Summary

Eine schnelle und spezifische Mikroplatten-Assay zur Bestimmung der Intra-und extrazelluläre Ascorbat in kultivierten Zellen

Published: April 11, 2014
doi:

Summary

Ascorbat spielt eine wichtige Rolle in zahlreichen zellulären Stoffwechsels, von denen viele nur für Licht in den letzten Jahren. Hier beschreiben wir einen mittleren Durchsatz, spezifisch und kostengünstig Mikrotiterplatten-Assay zur Bestimmung von intra-und extrazellulären Ascorbat in Zellkultur.

Abstract

Vitamin C (Ascorbat) spielt eine wichtige Rolle bei zahlreichen zellulären Stoffwechsels, von denen viele nur für Licht in den letzten Jahren. Zum Beispiel im Gehirn wirkt Ascorbat in einer neuroprotektiven und neuromodulatorischen Weise, Ascorbat Zyklen zwischen Neuronen und Astrozyten vicinalen beinhaltet – eine Beziehung, die entscheidend für die Homöostase Gehirn Ascorbat zu sein scheint. Darüber hinaus Anzeichen dafür stark darauf hin, dass Ascorbat hat eine stark erweiterte Rolle bei der Regulierung zellulärer und systemischer Eisenstoffwechsel als klassisch anerkannt ist. Die zunehmende Anerkennung der integrale Rolle von Ascorbat in normalen und deregulierte zelluläre Physiologie der Organismen und erfordert eine Reihe von Mitteldurchsatz und hohe Empfindlichkeit analytischer Techniken, die ohne die Notwendigkeit für sehr teure Spezialausrüstung ausgeführt werden können. Hier stellen wir explizite Anweisungen für einen mittleren Durchsatz, spezifische und relativ kostengünstige Mikroassay zur Bestimmung von both intra-und extrazellulären Ascorbat in Zellkultur.

Introduction

Die Entdeckung der chemischen Natur von Ascorbinsäure (Vitamin C), und seiner Identifikation als der lange gesuchte "Anti-Skorbut-Faktor", von Albert Szent-Györgyi und andere in Papiere von 1928 bis 1934 veröffentlicht waren ein Wahrzeichen Ereignisse in der Geschichte der Biochemie. Tatsächlich trugen diese Entdeckungen Szent-Györgyi auf, die im Jahr 1937 den Nobelpreis für Physiologie oder Medizin. Die ständig wachsende Palette von Rollen für Ascorbat in Tier-und Pflanzenphysiologie, sowie die menschliche Gesundheit, weiterhin die Themen der aktiven wissenschaftlichen sein Untersuchung und Kontroversen.

L-Ascorbat ist eine reichlich vorhandene physiologische Reduktionsmittel und Enzym-Cofaktor in Säugersystemen, und trägt zu zahlreichen gut definierten enzymatischen Reaktionen, die die Hydroxylierung von Kollagen, Carnitin-Biosynthese und Norepinephrin, Tyrosin-Stoffwechsel und Peptidhormon Amidierung 2. Interessanterweise Montage evideNCE legt nahe, dass Ascorbat spielt eine Rolle bei der Stimulierung anderer Eisen-abhängige Dioxygenasen, wie die Prolyl-Hydroxylasen und Asparaginyl bei der Hydroxylierung beteiligt und Ausrichtung der Hypoxie-induzierbaren Faktoren (HIFs) und 1α 2α 3. Ein neuer Bericht legt nahe, dass Ascorbat spielt eine Rolle bei der T-Zellreifung durch Chromatin beeinflusst Demethylierung über seine Tätigkeit bei der Stimulierung der Kern Hydroxylasen, Jumonji C (JmjC) Domain-Proteine; von denen die letztere scheinen Ascorbat für volle Aktivität 4 erfordern. Tatsächlich ist die Stimulierung solcher Enzyme durch Ascorbat scheint durch einen ähnlichen Mechanismus auf die Stimulation auftreten durch Ascorbat der HIF-Hydroxylasen und Kollagen. Unter anderen klassischen Wirkungen beiträgt Ascorbat signifikant die zelluläre Antioxidation als wasserlösliches Kettenabbruch Radikalfänger 5 und dem Recycling von Plasmamembran-α-Tocopherol (Vitamin E) über die Reduktion der α-tocopheroxyl Rest 6, welche ist beim Schutz gegen Membranlipidperoxidation 7 wichtig. Wichtig ist, dass obwohl die meisten Säugetiere sind in der Lage, de novo hepatische Synthese von Ascorbat aus D-Glucose, höhere Primaten, Meerschweinchen und einige Fledermäuse hängen von Nahrungsquellen von Vitamin 8. Dies beruht auf der Inaktivierung des Gens GULO die Orthologe davon unberührt in Säugern codieren, das Enzym γ-Gulono-lacton-Oxidase 9-13. Dieses Enzym ist für die endgültige Reaktion in Ascorbat-Biosynthese aus Glucose 13 erforderlich.

