Un modèle simplifié pour la transplantation valvulaire cardiaque hétérotopique chez les rongeurs
Summary
Ce protocole décrit une méthode simple et efficace pour la transplantation de feuillets valvulaires aortiques sous la capsule rénale afin de permettre l’étude de l’alloréactivité des valves cardiaques.
Abstract
Il existe un besoin clinique urgent de remplacements valvulaires cardiaques qui peuvent se développer chez les enfants. La transplantation valvulaire cardiaque est proposée comme un nouveau type de greffe avec le potentiel de fournir des valves cardiaques durables capables de croissance somatique sans avoir besoin d’anticoagulation. Cependant, l’immunobiologie des greffes de valve cardiaque reste inexplorée, soulignant la nécessité pour des modèles animaux d’étudier ce nouveau type de greffe. Des modèles antérieurs chez le rat pour la transplantation de valve aortique hétérotopique dans l’aorte abdominale ont été décrits, bien qu’ils soient techniquement difficiles et coûteux. Pour relever ce défi, un modèle de greffe sous-capsulaire rénale a été développé chez les rongeurs comme une méthode pratique et plus simple pour étudier l’immunobiologie de la transplantation valvulaire cardiaque. Dans ce modèle, une seule feuillet valvulaire aortique est récoltée et insérée dans l’espace sous-capsulaire rénal. Le rein est facilement accessible et le tissu transplanté est solidement contenu dans un espace sous-capsulaire bien vascularisé et pouvant accueillir une variété de tailles de tissus. De plus, comme un seul rat peut fournir trois folioles aortiques de donneur et qu’un seul rein peut fournir plusieurs sites pour les tissus transplantés, moins de rats sont nécessaires pour une étude donnée. Ici, la technique de transplantation est décrite, offrant une étape importante dans l’étude de l’immunologie de la transplantation de valve cardiaque.
Introduction
Les malformations cardiaques congénitales sont l’incapacité congénitale la plus courante chez l’homme, touchant 7 enfants nés sur 1 000 chaque année1. Contrairement aux patients adultes chez lesquels diverses valves mécaniques et bioprothétiques sont systématiquement implantées, les patients pédiatriques n’ont actuellement pas de bonnes options pour le remplacement de la valve. Ces implants conventionnels n’ont pas le potentiel de grandir chez les enfants receveurs. En conséquence, des réopérations morbides sont nécessaires pour échanger les implants valvulaires cardiaques contre des versions successivement plus grandes à mesure que les enfants grandissent, les enfants affectés nécessitant souvent jusqu’à cinq chirurgies à cœur ouvert ou plus au cours de leur vie 2,3. Des études ont montré que l’absence d’intervention ou de décès est significativement plus faible pour les nourrissons que pour les enfants plus âgés, avec 60% des nourrissons avec des valves cardiaques prothétiques faisant face à une nouvelle opération ou à la mort dans les 3 ans suivant leur opération initiale4. Par conséquent, il est urgent de délivrer une valve cardiaque capable de se développer et de maintenir sa fonction chez les patients pédiatriques.
Pendant des décennies, les tentatives de remplacement des valves cardiaques en croissance ont été centrées sur l’ingénierie tissulaire et les cellules souches. Cependant, les tentatives de traduction de ces valves à la clinique ont été infructueuses jusqu’à présent 5,6,7,8. Pour résoudre ce problème, une transplantation de valve cardiaque est proposée comme une opération plus créative pour fournir des remplacements valvulaires cardiaques en croissance ayant la capacité de s’auto-réparer et d’éviter la thrombogenèse. Au lieu de transplanter tout le cœur, seule la valve cardiaque est transplantée et grandira ensuite avec l’enfant receveur, semblable aux transplantations cardiaques conventionnelles ou à un autographe pulmonaire Ross 9,10,11. Après l’opération, les enfants receveurs recevront une immunosuppression jusqu’à ce que la valve transplantée puisse être échangée contre une prothèse mécanique de taille adulte lorsque la croissance de la valve n’est plus nécessaire. Cependant, la biologie de la transplantation des greffes de valve cardiaque reste inexplorée. Par conséquent, des modèles animaux sont nécessaires pour étudier ce nouveau type de greffe.
