Summary

通过腰椎池注射在幼年大鼠中鞘内载体给药

Published: March 29, 2024
doi:

Summary

描述了一种外科手术,用于向幼年大鼠的腰椎池进行注射。这种方法已被用于基因治疗载体的鞘内递送,但预计这种方法可用于多种疗法,包括细胞和药物。

Abstract

基因治疗是一项强大的技术,可以将新基因传递给患者以治疗疾病,无论是引入功能基因、灭活有毒基因,还是提供其产物可以调节疾病生物学的基因。治疗载体的给药方法可以采取多种形式,从用于全身给药的静脉输注到直接注射到靶组织中。对于神经退行性疾病,通常希望将转导偏向大脑和/或脊髓。针对整个中枢神经系统的侵入性最小的方法涉及注射脑脊液 (CSF),使治疗药物能够到达中枢神经系统的大部分。将载体输送到脑脊液的最安全方法是腰椎鞘内注射,将针头引入脊髓的腰椎池。这种技术,也称为腰椎穿刺,已广泛用于新生儿和成年啮齿动物以及大型动物模型。虽然该技术在物种和发育阶段之间是相似的,但鞘内空间周围组织的大小、结构和弹性的细微差异需要在方法中进行调整。本文介绍了一种在幼年大鼠中进行腰椎穿刺以递送腺相关血清型 9 载体的方法。在这里,将 25-35 μL 载体注射到腰椎池中,并使用绿色荧光蛋白 (GFP) 报告基因评估每次注射产生的转导谱。讨论了这种方法的好处和挑战。

Introduction

近年来,随着 FDA 批准治疗脊髓性肌萎缩症、视网膜营养不良、因子 IX 血友病、癌症等,病毒介导的基因疗法的前景终于得以实现 1,2,3,4。目前有无数其他疗法正在开发中。基因疗法旨在将治疗基因传递到患者的细胞中。这种新基因的产物可以替代缺陷内源性基因缺失的活性,抑制有毒基因,杀死癌细胞,或提供一些其他有益功能。

对于影响中枢神经系统 (CNS) 的疾病,将基因治疗载体直接递送至靶组织通常是可取的。非全身性方法有两个好处:它们最大限度地减少了可能由外周转导引起的脱靶副作用,并且它们大大减少了在靶组织中达到足够转导水平所需的载体量5

有多种方法可以将基因治疗载体输送到中枢神经系统。脑实质内注射,即将载体直接注射到脊髓或脑组织中,可用于输送到指定区域。然而,对于许多疾病,需要中枢神经系统的广泛转导。这可以通过向脑脊液 (CSF)5 输送载体来实现,脑脊液是流入和流入大脑和脊髓及其周围的液体。有三种主要方法可以将载体输送到 CSF。最具侵入性的方法是脑室内分娩,它涉及在颅骨上钻一个毛刺孔,然后将针头穿过大脑进入侧脑室。这会产生整个大脑的转导。然而,该手术可能导致颅内出血,并且该方法通常仅产生有限的脊髓转导6。注射到颅底的脑池大池中侵入性较小,但有损伤脑干的风险。虽然在动物研究中经常使用5,但注射到大池中在临床上不再常规使用7。腰椎穿刺是进入脑脊液的侵入性最小的方法。这包括在两个腰椎之间放置一根针并插入腰椎池。

用于载体输送的腰椎穿刺在成年大鼠和小鼠以及新生小鼠中常规进行 8,9。这项研究的作者最近对幼年大鼠(28-30 日龄)进行了腰椎穿刺,以提供腺相关病毒血清型 9 (AAV9) 载体。在成年大鼠中,将新生儿腰椎穿刺针垂直放置在 L3 和 L4 椎骨之间9。正确放置会导致尾部甩动和脑脊液向上流入针头储液器。然而,在幼年大鼠中,这些读数都无法实现。然后,作者尝试使用以 L5 和 L610 之间的角度插入的 27 G 胰岛素注射器来适应成年小鼠程序。在通常小于P28大鼠的成年小鼠中,这不会产生尾巴甩动,但是通过注射剂的回流可以明显看出不正确的针头放置。然而,在幼年大鼠中,这种方法一致地导致注射剂是硬膜外给药的,这可能是由于成年小鼠和幼年大鼠之间脊髓周围组织层的弹性不同所致。接下来评估导管入路。具体来说,通过腰椎池硬脑膜的切口引入导管,直至胸椎中脊髓;然而,这种方法导致注射液在分娩过程中大量回流出切口部位。尝试使用导针经皮将导管插入鞘内腔也未成功。由于椎板间宽度较窄,导管可能会撞击喙部椎板而无法前进。