Nach Transporter-vermittelte Resorption aus dem Darmlumen in den Menschen, Ascorbat während des Körpers durch das Kreislaufsystem verteilt. Das Vitamin wird in der Regel in seiner reduzierten Form in millimolaren Konzentrationen intrazellulär (mit der Ausnahme von Erythrozyten in dem die Konzentrationen sind in der Regel ähnlich wie der vorherrschende Plasmakonzentration) und in mikromolaren konz gefundenentrations (zB 50-200 uM) in den meisten extrazellulären Flüssigkeiten 14,15.

Unter physiologischen Bedingungen, Ascorbat in der Regel eine reversible Ein-Elektronen-Oxidation zum Radikal ascorbyl (AFR, auch als monodehydroascorbate oder semidehydroascorbate bekannt). Während der AFR ist ein relativ stabiles Radikal 16, in der Abwesenheit von seiner schnellen Ein-Elektronen-enzymatische Reduktion zurück zu Ascorbat können zwei AFRS disproportioniert einem Ascorbat und ein Dehydroascorbat (DHA) 9,13,17 fördern. Im Inneren der Zelle, die zwei-Elektronen-Oxidationsprodukt von Ascorbat, DHA, schnell wieder auf Ascorbat durch Glutathion und NAD (P) H-abhängige enzymatische und nicht-enzymatische Reaktionen, 13 reduziert werden.

Während es klassisch wird akzeptiert, dass Ascorbat einzige bedeutende Rolle im Eisenstoffwechsel ist die Nahrungsaufnahme von Nicht-Häm-Eisen-18 zu stimulieren, die wir und andere zur Verfügung gestellt haben Beweise strongly darauf hindeutet, dass Ascorbat spielt eine stark erweiterte Rolle im Stoffwechsel von diesem Metall. Zunächst erscheint Ascorbat, die durch Ascorbat-voll-Zellen freigesetzt wird, eine wichtige Rolle bei der Modulation der Aufnahme von Nicht-Transferrin-gebundenem Eisen von 19,20 Zellen zu spielen, und sehr neue Hinweise darauf, dass Ascorbat moduliert auch die Aufnahme von Transferrin-gebundenes Eisen von Zellen 21, von denen die letztere entspricht einer physiologischen Haupteisenaufnahmestrecke 22.

Ascorbat ist wichtig für die normale Funktion des zentralen Nervensystems bei Säugetieren 23,24. Zusammen mit der Nebennierenrinde, Hypophyse, Thymus, Retina und Gelbkörper enthält das Gehirn hohen Konzentrationen von Ascorbat im Vergleich zu anderen Körpergeweben 23,25-27. Zusätzlich wird die Belichtung beider 28,29 Astrozyten und Neuronen-ähnliche Zellen 30 zu Glutamat bekannt, die Freisetzung von Ascorbat in den extrazellulären Raum, in dem die Auslösung ascorbatE soll helfen Neuronen schützen vor Glutamat-induzierten neuronalen Dysfunktion 31. Während der genaue Mechanismus der Glutamat-induzierten Freisetzung aus Astrozyten Ascorbat unbekannt ist, haben wir vor kurzem legte Beweise, die die Beteiligung der Zelle Schwellungen, die durch Glutamataufnahme verursacht durch die Astrozyten Glutamat und Aspartat-Transporter (GLAST, auch bekannt exzitatorischen Aminosäuretransporter-Isoform 1 [EAAT1 ] beim Menschen) und damit die Aktivierung des Volumens empfindlichen Osmolyten und Anionen-Kanäle (VSOACs), die durchlässig für kleine organische Anionen wie Ascorbat 32. Die molekularen Identitäten der Kanäle in der Plasmamembran VSOAC Bildung beteiligt noch identifiziert werden 33,34.

