Summary

Analisi morfologica del Drosophila Larvale dendriti sensoriali e periferico Neuron assoni utilizzo Mosaici genetici

Published: November 07, 2011
doi:

Summary

I neuroni sensoriali arborizzazione dendritica del<em> Drosophila</em> Larvale sistema nervoso periferico sono modelli utili per chiarire sia generale e classe di neuroni specifici meccanismi di differenziazione dei neuroni. Vi presentiamo una guida pratica per generare e analizzare arborizzazione dendritica dei neuroni mosaici genetici.

Abstract

Sviluppo del sistema nervoso richiede la corretta specificazione della posizione dei neuroni e l'identità, seguita da accurate neurone classe specifico per lo sviluppo dendritiche e cablaggio assonale. Recentemente l'arborizzazione dendritica (DA) neuroni sensoriali del sistema nervoso periferico Drosophila larvale (PNS) sono diventati potenti modelli genetici in cui per chiarire sia i meccanismi generali e specifiche della classe di differenziazione dei neuroni. Ci sono quattro principali classi di neuroni DA (I-IV) 1. Essi sono chiamati in ordine crescente di complessità dendrite pergolato, e sono specifiche della classe differenze nel controllo genetico della loro differenziazione 2-10. Il sistema DA sensoriale è un modello pratico per studiare i meccanismi molecolari alla base il controllo della morfologia dendritica 11-13 perché: 1) si può usufruire di potenti strumenti genetici disponibili nel moscerino della frutta, 2) il procuratore neurone dendrite pergolato si estende in soli 2 dimensioni sotto un ottica CLEar cuticola larvale che la rende facile la visualizzazione ad alta risoluzione in vivo, 3) la classe-specifica diversità nella morfologia dendritica facilita un'analisi comparativa per trovare elementi chiave Controllando la formazione di alberi dendritici semplici vs altamente ramificata, e 4) dendritiche pergolato stereotipata forme differenti di neuroni DA facilitare morfometriche analisi statistiche.

DA l'attività dei neuroni modifica l'uscita di un generatore di pattern locomozione larvale centrale 14-16. Le diverse classi di neuroni DA sono distinte modalità sensoriali, e la loro attivazione provoca diverse risposte comportamentali 14,16-20. Inoltre, diverse classi di inviare proiezioni stereotipo assonale nel sistema nervoso centrale Drosophila larvale nel cordone nervoso ventrale (VNC) 21. Queste proiezioni terminare con le rappresentazioni topografiche di entrambe le modalità DA neuroni sensoriali e la posizione nella parete del corpo del campo dendritiche 7,22, 23. Quindi l'esame di proiezioni DA assonale può essere usata per chiarire i meccanismi alla base mappatura topografica 7,22,23, così come il cablaggio di un semplice locomozione larvale circuito modulante 14-17.

Vi presentiamo qui una guida pratica per generare e analizzare i mosaici genetici 24 neuroni DA marcatura tramite MARCM (Analisi Mosaico con un marcatore cellulare reprimibile) 1,10,25 e Flp-out 22,26,27 tecniche (riassunti nella fig. 1).

Protocol

1.Preparazione di reagenti Preparare Ca + +-libero HL3.1 saline 28. In mM: 70 NaCl, 5 KCl, 20 MgCl 2, 10 NaHCO 3, 5 HEPES, 115 saccarosio, trealosio e 5; pH 7,2. Filtro sterilizzare e conservare a 4 ° C. Nota: Ca + +-senza soluzione impedisce la contrazione muscolare durante la dissezione. Fai la poli-L-lisina (PLL) coprioggetto. Sciogliere 100mg PLL in acqua 4.2ml e fare aliquote 300μl in tubi Eppendorf e co…

Discussion

La Drosophila larvale DA modello neurone fornisce un ottimo sistema per investigare i meccanismi genetici che controllano la morfologia dei neuroni e la formazione di circuito. MARCM è generalmente utilizzato per l'etichettatura e per la generazione di mutanti DA cloni neurone. Per MARCM abbiamo utilizzare un pan-neurale (es. GAL4 C155) o DA neurone specifico driver. Utilizzando un pan-neurali del driver è possibile usare direttamente diversi stock ampiamente disponibili presso…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori ringraziano RIKEN per il finanziamento. Ringraziamo anche Cagri Yalgin, Caroline Delandre, e Jay Parrish per le discussioni sui protocolli di genetica e di immunoistochimica.

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments (optional)
SZX16 fluorescence dissection microscope (with GFPHQ filter) Olympus SZX16  
Live Insect Forceps FST 26030-10  
26mm x 76mm depression slide glass Toshinriko Co. T8-R004  
Sylgard 184 (or Silpot 184) Dow Corning 3097358-1004  
Poly-L-lysine Sigma P-1524 This product has proven most effective
DPX mounting medium Sigma 44581  
Rabbit anti-GFP Invitrogen A-11122 Dilution 1:500
Rat anti-CD8 Caltag 5H10 Dilution 1:200
Mouse anti-CD2 AbD serotec MCA443R Dilution 1:700
Mouse anti-Fasciclin2 DSHB 1D4 Dilution 1:10

