Summary

Combinando uma única molécula de Manipulação e imagem para o estudo das interações proteína-DNA

Published: August 27, 2014
doi:

Summary

Aqui nós descrevemos os instrumentos e métodos para a detecção de moléculas de proteína única fluorescently rotulados interagindo com uma única molécula de DNA suspenso entre duas microesferas opticamente presos.

Abstract

The paper describes the combination of optical tweezers and single molecule fluorescence detection for the study of protein-DNA interaction. The method offers the opportunity of investigating interactions occurring in solution (thus avoiding problems due to closeby surfaces as in other single molecule methods), controlling the DNA extension and tracking interaction dynamics as a function of both mechanical parameters and DNA sequence. The methods for establishing successful optical trapping and nanometer localization of single molecules are illustrated. We illustrate the experimental conditions allowing the study of interaction of lactose repressor (lacI), labeled with Atto532, with a DNA molecule containing specific target sequences (operators) for LacI binding. The method allows the observation of specific interactions at the operators, as well as one-dimensional diffusion of the protein during the process of target search. The method is broadly applicable to the study of protein-DNA interactions but also to molecular motors, where control of the tension applied to the partner track polymer (for example actin or microtubules) is desirable.

Introduction

Molécula única (SM) técnicas têm muito desenvolvido ao longo dos últimos 30 anos para responder à necessidade de superar algumas das limitações dos tradicionais, as medições da solução a granel 1-3. A manipulação de moléculas biológicas únicas criou a oportunidade para medir as propriedades mecânicas de biopolímeros 4 e controlar as propriedades mecânicas da proteína-proteína 5 e interacções proteína-ADN 6,7. Detecção de fluorescência SM, por outro lado, representa uma ferramenta extremamente versátil para estudar a actividade da proteína in vitro e in vivo, conduzindo a possibilidade de localizar e rastrear as moléculas individuais com uma precisão nanométrica. Através da montagem do instrumento de ponto de espalhamento de função para a imagem SM, na verdade, pode-se realizar com uma precisão de localização, dependendo principalmente da razão sinal-para-ruído (SNR) e atingir um limite de cerca de 8,9 um nanómetro. Estas metodologias encontrar poderosoaplicações no estudo da dinâmica das proteínas de motor, bem como dos processos de difusão subjacentes alvo em busca de proteínas de ligação de ADN. A capacidade de determinar constantes de difusão como uma função da sequência de DNA, o tempo de residência no alvo e medir com precisão o comprimento do DNA explorado durante os eventos de difusão unidimensional, representam uma ferramenta poderosa para o estudo da dinâmica de interacção proteína-ADN e para a investigação dos mecanismos de busca alvo específico.

Recentemente, a combinação destas duas técnicas produziu uma nova geração de montagens experimentais 10-14, permitindo a manipulação simultânea de um substrato biológico (por exemplo, um filamento de actina ou uma molécula de ADN) e detecção / localização de um parceiro de interacção enzima (por exemplo miosina ou uma proteína de ligação ao ADN). As vantagens destas técnicas descansar principalmente na possibilidade de se exercer um controlo mecânico sobre o polímero aprisionada, assim enaBling o estudo da dinâmica de interação contra forças ou torques. Além disso, a metodologia permite a medição de reacções bioquímicas longe da superfície, evitando uma das principais limitações dos métodos clássicos SM, isto é, a necessidade de imobilização das moléculas em estudo sobre uma superfície (lâmina de vidro ou microesferas).

A combinação de duas técnicas únicas moléculas requer superar várias dificuldades técnicas, principalmente decorrente das exigências de estabilidade mecânica e SNR adequada (principalmente quando houver a necessidade de localização com precisão nm) 15. Em particular, quando o acoplamento detecção de fluorescência SM com pinças ópticas, a redução do ruído e fotodegradação dos lasers infravermelhos armadilhas 16 eo controle de buffers bioquímicos para a montagem dos complexos biológicos e realização das medidas experimentais 11 são de suma importância. Aqui, descrevemos os métodos para a realização bem-sucedidamedições em uma configuração de localização trapping / SM fluorescência dupla. A metodologia é ilustrada com o exemplo da proteína do repressor da lactose (LacI), marcado por fluorescência (com Atto532) e detectada, uma vez que se liga a uma molécula de ADN (presa entre duas pinças ópticas), contendo sequências de ligação LacI específicos (isto é, os operadores). Nós demonstrar a eficácia do método em detectar a ligação de Lacl ao ADN e ao longo do seu contorno difusão no processo de busca de alvo. O método é aplicável a qualquer combinação de sequências de ADN e de proteína de ligação de ADN, bem como para outros sistemas de microtúbulos (ou os filamentos de actina e proteínas que interagem com eles a motor).