Obwohl viele Assays zur Bestimmung von Ascorbat in biologischen Proben, die spektrophotometrische, fluorometrische und chromatographische Assays 35,36 umfassen entwickelt wurde, gibt es viel Variabilität in der Spezifität, Empfindlichkeit, interference von chemischen Verunreinigungen, effektive linearen Bereich und die Stabilität der Endpunkt Analyten. Zusätzlich können andere wichtige Faktoren, die die Wahl beeinflussen, sind Assay Schnelligkeit, einfache Handhabung und den Zugang zu relativ spezialisierte Ausrüstung wie einer Hochleistungs-Flüssigkeits-Chromatographie (HPLC)-Gerät.

Hier stellen wir eine einfache und sehr spezifische kolorimetrische Mikrotiterplatten-Assay zur Bestimmung der intrazellulären Ascorbat in kultivierten Zellen, sowie einen separaten Assay zur Bestimmung von Ascorbat-Efflux aus kultivierten Zellen. Letztere Assay zielt darauf ab, das Problem der Unterschätzung der Ascorbat Freisetzung aus den Zellen aufgrund der schnellen Wiederaufnahme des frei Ascorbat durch natriumabhängigen Transport Ascorbat (SVCTs) zu umgehen. Obwohl beide Methoden haben in einigen unserer bisherigen Veröffentlichungen 19,20,32,37,38 erschien, bietet diese Handschrift eine explizite Reihe von Anweisungen und Leitlinien für ihre effiziente Ausführung.

Protocol

1. Bestimmen Intrazelluläre Ascorbat in kultivierten Zellen Zellkultur-und Ernte Wachsen Suspension (z. B. Mensch erythroleukemia, K562) oder adhärenten Zellen (zB primäre Astrozyten) mit Standard-Kulturverfahren 19-21,32,38. Hinweis: Um sicherzustellen, Zellen enthalten Ascorbat, laden kultivierten Zellen mit Ascorbat entweder als Ascorbat oder DHA 33,39. Neues Ascorbat haltigen Zellextrakt Inku…

Representative Results

Bestimmung der intrazellulären Ascorbat in kultivierten Suspensionszellen Im ersten Test (Abbildung 1), ist die intrazelluläre Ascorbat bestimmt, nach Ascorbat spezifische (dh, AO-und Kleinschreibung) Reduktion von Ferricyanid zu Ferrocyanid, mit Hilfe der hochempfindlichen Bestimmung von Blutlaugen durch eine zuvor veröffentlichten Verfahren 37. Der Nachweis von Ascorbat auf der kolorimetrischen Chelatisierung von Eisen, die von der Ascorbat-abhängige R…

Discussion

In der vorliegenden Arbeit werden zwei schnelle, spezifische und relativ empfindliche kolorimetrische Mikrotiterplatten-Assays zur Bestimmung von Ascorbat aus den intra-und extrazellulären Kompartimenten in kultivierten Zellen. Die Tests können mit Zugang zu Standard-Labor-Ausrüstung und Reagenzien durchgeführt werden. Die nur moderat kostspielig Reagens für den Assay erforderlich ist, AO, was wesentlich ist, da es einen hohen Grad an Spezifität gegenüber Analyt-L-ascorbat verleiht….

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wir sind dankbar, dass Dr. Stephen Robinson und Frau Hania Czerwinska (Monash University) für die großzügige Versorgung der Astrozyten-Kulturen.