Referências

  1. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129, 2867-2878 (2002).
  2. Crozatier, M., Vincent, A. Control of multidendritic neuron differentiation in Drosophila: the role of Collier. Dev Biol. 315, 232-242 (2008).
  3. Hattori, Y., Sugimura, K., Uemura, T. Selective expression of Knot/Collier, a transcriptional regulator of the EBF/Olf-1 family, endows the Drosophila sensory system with neuronal class-specific elaborated dendritic patterns. Genes Cells. 12, 1011-1022 (2007).
  4. Jinushi-Nakao, S. Knot/Collier and cut control different aspects of dendrite cytoskeleton and synergize to define final arbor shape. Neuron. 56, 963-978 (2007).
  5. Sugimura, K., Satoh, D., Estes, P., Crews, S., Uemura, T. Development of morphological diversity of dendrites in Drosophila by the BTB-zinc finger protein abrupt. Neuron. 43, 809-822 (2004).
  6. Li, W., Wang, F., Menut, L., Gao, F. B. BTB/POZ-zinc finger protein abrupt suppresses dendritic branching in a neuronal subtype-specific and dosage-dependent. 43, 823-834 (2004).
  7. Zlatic, M., Landgraf, M., Bate, M. Genetic specification of axonal arbors: atonal regulates robo3 to position terminal branches in the Drosophila nervous system. Neuron. 37, 41-51 (2003).
  8. Grueber, W. B., Ye, B., Moore, A. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Dendrites of distinct classes of Drosophila sensory neurons show different capacities for homotypic repulsion. Curr Biol. 13, 618-626 (2003).
  9. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Different levels of the homeodomain protein cut regulate distinct dendrite branching patterns of Drosophila multidendritic neurons. Cell. 112, 805-818 (2003).
  10. Moore, A. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. hamlet, a binary genetic switch between single- and multiple- dendrite neuron morphology. Science. 297, 1355-1358 (2002).
  11. Gao, F. B., Brenman, J. E., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Genes regulating dendritic outgrowth, branching, and routing in Drosophila. Genes Dev. 13, 2549-2561 (1999).
  12. Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136, 1049-1061 (2009).
  13. Moore, A. W. Intrinsic mechanisms to define neuron class-specific dendrite arbor morphology. Cell Adh. Migr. 2, 81-82 (2008).
  14. Hughes, C. L., Thomas, J. B. A sensory feedback circuit coordinates muscle activity in Drosophila. Mol. Cell. Neurosci. 35, 383-396 (2007).
  15. Nishimura, Y. Selection of Behaviors and Segmental Coordination During Larval Locomotion Is Disrupted by Nuclear Polyglutamine Inclusions in a New Drosophila Huntington’s Disease-Like Model. J Neurogenet. 24, 194-206 (2010).
  16. Song, W., Onishi, M., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Peripheral multidendritic sensory neurons are necessary for rhythmic locomotion behavior in Drosophila larvae. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104, 5199-5204 (2007).
  17. Hwang, R. Y. Nociceptive neurons protect Drosophila larvae from parasitoid wasps. Curr Biol. 17, 2105-2116 (2007).
  18. Xiang, Y. Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall. Nature. 468, 921-926 (2010).
  19. Cheng, L. E., Song, W., Looger, L. L., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The role of the TRP channel NompC in Drosophila larval and adult locomotion. Neuron. 67, 373-380 (2010).
  20. Babcock, D. T., Landry, C., Galko, M. J. Cytokine signaling mediates UV-induced nociceptive sensitization in Drosophila larvae. Curr Biol. 19, 799-806 (2009).
  21. Hafer, N., Schedl, P. Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster. J. Vis. Exp. (1), e85-e85 (2006).
  22. Grueber, W. B. Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology. Development. 134, 55-64 (2007).
  23. Merritt, D. J., Whitington, P. M. Central projections of sensory neurons in the Drosophila embryo correlate with sensory modality, soma position, and proneural gene function. J Neurosci. 15, 1755-1767 (1995).
  24. Blair, S. S. Genetic mosaic techniques for studying Drosophila development. Development. 130, 5065-5072 (2003).
  25. Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis. Neuron. 22, 451-461 (1999).
  26. Wong, A. M., Wang, J. W., Axel, R. Spatial representation of the glomerular map in the Drosophila protocerebrum. Cell. 109, 229-241 (2002).
  27. Shimono, K. Multidendritic sensory neurons in the adult Drosophila abdomen: origins, dendritic morphology, and segment- and age-dependent programmed cell death. Neural Dev. 4, 37-37 (2009).
  28. Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18, 377-402 (2004).
  29. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. . Drosophila Protocols. , (2000).
  30. Kaczynski, T. J., Gunawardena, S. Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos. J. Vis. Exp. (46), e2150-e2150 (2010).
  31. Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and preparing Drosophila embryos for electrophysiological recording and other procedures. J Vis Exp. , (2009).
  32. Medina, P. M., Swick, L. L., Andersen, R., Blalock, Z., Brenman, J. E. A novel forward genetic screen for identifying mutations affecting larval neuronal dendrite development in Drosophila melanogaster. Genética. 172, 2325-2335 (2006).
  33. Mirouse, V., Swick, L. L., Kazgan, N., St Johnston, D., Brenman, J. E. LKB1 and AMPK maintain epithelial cell polarity under energetic stress. J Cell Biol. 177, 387-392 (2007).
  34. Brent, J., Werner, K., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. 25, e1108-e1108 (2009).
  35. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
  36. Sugimura, K. Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons. J Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).
  37. Zito, K., Parnas, D., Fetter, R. D., Isacoff, E. Y., Goodman, C. S. Watching a synapse grow: noninvasive confocal imaging of synaptic growth in Drosophila. Neuron. 22, 719-729 (1999).
  38. Landgraf, M., Sanchez-Soriano, N., Technau, G. M., Urban, J., Prokop, A. Charting the Drosophila neuropile: a strategy for the standardised characterisation of genetically amenable neurites. Dev Biol. 260, 207-225 (2003).
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Citar este artigo
Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics. J. Vis. Exp. (57), e3111, doi:10.3791/3111 (2011).

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