionen zu bewerten. Obwohl eine breite Palette von Tiermodellen von Mäusen, Ratten und Kaninchen bis hin zu Frühgeborenen Lämmern und Schweinen verfügbar ist, werden Mäuse und Ratten am häufigsten verwendet.

Der Hauptvorteil der Verwendung von Mäusen und Ratten sind die relativ kurze Tragzeit und die reduzierten Kosten. Sie sind auch leicht verfügbar, in krankheitsfreien Umgebungen leicht zu pflegen, genetisch homogen und haben relativ weniger ethische Bedenken 2,3. Ein weiterer großer Vorteil des Nagetiermodells besteht darin, dass sich der neonatale Welpe bei der Geburt im späten kanalikulären / frühen sackförmigen Stadium der Lungenentwicklung befindet, das morphologisch der Lunge eines 24-wöchigen frühgeborenen menschlichen Säuglings entspricht, der eine bronchopulmonale Dysplasie entwickelt4. Da ihre Lungenentwicklung innerhalb der ersten 4 Lebenswochen schnell zum Abschluss schreitet, ist es außerdem möglich, die postnatale Lungenreifung in einem angemessenen Zeitrahmen zu untersuchen4. Trotz dieser Vorteile ist die geringe Größe der Mäuse und Rattenwelpen Anlass zur Sorge für verschiedene Interventionen, was die meisten Forscher dazu zwingt, erwachsene Tiere anstelle von Welpenzu verwenden 5. Neugeborene Lungen befinden sich in einem Entwicklungsstadium und die Reaktion eines Neugeborenen auf ein aufhetzendes Mittel unterscheidet sich von der eines Erwachsenen. Dies macht es angemessen, neonatale Tiermodelle zu verwenden, um menschliche neonatale Krankheitszustände zu untersuchen.

Es gibt verschiedene Methoden, um der Lunge Medikamente / biologische Wirkstoffe zu verabreichen. Dazu gehören intranasale6,7 oder intratracheale 8,9,10 Instillation sowie Aerosolinhalation11,12. Jeder Ansatz hat seine eigenen technischen Herausforderungen, Vorteile und Einschränkungen13. Der intratracheale Verabreichungsweg von Therapeutika wird bevorzugt, um die direkte therapeutische Wirkung im Organ unter Umgehung der systemischen Wirkungen zu untersuchen. Diese Route könnte auch verwendet werden, um Lungenpathologie zu untersuchen, die durch Anstiftungsmittel verursacht wird. Es gibt sowohl invasive als auch minimal-invasive Techniken, um dies zu tun, und ist bei Erwachsenen leicht durchzuführen. Bei Welpen gibt es jedoch aufgrund der geringen Größe des Tieres technische Herausforderungen, die mit dem Intubationsprozess verbunden sind. Die aktuelle Studie präsentiert eine einfache, konsistente, nicht-chirurgische intratracheale Instillationsmethode (ITI) bei Rattenwelpen, die verwendet werden könnte, um die Wirksamkeit verschiedener neonataler therapeutischer Interventionen zu untersuchen und Tiermodelle zu erstellen, die neonatale Atemwegserkrankungen simulieren.

Protocol

Alle Experimente wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (Protokoll # 2020-0035) an der Case Western Reserve University genehmigt. Alle Tiere wurden gemäß den NIH-Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren behandelt. 1. Tiere Erhalten Sie kommerziell trächtige Sprague Dawley Ratten. Halten Sie Tiere in einer zugelassenen tierärztlichen Einrichtung mit 14 h / 10 h Hell-Dunkel-Zyklus und 45-60% relativer Luftfeuchtigkeit. <p class=…

Representative Results

Die Instillation von Evans-Blau zeigte eine multifokale Verteilung des Farbstoffs unter Einbeziehung aller Lungenlappen (Abbildung 4A,B). Unser Ergebnis, wie in Abbildung 4 gezeigt, zeigt die Wirksamkeit der Verteilung auf alle Lappen. Das Bild wird unmittelbar nach dem ITI des Farbstoffs in die Luftröhre aufgenommen. Eine 100%ige Wirksamkeit wurde erreicht, indem der Farbstoff in die Luftröhre eingeträufelt wurde, gefolgt von seiner Ausbreit…

