Summary

설치류의 이종 주제 심장 판막 이식을위한 단순화 된 모델

Published: September 21, 2021
doi:

Summary

이 프로토콜은 심장 판막의 동종 활성에 대한 연구를 허용하기 위해 신장 캡슐 아래에 대동맥 판막 전단지를 이식하는 간단하고 효율적인 방법을 설명합니다.

Abstract

소아에서 자랄 수있는 심장 판막 교체에 대한 긴급한 임상 적 필요성이 있습니다. 심장 판막 이식은 항응고에 대한 필요없이 체세포 성장이 가능한 내구성있는 심장 판막을 제공 할 수있는 잠재력을 가진 새로운 유형의 이식으로 제안됩니다. 그러나 심장 판막 이식의 면역 생물학은 아직 탐구되지 않았으며,이 새로운 유형의 이식을 연구하기 위해 동물 모델의 필요성을 강조합니다. 복부 대동맥으로의 이질성 대동맥 판막 이식을위한 이전의 쥐 모델이 설명되었지만 기술적으로 어렵고 비용이 많이 듭니다. 이 과제를 해결하기 위해 신장 피막 이식 모델은 설치류에서 심장 판막 이식 면역 생물학을 연구하기위한 실용적이고 직접적인 방법으로 개발되었습니다. 이 모델에서는 단일 대동맥 판막 전단지를 수확하여 신장 피막 하부 공간에 삽입합니다. 신장은 쉽게 접근 할 수 있으며, 이식 된 조직은 혈관이 잘 형성되고 다양한 조직 크기를 수용 할 수있는 피막 하 공간에 안전하게 포함되어 있습니다. 또한, 단일 쥐가 세 개의 기증자 대동맥 전단지를 제공 할 수 있고 단일 신장이 이식 된 조직에 여러 부위를 제공 할 수 있기 때문에 주어진 연구에 더 적은 수의 쥐가 필요합니다. 여기에서, 이식 기술이 설명되어, 심장 판막 이식의 이식 면역학을 연구하는데 있어서 중요한 진전을 제공한다.

Introduction

선천성 심장 결함은 인간에서 가장 흔한 선천성 장애로 매년 1,000 명의 출생 아동 중 7 명에게 영향을미칩니다. 다양한 기계 및 생체 보철 판막이 일상적으로 이식되는 성인 환자와 달리 소아 환자는 현재 밸브 교체를위한 좋은 옵션이 없습니다. 이러한 종래의 임플란트는 수용자 소아에서 성장할 가능성이 없다. 결과적으로, 병적 인 재 수술은 아이들이 성장함에 따라 심장 판막 임플란트를 연속적으로 더 큰 버전으로 교환해야하며, 영향을받는 어린이는 종종 평생 동안 최대 다섯 개 이상의 개방 심장 수술을 필요로합니다 2,3. 연구에 따르면 개입이나 사망으로부터의 자유는 나이가 많은 어린이보다 유아에게 현저히 좋지 않으며, 보철 심장 판막이있는 유아의 60 %는 초기 수술 후 3 년 이내에 재 수술 또는 사망에 직면합니다4. 따라서, 소아 환자에서 성장하고 기능을 유지할 수 있는 심장 판막을 전달해야 할 긴급한 필요성이 존재한다.

수십 년 동안 성장하는 심장 판막 대체물을 제공하려는 시도는 조직 공학 및 줄기 세포에 집중되어 왔습니다. 그러나 이러한 밸브를 클리닉으로 번역하려는 시도는 지금까지 성공하지 못했습니다 5,6,7,8. 이를 해결하기 위해, 심장 판막 이식은 자기 회복과 혈전 생성을 피할 수있는 능력을 가진 성장하는 심장 판막 교체를 제공하는보다 창의적인 수술로 제안됩니다. 전심을 이식하는 대신, 심장 판막 만 이식되고 기존의 심장 이식 또는 로스 폐 사인9,10,11과 유사하게 수용자 아이와 함께 자랄 것입니다. 수술 후, 수용자 어린이는 판막의 성장이 더 이상 필요하지 않을 때 이식 된 판막이 성인 크기의 기계적 보철물로 교환 될 때까지 면역 억제를 받게됩니다. 그러나 심장 판막 이식 이식편의 이식 생물학은 아직 탐구되지 않았습니다. 따라서이 새로운 유형의 이식을 연구하기 위해서는 동물 모델이 필요합니다.

몇몇 래트 모델은 복부 대동맥 내로의 대동맥 판막의 이종 국소 이식을 위해 이전에 기술되었다 12,13,14,15,16,17,18. 그러나 이러한 모델은 엄청나게 까다 롭고 종종 숙련 된 외과 의사가 성공적으로 수술해야합니다. 또한 비용이 많이 들고 시간이 많이 걸립니다19. 심장 판막 이식의 면역 생물학을 연구하기위한 간단한 동물 모델을 만들기 위해 새로운 쥐 모델이 개발되었습니다. 단일 대동맥 판막 전단지를 절제하여 신장 피막 하 공간에 삽입합니다. 신장은 순환 면역 세포20,21에 대한 접근으로 고도로 혈관화되어 있기 때문에 이식 거부를 연구하는 데 특히 적합합니다. 몇몇 다른 사람들이 신장 피막 하 모델을 사용하여 췌장, 간, 신장 및 각막 22,23,24,25,26,27과 같은 다른 동종 이식편 이식의 이식 생물학을 연구했지만,이 위치에서이 위치에서 심장 조직의 이식에 대한 첫 번째 설명입니다. 여기에서, 이식 기술이 설명되어, 심장 판막 이식의 이식 면역학을 연구하는데 있어서 중요한 진전을 제공한다.