Materials

Nunc 96-well flat-bottom plates Thermo 269620 Any flat-bottom 96-well plate can be used
Refrigerated benchtop microcentrifuge Eppendorf  5415D A non-refrigerated microcentrifuge that has been equilibrated to temperature in a cold room can also be used
Refrigerated bench-top centrifuge Eppendorf  5810R Swing-bucket
Bio-Rad Benchmark Plus Microplate Spectrophotometer Bio-Rad Any microplate spectrophotometer capable of reading at 593 nm can be used and is recommended. If a filter-based plate reader is used, choose the closest wavelength possible and use the standard-curve method.
Ependorf MixMate (microplate orbital mixer) Eppendorf  This is a very versatile and reliable microplate mixer and works very well for these assays
General-purpose buffers
Phosphate-buffered saline (PBS), pH 7.4
MOPS-buffered saline (MBS); 137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 15 mM MOPS-Na+, pH 7.3
MBS + 5 mM D-glucose (MBS/D)
HEPES-buffered saline + 5 mM D-glucose (HBS/D); 137 mM NaCl, 5.2 mM KCl, 1.8 mM CaCl2•2 H2O, 0.8 mM MgSO4•7 H2O, 5 mM D-glucose, 20 mM HEPES-Na+, pH 7.3)
Cell permeabilisation buffer (CPB; 0.1% saponin in PBS)
General chemicals
L-ascorbic acid or sodium L-ascorbate Sigma-Aldrich Highest purity preparations should be obtained
Dehydro-L-ascorbic acid (DHA) dimer Sigma-Aldrich 30790 Aqueous solutions theoretically yield 2 moles of DHA monomer per mole of DHA dimer
Cytochalasin B Sigma-Aldrich C6762 Stock solutions prepared in DMSO or ethanol
Ascorbate oxidase (AO) Sigma-Aldrich A0157 Stock solutions (120 U/ml) can be prepared in PBS or MBS and then frozen in aliquots
Potassium ferricyanide (FIC) Sigma-Aldrich 455989 Trihydrate
Ferene-S (3-(2-Pyridyl)-5,6-di(2-furyl)-1,2,4-triazine-5′,5′′-disulfonic acid disodium salt) Sigma-Aldrich 92940
Sodium L-glutamate Sigma-Aldrich
L-glutamine Sigma-Aldrich
Saponin Sigma-Aldrich 47036 Prepare a 0.1% stock solution
Stock solutions for intracellular ascorbate determination assay
3 M sodium acetate (pH 6.0)
Glacial acetic acid
0.2 M citric acid
3.3 mM FeCl3 in 0.1 M acetic acid
30 mM ferene-S
50% (v/v) acetic acid + 30% (w/v) trichloroacetic acid (TCA)
Stock solutions for ascorbate-efflux assay
AO (120 U/ml)
2.4 mM ferene-S
0.12 mM FeCl3 in 0.6 mM sodium-citrate