Discussion

Die intratracheale Instillation ist eine ausgezeichnete Methode, die mehrere Vorteile gegenüber den bestehenden Methoden für Atemwegserkrankungen sowie für die Entwicklung von Krankheitsmodellen bietet. Es ist eine schnelle Methode und mit Erfahrung, kann mit einer durchschnittlichen Geschwindigkeit von 2-3 Minuten pro Tier durchgeführt werden. Die wichtigsten Überlegungen für eine erfolgreiche Intubation sind die richtige Sedierung des Tieres, die korrekte Positionierung, insbesondere des Kopfes, sowie die genaue …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde teilweise von R01HD090887-01A1 von NICHD nach AH unterstützt. Die Autoren erkennen auch die Einrichtungen des Labors von Dr. Peter Mc Farlane an, wie z. B. das Inhalationsanästhesie- / Heizkissensystem. Frau Catherine Mayers wertvolle Unterstützung beim Aufbau des Systems wird geschätzt. Die Fördereinrichtung spielte keine Rolle bei der Gestaltung der Studie, der Sammlung, Analyse und Interpretation der Daten oder beim Verfassen des Manuskripts.

Materials

Evans Blue dye Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA 314-13-6 Confirmation of drug administration into lungs
Ketamine Hydrochloride Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA Dispensed from Animal care facility For sedation
Operating Otoscope Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA 21770- 3.5V For visualization of vocal cords
Otoscope Rechargeable Handle Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA 71050-C
Pipette tip (Gel loading) Fisherbrand 02-707-139 Administering the drug
Platform for restraining (inclined plane) Animal care facility Dispensed from Animal care facility Wired roof of mice cage can be used
3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) 3M, St. Paul, MN, USA 1530-2
Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) BD Franklin Lakes, NJ , USA NBD2515 Administering the drug
Xylazine Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA For sedation

References

  1. Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic Available from: https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease (2020)
  2. Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats. Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).
  3. Pinkerton, K. E., Crapo, J. D., Witschi, H., Brain, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology. 95, 259-285 (1985).
  4. Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia. Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).
  5. Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages. Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).
  6. Grayson, M. H., et al. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. Journal of Immunology. 179 (3), 1438-1448 (2007).
  7. Moreira, A., et al. Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton’s jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia. Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).
  8. Bar-Haim, E., et al. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211 (2008).
  9. Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse. Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).
  10. Guerra, K., et al. Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia. Respiratory Research. 20 (1), 255 (2019).
  11. Thomas, R., et al. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. Journal of Medical Microbiology. 59, 1415-1427 (2010).
  12. Sakurai, R., et al. A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats. Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).
  13. Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
  14. Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).
  15. Pritchard, J. N., et al. The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation. Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).
  16. Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration. Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).
  17. Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration. Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).
  18. Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. A simple device for intratracheal injections in rats. Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).
  19. Carlon, M., et al. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).
  20. Chen, C. -. M., Chen, Y. -. J., Huang, Z. -. H. Intratracheal Instillation of Stem Cells in Term Neonatal Rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e61117 (2020).
  21. Reynolds, R. D. Preventing maternal cannibalism in rats. Science. 213 (4512), 1146 (1981).
  22. Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Laboratory Animal Science. 42 (5), 508-513 (1992).
  23. Cleary, G. M., et al. Exudative lung injury is associated with decreased levels of surfactant proteins in a rat model of meconium aspiration. Pediatrics. 100 (6), 998-1003 (1997).
  24. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -. Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
  25. Oka, Y., et al. A reliable method for intratracheal instillation of materials to the entire lung in rats. Journal of Toxicologic Pathology. 19 (2), 107-109 (2006).
  26. Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 43 (4), 399-401 (2009).
  27. Kim, J. -. S., et al. An automatic video instillator for intratracheal instillation in the rat. Laboratory Animals. 44 (1), 20-24 (2010).
  28. Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
  29. Ordodi, V. L., Mic, F. A., Mic, A. A., Sandesc, D., Paunescu, V. A simple device for intubation of rats. Lab Animal. 34 (8), 37-39 (2005).
  30. Cleary, G. M., Wiswell, T. E. Meconium-stained amniotic fluid and the meconium aspiration syndrome. An update. Pediatric Clinics of North America. 45 (3), 511-529 (1998).
  31. Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
  32. Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).
  33. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
  34. Kim, Y. E., et al. Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats. Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).
  35. Chang, Y. S., et al. Intratracheal transplantation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells dose-dependently attenuate hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats. Cell Transplantation. 20 (11-12), 1843-1854 (2011).
  36. Chang, Y. S., et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury. PloS One. 8 (1), 52419 (2013).
  37. Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure. Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).
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Cite This Article
Sudhadevi, T., Ha, A. W., Harijith, A. A Minimally Invasive Method for Intratracheal Instillation of Drugs in Neonatal Rodents to Treat Lung Disease. J. Vis. Exp. (174), e61729, doi:10.3791/61729 (2021).

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