Protocol

이 연구는 실험실 동물의 관리 및 사용을위한 국립 보건원 가이드에 따라 동물 연구위원회의 승인을 받았습니다. 1. 동물모델(쥐)에 대한 정보 모든 수술 절차에 대해 최대 20x 배율의 작동 현미경 ( 재료 표 참조)을 사용하십시오. 실험에 필요한 경우 합성(예: 루이스-루이스) 또는 동종이계(예: 루이스-브라운 노르웨이) 균주를 이식에 사용합니다.</li…

Representative Results

쥐 모델에 대한 실험 설계의 그래픽 묘사가 제공됩니다 (그림 1). 또한, 기증자의 심장에서 해부된 대동맥 뿌리와 이식을 위해 준비된 개별 대동맥 판막 전단지도 도 2에 도시되어 있다. 다음으로, 이식용 신장 캡슐 아래의 대동맥판막 전단지의 위치에 대한 대표적인 이미지를 도 3A 및 수용자 랫트 내 3, 7, 및 28일 후(<strong class="xfig"…

Discussion

중요성 및 잠재적 응용 프로그램
기계 및 생체 보철 심장 판막은 판막 교체가 필요한 성인 환자에서 일상적으로 사용되지만, 이러한 판막은 성장할 잠재력이 부족하여 소아 환자에게 차선책입니다. 심장 판막 이식은 선천성 심장 질환을 앓고있는 신생아 및 유아에게 성장하는 심장 판막 대체물을 제공하도록 설계된 실험 수술입니다. 그러나 기존의 심장 이식의 이식 면역 생물학과…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

그림 1은 biorender.com 로 작성되었습니다. 이 작업은 AATS 재단 외과 연구자 프로그램 TKR, 사우스 캐롤라이나 의과 대학의 소아과에서 보유한 어린이 우수 기금, TKR에 대한 에머슨 로즈 심장 재단 보조금, 폴 캠벨 상원 의원의 자선 활동 TKR, NIH-NHLBI 기관 박사후 교육 보조금 (T32 HL-007260)에 의해 JHK 및 BG에 부분적으로 지원되었습니다. 그리고 사우스 캐롤라이나 의과 대학의 의과 대학 사전 서기 FLEX 연구 기금 MAH에.

Materials

0.9% Sodium Chlordie, USP Baxter NDC 0338-0048-04
4-0 Polyglactin 910 Ethicon J415H
7.5% Povidone-Iodine CareFusion 29904-004
70% ETOH Fisher Scientific BP82031GAL
Anesthesia induction chamber Harvard Apparatus 75-2030 Air-tight inducton chamber for rats
Anesthesia machine Harvard Apparatus 75-0238 Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging
Anesthesia Mask Harvard Apparatus 59-8255 Rat anesthesia mask
Brown Norway Rats (BN/Crl) Charles River Strain Code 091 Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL PAR Pharmaceutical NDC 42023-179-05 0.03 mg/kg, administered subcutaneously
Electric hair clippers WAHL 79434
Electric Heating Pad Harvard Apparatus 72-0492 Maintained at 36-38 °C
Heparin Sagent Pharmaceuticals NDC 25021-400-10 100U/100g injection into the left atrium
Insulin Syringe, 1 mL Fisher Scientific 14-841-33
Iris forceps curved World Precision Instruments 15917
Iris forceps straight World Precision Instruments 15916
Isoflurane, USP Piramal Critical Care NDC 66794-017-25 Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen
Lewis Rats (LEW/ Crl) Charles River Strain Code 004 Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Micro forceps World Precision Instruments 500233 Dumont #5
Micro scissors World Precision Instruments 501930 Spring-loaded Vannas Scissors
Needle Driver World Precision Instruments 500226 Ryder Needle Driver
Operating microscope AmScope SM-3BZ-80S 3.5x – 90x Stereo Microscope
Petri Dish Fisher Scientific FB0875714
Petrolatum ophthalmic ointment Dechra NDC 17033-211-38
Skin staples Ethicon PXR35 Proximate 35
Sterile cotton swabs Puritan 25-806 1WC
Sterile gauze sponges Fisher Scientific 22-037-902
Surgical Scissors World Precision Instruments 1962C Metzenbaum Scissors
University of Wisconsin Buffer (Servator B) S.A.L.F S.p.A. 6484A1 Stored at 4 °C

References

  1. Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
  2. Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
  3. Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
  4. Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
  5. Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
  6. Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
  7. Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271 (2017).
  8. Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
  9. Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
  10. Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
  11. Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
  12. Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
  13. Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, (2000).
  14. El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
  15. Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
  16. Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
  17. Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
  18. Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, 257-273 (2021).
  21. Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
  22. Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
  23. Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
  24. Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
  25. Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
  26. Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
  27. Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
  28. Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
  29. Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, (1995).
  30. O’Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
  31. Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
  32. Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
  33. Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
  34. Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
  35. Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
  36. Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).
check_url/kr/62948?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Hill, M. A., Kwon, J. H., Gerry, B., Kavarana, M., Nadig, S. N., Rajab, T. K. A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents. J. Vis. Exp. (175), e62948, doi:10.3791/62948 (2021).

View Video