Protocol

1 Pinças Ópticas instalação com nanômetro Estabilidade A configuração experimental deve fornecer duas pinças ópticas com apontando estabilidade a nível nanométrico e intensidade flutuações do laser de aprisionamento abaixo de 1%. Combinação dessas condições vai garantir estabilidade nanômetros do haltere sob tensão normal (1 PN – algumas dezenas de pn), rigidez armadilha (0,1 PN / nm) e largura de banda de medição (taxa de aquisição de imagem de 20 seg -1). Um…

Representative Results

Em uma experiência positiva, uma (ou mais) proteínas marcadas passam por ligação / desligação de difusão e / ou unidimensional ao longo da molécula de DNA (Figura 3A). A localização de proteínas ao longo da molécula de ADN permite a quantificação dos parâmetros cinéticos, como uma função da sequência de ADN. Quando são aplicadas as condições do tampão que causam a difusão 1E, é possível seguir trajectórias de proteína, e determinar, por exemplo, o coeficiente de difusão D <s…

Discussion

Na última década, as técnicas simples de manipulação de imagem e de moléculas houve um grande progresso em termos de resolução espacial e temporal. A combinação das técnicas de manipulação de imagem e está na base de poderosos instrumentos que agora permitem o controlo das condições mecânicas de um único polímero biológico, tal como ADN, ARN ou filamentos do citoesqueleto, a localização e simultânea de proteínas individuais de interagir com o mesmo polímero . Controlando as condições mecânica…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos Gijs wuite, Erwin JG Peterman, e Peter Gross para ajudar com a microfluídica e Alessia Tempestini para obter ajuda com a preparação da amostra. Esta pesquisa foi financiada pelo Sétimo Programa-Quadro da União Europeia (FP7 / 2007-2013) ao abrigo do contrato de subvenção n ° 284464 e do Ministério da Educação italiano, Universidade e Pesquisa FIRB 2011 RBAP11X42L006, Futuro em Ricerca 2013 RBFR13V4M2, e no âmbito da Projeto Nanomax Flagship.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description Web Address
elastomeric isolators Newport Newdamp Choose the appropriate Newdamp elastomer depending on the microscope weight and resonance frequencies http://www.newport.com
optical isolator Optics for Research IO-3-YAG-VHP http://www.ofr.com
Nd:YAG laser, 1064 nm wavelength Spectra-Physics Millennia IR http://www.newport.com/
acousto-optic deflectors (AODs) A&A optoelectronic DTS-XY 250 http://www.aaoptoelectronic.com/
Direct Digital Synthesizers Analog Devices http://www.analog.com/
quadrant detector photodiodes OSI optoelectronics SPOT-15-YAG http://www.osioptoelectronics.com
DIO and FPGA board National Instruments NI-PCI-7830R http://www.ni.com
