후기 배아 초파리 고나드의 해부와 라이브 이미징
Summary
여기서, 우리는 후기 배아 초파리 남성 생식선을 생생하게 이미지화하는 데 필요한 해부 프로토콜을 제공한다. 이 프로토콜은 정상적인 조건 하에서 또는 트랜스제닉 또는 약리학적 조작 후에 동적 세포 과정의 관찰을 허용할 것이다.
Abstract
Drosophila melanogaster male embryonic gonad는 생식 세포 발달, piRNA 생물학 및 틈새 형성을 포함하되 이에 국한되지 않는 발달 생물학의 다양한 측면을 연구하는 데 유리한 모델입니다. 여기에서, 우리는 생체 내 라이브 이미징이 매우 비효율적 인 기간 동안 생식선 ex vivo 영상을 생중계하는 해부 기술을 제시한다. 이 프로토콜은 배아를 이미징 접시로 옮기고, 적절하게 준비된 수컷 배아를 선택하고, 구조적 무결성을 유지하면서 주변 조직에서 생식선을 해부하는 방법을 설명합니다. 해부 후, 생식선은 공초점 현미경을 사용하여 이미징되어 동적 세포 과정을 시각화 할 수 있습니다. 해부 절차는 정확한 타이밍과 손재주가 필요하지만 일반적인 실수를 예방하는 방법과 이러한 문제를 극복하는 방법에 대한 통찰력을 제공합니다. 우리가 아는 한, 이것은 초파리 배아 생식선에 대한 첫 번째 해부 프로토콜이며, 그렇지 않으면 접근 할 수없는 시간 동안 라이브 이미징을 허용합니다. 이 기술은 약리학적 또는 세포형 특이적 트랜스제닉 조작과 결합하여 그들의 자연적인 생식선 환경에서 세포 내 또는 세포 사이에서 발생하는 임의의 동적 과정을 연구할 수 있다.
Introduction
Drosophila melanogaster 고환은 많은 역동적 인 세포 과정에 대한 우리의 이해를위한 패러다임으로 사용되었습니다. 이 모델에 대한 연구는 줄기 세포 분열 조절 1,2,3, 생식 세포 발달4,5, piRNA 생물학 6,7,8 및 틈새 줄기 세포 신호 전달 사건9,10,11,12,13에 대해 밝혀 냈습니다. 이 모델은 유전적으로 견인성이 있고 14,15 이고 자연 환경3,16,17,18에서 줄기 세포를 생생하게 볼 수 있는 몇 안되는 곳 중 하나이기 때문에 유리하다. 그러나이 모델의 라이브 이미징은 성인 조직과 초기 배아 단계로 제한되어 틈새 시장이 처음 형성되고 기능하기 시작하는 정확한 단계 인 후기 배아의 생식선 역학에 대한 지식에 틈을 남겼습니다.
후기 단계의 배아 생식선은 구형으로, 전방의 체세포 틈새 세포와 더 많은 후부 영역에 걸쳐 체세포 생식선 세포에 의해 경화 된 생식 세포(19)로 구성됩니다. 이러한 장기는 초기 배아 단계 1717,20,21까지 생체내에서 생포상화될 수 있다. 추가 이미징은 대규모 근육 수축의 시작으로 인해 예방됩니다. 이러한 수축은 너무 심해서 이미징 프레임에서 생식선을 밀어 내며 이미징 소프트웨어로는 이러한 움직임을 수정할 수 없습니다. 우리 실험실은 라이브 이미징을위한이 애매한 기간 동안 발생하는 틈새 형성의 메커니즘을 공개하는 데 관심이 있습니다. 따라서, 우리는 배아 단계 16에서 시작하는 생식선을 살아있는 이미지화하기 위한 생체외 접근법을 생성하여, 생식선 발달의 이 중요한 기간 동안 세포 역학에 대한 연구를 용이하게 하였다. 우리 실험실의 이전 연구는이 생체 외 영상이 생체 내 생식선 발달17을 충실하게 되풀이한다는 것을 보여줍니다. 이 기술은 초파리 배아 생식선에 대한 최초이자 유일한 종류입니다.
여기에서, 우리는 후기 배아 단계 동안 생식선의 생체외 생생 영상화에 필요한 해부 프로토콜을 제시한다. 이러한 프로토콜은 약리학적 치료, 또는 생식선 내 특정 세포 계보의 형질전환 조작과 조합될 수 있다. 이 기술을 사용하여, 우리는 줄기 세포 틈새 형성17의 단계를 성공적으로 이미지화했습니다. 따라서이 이미징 접근법은 자연 환경15,17 내에서 실시간으로 틈새 형성의 초기 단계를 시각화 할 수 있기 때문에 줄기 세포 생물학 분야에 도움이됩니다. 이 방법은 줄기 세포 생물학 분야에 유익하지만, 세포 재배열 22, 세포 부착2,12,23 및 세포 이동 23을 포함하여이 발달 시점 동안 생식선에서 발생하는 임의의 동적 과정을 시각화하는 데 추가로 적용 가능합니다. 따라서 이 해부 프로토콜은 많은 근본적인 세포 생물학적 과정에 대한 우리의 이해를 향상시킬 것이다.