Referências

  1. Buettner, G. R., Schafer, F. Q. Albert Szent-Györgyi: vitamin C identification. Biochem. J. , (2006).
  2. Padayatty, S. J., Levine, M. New insights into the physiology and pharmacology of vitamin. C. Can. Med. Assoc. J. 164, 353-355 (2001).
  3. Flashman, E., Davies, S. L., Yeoh, K. K., Schofield, C. J. Investigating the dependence of the hypoxia-inducible factor hydroxylases (factor inhibiting HIF and prolyl hydroxylase domain 2) on ascorbate and other reducing agents. Biochem. J. 427, 135-142 (2010).
  4. Manning, J., et al. Vitamin C Promotes Maturation of T-Cells. Antioxid. Redox Signal. 19, 2054-2067 (2013).
  5. Asard, H., et al., Banerjee, R., et al. . Redox Biochemistry. , 22-37 (2007).
  6. Aguirre, R., May, J. M. Inflammation in the vascular bed: Importance of vitamin. C. Pharmacol. Ther. 119, 96-103 (2008).
  7. May, J. M., Qu, Z. -. c., Mendiratta, S. Protection and recycling of a-tocopherol in human erythrocytes by intracellular ascorbic acid. Arch. Biochem. Biophys. 349, 281-289 (1998).
  8. Chatterjee, I. B., Majumder, A. K., Nandi, B. K., Subramanian, N. Synthesis and some major functions of vitamin C in animals. Ann. N. Y. Acad. Sci. 258, 24-47 (1975).
  9. Rumsey, S. C., Levine, M. Absorption transport and disposition of ascorbic acid in humans. J. Nutr. Biochem. 9, 116-130 (1998).
  10. Nishikimi, M., Fukuyama, R., Minoshima, S., Shimizu, N., Yagi, K. Cloning and chromosomal mapping of the human nonfunctional gene for L-gulono-g-lactone oxidase, the enzyme for L-ascorbic acid biosynthesis missing in man. J. Biol. Chem. 269, 13685-13688 (1994).
  11. Challem, J. J., Taylor, E. W. Retroviruses, ascorbate, mutations, in the evolution of Homo sapiens. Free Radic. Biol. Med. 25, 130-132 (1998).
  12. Nishikimi, M., Yagi, K. Molecular basis for the deficiency in humans of gulonolactone oxidase, a key enzyme for ascorbic acid biosynthesis. Am. J. Clin. Nutr. 54, 12038-12088 (1991).
  13. Linster, C. L., Biosynthesis Van Schaftingen, E. V. i. t. a. m. i. n. C. recycling and degradation in mammals. FEBS J. 274, 1-22 (2007).
  14. May, J. M., Qu, Z. -. c., Qiao, H., Koury, M. J. Maturational loss of the vitamin C transporter in erythrocytes. Biochem. Biophys. Res. Commun. 360, 295-298 (2007).
  15. Wilson, J. X. Regulation of vitamin C transport. Annu. Rev. Nutr. 25, 105-125 (2005).
  16. Buettner, G. R. The pecking order of free radicals and antioxidants: lipid peroxidation, a-tocopherol, and ascorbate. Arch. Biochem. Biophys. 300, 535-543 (1993).
  17. May, J. M. Is ascorbic acid an antioxidant for the plasma membrane. FASEB J. 13, 995-1006 (1999).
  18. Atanassova, B. D., Tzatchev, K. N. Ascorbic acid – important for iron metabolism. Folia Med. (Plovdiv). 50, 11-16 (2008).
  19. Lane, D. J. R., Lawen, A. Non-transferrin iron reduction and uptake are regulated by transmembrane ascorbate cycling in K562 cells). J. Biol. Chem. 283, 12701-12708 (2008).
  20. Lane, D. J. R., Robinson, S. R., Czerwinska, H., Bishop, G. M., Lawen, A. Two routes of iron accumulation in astrocytes: ascorbate-dependent ferrous iron uptake via the divalent metal transporter (DMT1) plus an independent route for ferric iron. Biochem. J. 432, 123-132 (2010).
  21. Lane, D. J. R., Chikhani, S., Richardson, V., Richardson, D. R. Transferrin iron uptake is stimulated by ascorbate via an intracellular reductive mechanism. Biochim. Biophys. Acta. 1833, 1527-1541 (2013).
  22. Lawen, A., Lane, D. J. R. Mammalian iron homeostasis in health and disease: uptake, storage, transport, and molecular mechanisms of action. Antioxid. Redox Signal. 18, 2473-2507 (2013).
  23. Grünewald, R. A. Ascorbic acid in the brain. Brain Res. Brain Res. Rev. 18, 123-133 (1993).
  24. Harrison, F. E., May, J. M. Vitamin C function in the brain: vital role of the ascorbate transporter SVCT2. Free Radic. Biol. Med. 46, 719-730 (2009).