Halogen lamp Schott KL 1500 LCD http://www.schott.com
Condenser Olympus U-AAC 1.4NA Aplanat Apchromat http://www.olympus-global.com/en/
Objective Nikon CFI Plan Apochromat 60x 1.2NA water immersion http://www.nikoninstruments.com
532 nm laser Coherent Sapphire http://www.coherent.com
CCD 200X and 2000X Hamamatsu  XC-ST70 CE http://www.hamamatsu.com
electron-multiplied CCD Hamamatsu  C9100-13 http://www.hamamatsu.com/
piezo stage with nm-accuracy Physik Instrumente P-527.2CL  http://www.physikinstrumente.com/
Emission Filter Chroma Technologies 600/100m http://www.chroma.com
silica beads (1.54 mm) Bangs Laboratories SS04N/5303 http://www.bangslabs.com/
Albumin from bovine serum (BSA) Sigma Aldrich B4287 http://www.sigmaaldrich.com/
pentyl acetate  Sigma Aldrich 46022 Flammable liquid and vapour (No 1272/2008) http://www.sigmaaldrich.com/
nitrocellulose Sigma Aldrich N8267-5EA Flammable solid  (No 1272/2008) http://www.sigmaaldrich.com/
heat block MPM Instruments Srl M502-HBD with 2 removable blocks; preheated at 120° C http://www.mpminstruments.com
NanoPort assemblies Upchurch Scientific Inc. N-333 http://www.upchurch.com/
polyetheretherketone tubing  Upchurch Scientific Inc. 1535 http://www.upchurch.com/
home-made metallic holder for the assembly of the flow-chamber pressure reservoir made of Plexiglass
luer lock-tip syringes 2.5 mL Terumo SS 02LZ1 http://www.terumomedical.com
shut-off valves  Upchurch Scientific, Inc. P-732 http://www.upchurch.com/
flangeless fittings  Upchurch Scientific, Inc. LT-111 http://www.upchurch.com/
fluorinated ethylene propylene tubing  Upchurch Scientific, Inc. 1549 http://www.upchurch.com/
two computer-controlled solenoid valves Clippard, Cincinnati, USA ET-2-H-M5 http://www.clippard.com
pressure transducer Druck LTD PTX 1400
biotin-14-dCTP  Life Technologies 19518-018 http://www.lifetechnologies.com/
Terminal deoxynucleotidyl Transferase (TdT) Thermoscientific EP0161 http://www.thermoscientificbio.com/
ATTO532 maleimide Sigma Aldrich 68499 http://www.sigmaaldrich.com/
N,N-dimethylformamide (DMF)  Sigma Aldrich 227056 Combustible Liquid, Harmful by skin absorption., Irritant, Teratogen. H226; H303; H312; H316; H319; H331; H360; P201; P261; P280;P305; P351; P338; P311 http://www.sigmaaldrich.com/
Tris-(2-carboxyethyl)phosphine hydrochloride (TCEP)  Sigma Aldrich C4706 http://www.sigmaaldrich.com/
L-Glutathione reduced (GSH) Sigma Aldrich G4251 Acute toxicity, Oral (Category 5), H303 http://www.sigmaaldrich.com/
Amicon Ultra-15, PLQK Ultracel-PL Membrane, 10 kDa cutoff spin concentrators Merck Millipore UFC901024 http://www.merckmillipore.it/
streptavidin-coated polystyrene beads 1,87 µm Spherotech, Inc. SVP-15-5 http://www.spherotech.com/