Protocol
Representative Results
Discussion
생식선 형성 동안, 배아 생식선, 특히 남성 생식선(15) 내의 줄기 세포 틈새는 급속한 형태 학적 변화를 겪습니다. 이러한 역동적 인 변화의 기초가되는 발달 메커니즘은 라이브 이미징 기술을 통해 가장 잘 이해됩니다. 그러나, 배아 단계 17에서, 생식선의 생체내 영상화는 대규모 근육 수축(17)의 시작에 의해 불가능하게 된다. 이 프로토콜을 통해 우리는 ?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 프로토콜의 초기 개발에 상당한 기여를 한 Lindsey W. Plasschaert와 Justin Sui에게 감사드립니다. 저자들은 시약에 대한 관대함에 대한 비행 공동체, 특히 루스 레만과 벤자민 린에게 출판 전에 nos5′-Lifeact-tdtomato p2a tdkatushka2 Caax nos3′ 라인을 선물한 것에 대해 감사하고 있습니다. Bloomington Drosophila Stock Center (NIH P40OD018537)로부터 얻은 주식을 본 연구에 사용하였다. 이 작업은 NIH RO1 GM060804, R33AG04791503 및 R35GM136270 (S.D)뿐만 아니라 교육 보조금 T32GM007229 (B.W.) 및 F32GM125123 (L.A.)에 의해 지원되었습니다.
Materials
| Alfa Aesar Tungsten wire | Fisher Scientific | AA10408G6 | 0.25mm (0.01 in.) dia., 99.95% (metals basis) |
| D. melanogaster: His2Av::mRFP1 | Bloomington Drosophila Stock Center (BDSC) | FBtp0056035 | Schuh, Lehner, & Heidmann, Current Biology, 2007 |
| D. melanogaster: nos-lifeact::tdtomato | Gift from Ruth Lehmann Lab | Lin, Luo, & Lehmann, Nature Communications, 2020: nos5'- Lifeact-tdtomato p2a tdkatushka2 Caax nos3' | |
| D. melanogaster: P-Dsix4-eGFP::Moesin | FBtp0083398 | Sano et al., PLoS One, 2012 | |
| Diamond-tipped knife | |||
| Double-sided tape | Scotch | 665 | |
| Fetal Bovine Serum | GIBCO | 10082 | |
| Imaging dish | MatTek | P35GC-1.5-14-C | |
| Imaging software | Molecular Devices | MetaMorph Microscopy Automation and Image Analysis Software v7.8.4.0 | |
| Insulin, bovine | Sigma | l0516 | Store aliquots at 4 °C |
| Needle holder | Fisher Scientific | 08-955 | |
| Nytex basket | |||
| Penicillin/streptomycin | Corning | 30-002-Cl | |
| Ringer's solution | 2 mM MgCl2, 2 mM CaCl2, 130 mM NaCl, 5mM KCl, 36 mM Sucrose, 5mM Hepe’s Buffer; adjusted with NaOH until pH of 7.3 is achieved | ||
| Schneider's Insect Media | GIBCO | 21720-024 |
References
- Yamashita, Y. M., Jones, D. L., Fuller, M. T. Orientation of asymmetric stem cell division by the APC tumor suppressor and centrosome. Science. 301, 1547-1550 (2003).
- Inaba, M., Yuan, H., Salzmann, V., Fuller, M. T., Yamashita, Y. M. E-Cadherin is required for centrosome and spindle orientation in Drosophila male germline stem cells. PLoS One. 5, 1-7 (2010).
- Lenhart, K. F., DiNardo, S. Somatic cell encystment promotes abscission in germline stem cells following a regulated block in cytokinesis. Developmental Cell. 34, 192-205 (2015).
- Hardy, R. W., Tokuyasu, K. T., Lindsley, D. L., Garavito, M. The Germinal Proliferation Center in the Testis of Drosophila melanogaster. Journal of Ultrastructure Research. 69, 180-190 (1979).
- Fuller, M. T., Bate, M., Arias, A. M. Spermatogenesis. The Development of Drosophila Melanogaster. , 71-147 (1993).
- Lin, H., Spradling, A. C. A novel group of pumilio mutations affects the asymmetric division of germline stem cells in the Drosophila ovary. Development. 124, 2463-2476 (1997).
- Emilie, Q., Amit, A., Kai, T. The piRNA pathway is developmentally regulated during spermatogenesis in Drosophila. RNA. 22, 1044-1054 (2016).