在这里,描述了一种 通过 在幼年大鼠中通过腰椎穿刺实现成功且可重复的溶液递送的方法。这种方法可用于病毒载体,也可能用于细胞、药物和其他疗法。

Protocol

这项研究得到了埃默里大学机构动物护理和使用委员会 (IACUC) 的批准。本研究使用Sprague-Dawley大鼠(28-30日龄,质量范围约为90-135g,雄性和雌性)。 1. 载体的制备 在程序开始时在冰上解冻 AAV9 载体(参见 材料表)。 在台式离心机中短暂离心含有载体的微量离心管,以确保所有液体都在管的底部。 轻轻轻弹微量离心管,确保…

Representative Results

为了确定注射技术的准确性,使用染料台盼蓝作为治疗剂的替代物。这种染料很容易与蛋白质结合,因此它通常保持在注射到的结构内。这意味着染料可能无法准确预测治疗剂的注射后分布;它只是用来揭示注射的准确性。当成功引入腰椎池时,台盼蓝会与硬脑膜结合,染上脊髓周边的蓝色。然而,当针头无法穿透硬脑膜时,染料最终会进入硬膜外腔。硬脑膜和周围组织(骨骼表面以及连接椎板的…

Discussion

多种疾病会影响中枢神经系统。对于那些本质上是隐性和单基因的,如脊髓性肌萎缩症,通过病毒载体提供相关基因的功能拷贝是一种有吸引力的治疗策略。然而,血脑屏障 (BBB) 排除了大多数静脉注射的基因治疗载体11。那些可以穿过 BBB 的药物,例如 AAV9,必须以高剂量给药,以克服由于外周转导引起的载体丢失12。年龄也是一个障碍。对各种 AAV 血清型的?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

作者要感谢德克萨斯大学西南分校的 Steven Gray、Matthew Rioux、Nanda Regmi 和 Lacey Stearman 对幼年大鼠鞘内注射所带来的挑战进行了富有成效的讨论。这项工作部分得到了Jaguar Gene Therapy(JLFK)的资金支持。

Materials

200 µL filtered pipette tips MidSci PR-200RK-FL Pipetting virus
AAV9-GFP Vector Builder P200624-1005ynr AAV9 vector expressing GFP
Absorbable Suture with Needle Coated Vicryl Polyglactin 910 FS-2 3/8 Circle Reverse Cutting Needle Size 4 – 0 Braided McKesson J422H Suture
Bench pad VWR 56616-031 Surgery
Braintree Scientific Isothermal Pads, 8'' x 8'' Fisher Scientific 50-195-4664 Maintains body temperature
Buprenorphine McKesson 1013922 Analgesic
Buprenorphine-ER (1 mg/mL) Zoopharma Extended-release analgesic
Cotton swabs Fisher Scientific 19-365-409 Blood removal
Drape, Mouse, Clear Plastic, 12" x 12", with Adhesive Fenestration Steris 1212CPSTF Surgical drape
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11251-20 Forceps
Electric Blanket CVS Health CVS Health Series 500 Extra Long Heating Pad
Eppendorf Research plus, 1-channel pipette, variable, 20–200 µL Eppendorf 3123000055 Pipetting virus
Fine Scissors Fine Science Tools 14059-11 Curved surgical scissors
Friedman-Pearson Rongeurs Fine Science Tools 16121-14 Laminectomy
Halsey Needle Holders Fine Science Tools 12001-13 Needle driver
Insulin Syringes with Ultra-Fine Needle 12.7 mm x 30 G 3/10 mL/cc BD 328431 Syringe
Isoflurane McKesson 803250 Anesthetic
Isopropanol wipes Fisher Scientific 22-031-350 Skin disinfection
Lidocaine, 1% McKesson 239935 Local anesthesia
Microcentrifuge Tubes: 1.5mL Fisher Scientific 05-408-137 Loading the syringe
Povidone-iodine Fisher Scientific 50-118-0481 Skin disinfection
Scalpel Handle – #4 Fine Science Tools 10004-13 Scalpel blade holder
Sure-Seal Induction Chamber Braintree Scientific EZ-17 Anesthesia box
Surgical Blade Miltex Carbon Steel No. 11 Sterile Disposable Individually Wrapped McKesson 4-111 #11 Scalpel blade
SYSTANE NIGHTTIME Eye Ointment Alcon Eye ointment
Trypan Blue VWR 97063-702 Injection