  25. Rebec, G. V., Pierce, R. C. A vitamin as neuromodulator: ascorbate release into the extracellular fluid of the brain regulates dopaminergic and glutamatergic transmission. Prog. Neurobiol. 43, 537-565 (1994).
  26. Hediger, M. A. New view at C. Nat. Med. 8, 445-446 (2002).
  27. Du, J., Cullen, J. J., Buettner, G. R. Ascorbic acid: Chemistry, biology and the treatment of cancer. Biochim. Biophys. Acta. 1826, 443-457 (2012).
  28. Wilson, J. X., Peters, C. E., Sitar, S. M., Daoust, P., Gelb, A. W. Glutamate stimulates ascorbate transport by astrocytes. Brain Res. 858, 61-66 (2000).
  29. Danbolt, N. C. Glutamate uptake. Prog. Neurobiol. 65, 1-105 (2001).
  30. May, J. M., Li, L., Hayslett, K., Qu, Z. -. c. Ascorbate transport and recycling by SH-SY5Y neuroblastoma cells: response to glutamate toxicity. Neurochem. Res. 31, 785-794 (2006).
  31. Rice, M. E. Ascorbate regulation and its neuroprotective role in the brain. Trends Neurosci. 23, 209-216 (2000).
  32. Lane, D. J. R., Lawen, A. The glutamate aspartate transporter (GLAST) mediates L-glutamate-stimulated ascorbate-release via swelling-activated anion channels in cultured neonatal rodent astrocytes. Cell. Biochem. Biophys. 65, 107-119 (2012).
  33. Lane, D. J. R., Lawen, A. Ascorbate and plasma membrane electron transport – enzymes vs efflux. Free Radic. Biol. Med. 47, 485-495 (2009).
  34. Davies, A. R. L., Belsey, M. J., Kozlowski, R. Z. Volume-sensitive organic osmolyte/anion channels in cancer: novel approaches to studying channel modulation employing proteomics technologies. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1028, 38-55 (2004).
  35. Novakova, L., Solich, P., Solichova, D. HPLC methods for simultaneous determination of ascorbic and dehydroascorbic acids. Trends Anal. Chem. 27, 942-958 (2008).
  36. Vislisel, J. M., Schafer, F. Q., Buettner, G. R. A simple and sensitive assay for ascorbate using a plate reader. Anal. Biochem. 365, 31-39 (2007).
  37. Lane, D. J. R., Lawen, A. A highly sensitive colorimetric microplate ferrocyanide assay applied to ascorbate-stimulated transplasma membrane ferricyanide reduction and mitochondrial succinate oxidation. Anal. Biochem. 373, 287-295 (2008).
  38. Lane, D. J. R., Robinson, S. R., Czerwinska, H., Lawen, A. A role for Na+/H+ exchangers and intracellular pH in regulating vitamin C-driven electron transport across the plasma membrane. Biochem. J. 428, 191-200 (2010).
  39. Corti, A., Casini, A. F., Pompella, A. Cellular pathways for transport and efflux of ascorbate and dehydroascorbate. Arch. Biochem. Biophys. 500, 107-115 (2010).
  40. Laroff, G. P., Fessenden, R. W., Schuler, R. H. The electron spin resonance spectra of radical intermediates in the oxidation of ascorbic acid and related substances. J. Am. Chem. Soc. 94, 9062-9073 (1972).
  41. Dringen, R., Kussmaul, L., Hamprecht, B. Detoxification of exogenous hydrogen peroxide and organic hydroperoxides by cultured astroglial cells assessed by microtiter plate assay. Brain Res. Brain Res. Protoc. 2, 223-228 (1998).
  42. Lane, D. J. R., Lawen, A. Transplasma membrane electron transport comes in two flavors. Biofactors. 34, 191-200 (2009).
  43. Lin, S., Lin, D. C., Flanagan, M. D. Specificity of the effects of cytochalasin B on transport and motile processes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 75, 329-333 (1978).
  44. May, J. M., Qu, Z. C., Juliao, S., Cobb, C. E. Ascorbic acid decreases oxidant stress in endothelial cells caused by the nitroxide tempol. Free Radic. Res. 39, 195-202 (2005).
  45. Avron, M., Shavit, N. A sensitive and simple method for determination of ferrocyanide. Anal. Biochem. 6, 549-554 (1963).

Play Video

Citar este artigo
Lane, D. J. R., Lawen, A. A Rapid and Specific Microplate Assay for the Determination of Intra- and Extracellular Ascorbate in Cultured Cells. J. Vis. Exp. (86), e51322, doi:10.3791/51322 (2014).

View Video