Plusieurs modèles de rats ont déjà été décrits pour la transplantation hétérotopique de la valve aortique dans l’aorte abdominale 12,13,14,15,16,17,18. Cependant, ces modèles sont extrêmement délicats, nécessitant souvent des chirurgiens formés pour opérer avec succès. De plus, ils sont coûteux et prennent beaucoup de temps19. Un nouveau modèle de rat a été développé pour créer un modèle animal plus simple pour étudier l’immunobiologie des greffes de valve cardiaque. Des feuillets valvulaires aortiques simples sont excisés et insérés dans l’espace sous-capsulaire rénal. Le rein est particulièrement adapté à l’étude du rejet de greffe car il est fortement vascularisé avec un accès aux cellules immunitaires circulantes20,21. Alors que plusieurs autres ont utilisé un modèle sous-capsulaire rénal pour étudier la biologie de la transplantation d’autres greffes telles que le pancréas, le foie, les reins et la cornée 22,23,24,25,26,27, il s’agit de la première description de la transplantation de tissu cardiaque dans cette position. Ici, la technique de transplantation est décrite, offrant une étape importante dans l’étude de l’immunologie de la transplantation de valve cardiaque.
Protocol
Representative Results
Discussion
Importance et applications potentielles
Alors que les valves cardiaques mécaniques et bioprothétiques sont couramment utilisées chez les patients adultes nécessitant un remplacement valvulaire, ces valves n’ont pas le potentiel de croissance et, par conséquent, sont sous-optimales pour les patients pédiatriques. La transplantation valvulaire cardiaque est une opération expérimentale conçue pour fournir des remplacements valvulaires cardiaques en croissance aux nouveau-nés et aux nourrisson…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
La figure 1 a été créée avec biorender.com. Ce travail a été soutenu en partie par le programme de recherche chirurgicale de la Fondation AATS à TKR, le Fonds d’excellence pour les enfants détenu par le Département de pédiatrie de l’Université médicale de Caroline du Sud à TKR, une subvention de la Fondation Emerson Rose Heart à TKR, la philanthropie du sénateur Paul Campbell à TKR, les subventions de formation postdoctorale institutionnelle NIH-NHLBI (T32 HL-007260) à JHK et BG, et le Medical University of South Carolina College of Medicine Pre-clerkship FLEX Research Fund to MAH.
Materials
| 0.9% Sodium Chlordie, USP | Baxter | NDC 0338-0048-04 | |
| 4-0 Polyglactin 910 | Ethicon | J415H | |
| 7.5% Povidone-Iodine | CareFusion | 29904-004 | |
| 70% ETOH | Fisher Scientific | BP82031GAL | |
| Anesthesia induction chamber | Harvard Apparatus | 75-2030 | Air-tight inducton chamber for rats |
| Anesthesia machine | Harvard Apparatus | 75-0238 | Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging |
| Anesthesia Mask | Harvard Apparatus | 59-8255 | Rat anesthesia mask |
| Brown Norway Rats (BN/Crl) | Charles River | Strain Code 091 | Male, 5-7 weeks, 100-200 g |
| Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL | PAR Pharmaceutical | NDC 42023-179-05 | 0.03 mg/kg, administered subcutaneously |
| Electric hair clippers | WAHL | 79434 | |
| Electric Heating Pad | Harvard Apparatus | 72-0492 | Maintained at 36-38 °C |
| Heparin | Sagent Pharmaceuticals | NDC 25021-400-10 | 100U/100g injection into the left atrium |
| Insulin Syringe, 1 mL | Fisher Scientific | 14-841-33 | |
| Iris forceps curved | World Precision Instruments | 15917 | |
| Iris forceps straight | World Precision Instruments | 15916 | |
| Isoflurane, USP | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen |
| Lewis Rats (LEW/ Crl) | Charles River | Strain Code 004 | Male, 5-7 weeks, 100-200 g |
| Micro forceps | World Precision Instruments | 500233 | Dumont #5 |
| Micro scissors | World Precision Instruments | 501930 | Spring-loaded Vannas Scissors |
| Needle Driver | World Precision Instruments | 500226 | Ryder Needle Driver |
| Operating microscope | AmScope | SM-3BZ-80S | 3.5x – 90x Stereo Microscope |
| Petri Dish | Fisher Scientific | FB0875714 | |
| Petrolatum ophthalmic ointment | Dechra | NDC 17033-211-38 | |
| Skin staples | Ethicon | PXR35 | Proximate 35 |
| Sterile cotton swabs | Puritan | 25-806 1WC | |
| Sterile gauze sponges | Fisher Scientific | 22-037-902 | |
| Surgical Scissors | World Precision Instruments | 1962C | Metzenbaum Scissors |
| University of Wisconsin Buffer (Servator B) | S.A.L.F S.p.A. | 6484A1 | Stored at 4 °C |
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