References

  1. Wurster, C., Petri, S. Progress in spinal muscular atrophy research. Curr Opin Neurol. 35 (5), 693-698 (2022).
  2. Wu, K. Y., et al. Retinitis pigmentosa: Novel therapeutic targets and drug development. Pharmaceutics. 15 (2), 685 (2023).
  3. Larkin, H. First FDA-approved gene therapy for hemophilia. JAMA. 329 (1), 14 (2023).
  4. Lee, A. Nadofaragene firadenovec: First approval. Drugs. 83 (4), 353-357 (2023).
  5. Taghian, T., et al. A safe and reliable technique for CNS delivery of AAV vectors in the cisterna magna. Mol Ther. 28 (2), 411-421 (2020).
  6. Donsante, A., et al. Intracerebroventricular delivery of self-complementary adeno-associated virus serotype 9 to the adult rat brain. Gene Ther. 23 (5), 401-407 (2016).
  7. Pellot, J. E., Jesus, O. D. Suboccipital puncture. [Updated 2022 Jul 25]. StatPearls [Internet]. , (2022).
  8. Elliger, S. S., Elliger, C. A., Aguilar, C. P., Raju, N. R., Watson, G. L. Elimination of lysosomal storage in brains of MPS vii mice treated by intrathecal administration of an adeno-associated virus vector. Gene Ther. 6 (6), 1175-1178 (1999).
  9. De La Calle, J. L., Paino, C. L. A procedure for direct lumbar puncture in rats. Brain Res Bull. 59 (3), 245-250 (2002).
  10. O’connor, D. M., Lutomski, C., Jarrold, M. F., Boulis, N. M., Donsante, A. Lot-to-lot variation in adeno-associated virus serotype 9 (AAV9) preparations. Hum Gene Ther Methods. 30 (6), 214-225 (2019).
  11. Manfredsson, F. P., Rising, A. C., Mandel, R. J. AAV9: A potential blood-brain barrier buster. Mol Ther. 17 (3), 403-405 (2009).
  12. Hudry, E., Vandenberghe, L. H. Therapeutic AAV gene transfer to the nervous system: A clinical reality. Neuron. 101 (5), 839-862 (2019).
  13. Georg-Fries, B., Biederlack, S., Wolf, J., Zur Hausen, H. Analysis of proteins, helper dependence, and seroepidemiology of a new human parvovirus. Virology. 134 (1), 64-71 (1984).
  14. Schulz, M., et al. Binding and neutralizing anti-aav antibodies: Detection and implications for rAAV-mediated gene therapy. Mol Ther. 31 (3), 616-630 (2023).
  15. Gray, S. J., Nagabhushan Kalburgi, S., Mccown, T. J., Samulski, J. R. Global CNS gene delivery and evasion of anti-aav-neutralizing antibodies by intrathecal aav administration in non-human primates. Gene Ther. 20 (4), 450-459 (2013).
  16. Meyer, K., et al. Improving single injection CSF delivery of AAV9-mediated gene therapy for sma: A dose-response study in mice and non-human primates. Mol Ther. 23 (3), 477-487 (2015).
  17. Hinderer, C., et al. Evaluation of intrathecal routes of administration for adeno-associated viral vectors in large animals. Hum Gene Ther. 29 (1), 15-24 (2018).
  18. Wang, Y. F., et al. Cerebrospinal fluid leakage and headache after lumbar puncture: A prospective non-invasive imaging study. Brain. 138, 1492-1498 (2015).
  19. Hordeaux, J., et al. Adeno-associated virus-induced dorsal root ganglion pathology). Hum Gene Ther. 31 (15-16), 808-818 (2020).
  20. Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 106-107, 1-16 (2013).
  21. Fang, H., et al. Comparison of adeno-associated virus serotypes and delivery methods for cardiac gene transfer. Hum Gene Ther Methods. 23 (4), 234-241 (2012).
This article has been published
Video Coming Soon
Keep me updated:

.

Cite This Article
Donsante, A., Rasmussen, S. A., Fridovich-Keil, J. L. Intrathecal Vector Delivery in Juvenile Rats via Lumbar Cistern Injection. J. Vis. Exp. (205), e66463, doi:10.3791/66463 (2024).

View Video