Referências

  1. Monico, C., Capitanio, M., Belcastro, G., Vanzi, F., Pavone, F. S. Optical Methods to Study Protein-DNA Interactions in Vitro and in Living Cells at the Single-Molecule Level. International journal of molecular sciences. 14, 3961-3992 (2013).
  2. Tinoco, I., Gonzalez, R. L. Biological mechanisms, one molecule at a time. Genes & development. 25, 1205-1231 (2011).
  3. Capitanio, M., et al. Exploring molecular motors and switches at the single-molecule level. Micr. Res. Tech. 65, 194-204 (2004).
  4. Smith, S. B., Finzi, L., Bustamante, C. Direct mechanical measurements of the elasticity of single DNA molecules by using magnetic beads. Science. 258, 1122-1126 (1992).
  5. Block, S. M., Goldstein, L. S., Schnapp, B. J. Bead movement by single kinesin molecules studied with optical tweezers. Nature. 348, 348-352 (1990).
  6. Wang, M. D., et al. Force and velocity measured for single molecules of RNA polymerase. Science. 282, 902-907 (1998).
  7. Capitanio, M., et al. Ultrafast force-clamp spectroscopy of single molecules reveals load dependence of myosin working stroke. Nat Methods. 9, 1013-1019 (2012).
  8. Thompson, R. E., Larson, D. R., Webb, W. W. Precise nanometer localization analysis for individual fluorescent probes. Biophys J. 82, 2775-2783 (2002).
  9. Yildiz, A., et al. Myosin V walks hand-over-hand: single fluorophore imaging with 1.5-nm localization. Science. 300, 2061-2065 (2003).
  10. Biebricher, A., Wende, W., Escude, C., Pingoud, A., Desbiolles, P. Tracking of single quantum dot labeled EcoRV sliding along DNA manipulated by double optical tweezers. Biophys J. 96, 50-52 (2009).
  11. Candelli, A., Wuite, G. J., Peterman, E. J. Combining optical trapping, fluorescence microscopy and micro-fluidics for single molecule studies of DNA-protein interactions. Physical chemistry chemical physics : PCCP. 13, 7263-7272 (2011).
  12. Capitanio, M., Cicchi, R., Pavone, F. S. Continuous and time-shared multiple optical tweezers for the study of single motor proteins. Optics and Lasers in Engineering. 45, 450-457 (2007).
  13. Harada, Y., et al. Single-molecule imaging of RNA polymerase-DNA interactions in real time. Biophys J. 76, 709-715 (1999).
  14. van Mameren, J., et al. Counting RAD51 proteins disassembling from nucleoprotein filaments under tension. Nature. 457, 745-748 (2009).
  15. Capitanio, M., Maggi, D., Vanzi, F., Pavone, F. Fiona in the trap: the advantages of combining optical tweezers and fluorescence. J Opt A: Pure Appl Opt. 9, s157 (2007).
  16. Dijk, M. A., Kapitein, L. C., Mameren, J., Schmidt, C. F., Peterman, E. J. Combining optical trapping and single-molecule fluorescence spectroscopy: enhanced photobleaching of fluorophores. J Phys Chem B. 108, 6479-6484 (2004).
  17. Capitanio, M., Cicchi, R., Pavone, F. S. Position control and optical manipulation for nanotechnology applications. European Physical Journal B. 46, 1-8 (2005).
  18. Capitanio, M., et al. Calibration of optical tweezers with differential interference contrast signals. Review of Scientific Instruments. 73, 1687-1696 (2002).
  19. Elangovan, R., et al. An integrated in vitro and in situ study of kinetics of myosin II from frog skeletal muscle. J Physiol. 590, 1227-1242 (2012).
  20. Wuite, G. J. L., Davenport, R. J., Rappaport, A., Bustamante, C. An integrated laser trap/flow control video microscope for the study of single biomolecules. Biophysical Journal. 79, 1155-1167 (2000).
  21. Brewer, L. R., Bianco, P. R. Laminar flow cells for single-molecule studies of DNA-protein interactions. Nat Methods. 5, 517-525 (2008).
  22. Rutkauskas, D., Zhan, H. L., Matthews, K. S., Pavone, F. S., Vanzi, F. Tetramer opening in LacI-mediated DNA looping. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106, 16627-16632 (2009).
  23. Marko, J. F., Siggia, E. D. Stretching DNA. Macromolecules. 28, 8759-8770 (1995).
  24. van Mameren, J., et al. Unraveling the structure of DNA during overstretching by using multicolor, single-molecule fluorescence imaging. Proc Natl Acad Sci U S A. 106, 18231-18236 (2009).
  25. Wang, M. D., Yin, H., Landick, R., Gelles, J., Block, S. M. Stretching DNA with optical tweezers. Biophys J. 72, 1335-1346 (1997).
  26. Ma, H., Long, F., Zeng, S., Huang, Z. L. Fast and precise algorithm based on maximum radial symmetry for single molecule localization. Opt Lett. 37, 2481-2483 (2012).
  27. Parthasarathy, R. Rapid, accurate particle tracking by calculation of radial symmetry centers. Nat Methods. 9, 724-726 (2012).

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Monico, C., Belcastro, G., Vanzi, F., Pavone, F. S., Capitanio, M. Combining Single-molecule Manipulation and Imaging for the Study of Protein-DNA Interactions. J. Vis. Exp. (90), e51446, doi:10.3791/51446 (2014).

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