- Marie, P. P., Ronsseray, S., Boivin, A. From embryo to adult: PiRNA-mediated silencing throughout germline development in Drosophila. G3: Genes, Genomes, Genetics. 7, 505-516 (2017).
- Michel, M., Raabe, I., Kupinski, A. P., Pérez-Palencia, R., Bökel, C. Local BMP receptor activation at adherens junctions in the Drosophila germline stem cell niche. Nature Communications. 2, (2011).
- Inaba, M., Buszczak, M., Yamashita, Y. M. Nanotubes mediate niche-stem-cell signalling in the Drosophila testis. Nature. 523, 329-332 (2015).
- Leatherman, J. L., Dinardo, S. Zfh-1 controls somatic stem cell self-renewal in the Drosophila testis and nonautonomously influences germline stem cell self-renewal. Cell Stem Cell. 3, 44-54 (2008).
- Leatherman, J. L., DiNardo, S. Germline self-renewal requires cyst stem cells, while stat regulates niche adhesion in Drosophila testes. Nature Cell Biology. 12, (2010).
- Tulina, N., Matunis, E. Control of stem cell self-renewal in Drosophila Spermatogenesis by JAK-STAT signaling. Science. 294, 2546-2549 (2001).
- Gonczy, P., Viswanathan, S., Dinardo, S. Probing spermatogenesis in Drosophila with P-element enhancer detectors. Development. 114, 89-98 (1992).
- Le Bras, S., Van Doren, M. Development of the male germline stem cell niche in Drosophila. 발생학. 294, 92-103 (2006).
- Cheng, J., Hunt, A. J. Time-lapse live imaging of stem cells in drosophila testis. Current Protocols in Stem Cell Biology. 0331, 1-9 (2009).
- Anllo, L., Plasschaert, L. W., Sui, J., DiNardo, S. Live imaging reveals hub cell assembly and compaction dynamics during morphogenesis of the Drosophila testis niche. 발생학. 446, 102-118 (2019).
- Rebecca Sheng, X., Matunis, E. Live imaging of the Drosophila spermatogonial stem cell niche reveals novel mechanisms regulating germline stem cell output. Development. 138, 3367-3376 (2011).
- Aboim, A. N. Developpement embryonnaire et post-embryonnaire des gonades normales et agametiques de Drosophila melanogaster. Revue Suisse De Zoologie. 52, 53 (1945).
- Sano, H., et al. The Drosophila actin regulator ENABLED regulates cell shape and orientation during gonad morphogenesis. PLoS One. 7, (2012).
- Clark, I. B. N., Jarman, A. P., Finnegan, D. J. Live imaging of Drosophila gonad formation reveals roles for Six4 in regulating germline and somatic cell migration. BMC Devlopmental Biology. 7, 1-9 (2007).
- Sheng, X. R., Brawley, C. M., Matunis, E. L. Dedifferentiating spermatogonia outcompete somatic stem cells for niche occupancy in the Drosophila testis. Cell Stem Cell. 5, 191-203 (2009).
- Tanentzapf, G., Devenport, D., Godt, D., Brown, N. H. Europe PMC Funders Group integrin-dependent anchoring of a stem cell niche. Nature Cell Biology. 9, 1413-1418 (2007).
- Brady, J. A simple technique for making very fine, durable dissecting needles by sharpening tungsten wire electrolytically a motorized molluscicide dispenser. Bulletin of the World Health Organization. , 105-106 (1960).
- Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and preparing Drosophila embryos for electrophysiological recording and other procedures. Journal of Visualized Experiments: JoVE. , (2009).
- JoVE. Embryo and Larva Harvesting and Preparation. JoVE Science Education Database. , (2020).
- Cold Spring Harbor Protocols. Ringer’s solution for Drosophila. Cold Spring Harbor Protocols. , (2011).
- Schuh, M., Lehner, C. F., Heidmann, S. Incorporation of Drosophila CID/CENP-A and CENP-C into Centromeres during Early Embryonic Anaphase. Current Biology. 17, 237-243 (2007).
- Lin, B., Luo, J., Lehmann, R. Collectively stabilizing and orienting posterior migratory forces disperses cell clusters in vivo. Nature Communications. 11, 1-16 (2020).
- Prasad, M., Jang, A. C. C., Starz-Gaiano, M., Melani, M., Montell, D. J. A protocol for culturing drosophila melanogaster stage 9 egg chambers for live imaging. Nature Protocols. 2, 2467-2473 (2007).
- Gabay, L., Lowell, S., Rubin, L. L., Anderson, D. J. Deregulation of dorsoventral patterning by FGF confers trilineage differentiation capacity on CNS stem cells in vitro. Neuron. 40, 485-499 (2003).
- Engler, A. J., Sen, S., Sweeney, H. L., Discher, D. E. Matrix elasticity directs stem cell lineage specification. Cell. 126, 677-689 (2006).
