Summary
Oscillazioni sono proprietà di rete fondamentali e sono modulati dalla malattia e la droga. Studiare le oscillazioni cerebrali slice permette la caratterizzazione di reti isolate in condizioni controllate. I protocolli sono forniti per la preparazione di fettine di cervello acuto per evocare CA1 oscillazioni γ.
Abstract
Oscillazioni di rete neuronali sono caratteristiche importanti di attività cerebrale in salute e malattia e può essere modulata da una serie di farmaci usati clinicamente. Un protocollo è prevista per generare un modello per studiare oscillazioni CA1 γ (20 - 80 Hz). Queste oscillazioni γ sono stabili per almeno 30 minuti e dipendono attività sinaptica eccitatoria e inibitoria oltre all'attivazione di correnti pacemaker. Oscillazioni Tetanically stimolati hanno una serie di caratteristiche riproducibili e facilmente quantificabili compresi conteggio picco, la durata di oscillazione, la latenza e la frequenza che riporta sullo stato della rete. I vantaggi delle oscillazioni stimolate elettricamente includono stabilità, riproducibilità e acquisizione episodica consentendo robusta caratterizzazione della funzione di rete. Questo modello di CA1 oscillazioni γ può essere usato per studiare i meccanismi cellulari e di indagare in modo sistematico come rete neuronale attività è alterata nella malattia e dalle droghe.Malattia stato farmacologia può essere facilmente integrato con l'uso di sezioni di cervello di modelli animali geneticamente modificati o interventistiche per consentire la selezione di farmaci che colpiscono specificamente meccanismi di malattia.
Introduction
Oscillazioni di rete del cervello si verificano all'interno di bande di frequenza distinte che sono correlate a stati comportamentali. Nei roditori, le oscillazioni θ dell'ippocampo (5-10 Hz) sono osservate durante comportamenti esplorativi 1,2, mentre le oscillazioni γ (20 - 80 Hz) associato con i vari processi cognitivi, tra cui la percezione e l'attenzione 3,4. Attività di rete γ sincrona è anche implicato nella patologia di disturbi come l'epilessia e la schizofrenia 5,6. Ad esempio, le oscillazioni γ si pensa che corrispondono alle aree di corticali focolai epilettici 5,7,8 e potrebbero essere utilizzati come marcatori di pharmacosensitivity o di resistenza, due importanti aree di indagine nel campo della ricerca epilessia 9.
La fetta cerebrale dell'ippocampo è un modello che è stato ampiamente utilizzato per studiare l'attività di rete 10-12. Sono stati sviluppati vari protocolli di generare oscillazioni γ in fettine cerebrali che tipicamente involve modulazione farmacologica quali partire Mg 2+, 4 aminopiridina (4AP), bicucullina, e acido kainico 12-17. Carenze di oscillazioni farmacologicamente innescate sono che si verificano casualmente dopo l'applicazione della droga e non sono affidabile generati o stabile nel tempo. Elettricamente attivati oscillazioni γ superare molti di questi problemi e hanno anche il vantaggio di essere temporalmente bloccato all'evento stimolante che consenta la registrazione e l'analisi episodica. Qui un protocollo è descritto per la generazione di oscillazioni CA1 γ fornendo una stimolazione tetanica alle Oriens falda nella fetta dell'ippocampo.
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Protocol
Tutti gli esperimenti sui topi sono stati approvati dal comitato etico animali Florey Institute.
1. Setup per il taglio Fette cervello
- Preparare una soluzione di taglio costituito da (mm) 125 colina-Cl, 2,5 KCl, CaCl 2 0.4, 6 MgCl 2, 1,25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO 3, 20 D-glucosio saturata con gas CarboGen (95% O 2 -5 % 2 CO) e un liquido cerebrospinale artificiale (soluzione aCSF) registrazione composto (mM) 125 NaCl, KCl 2,5, 2 CaCl 2, MgCl 2 2, 1,25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO3, 10 D-glucosio, saturata con CarboGen. Posizionare la soluzione di taglio su ghiaccio per mantenere il freddo.
- Congelare circa 400 ml della soluzione di taglio e si fondono insieme con 100 ml di soluzione di taglio scongelato per creare una sospensione di ghiaccio. Bubble con CarboGen (95% O 2 -5% CO 2) ad una portata di circa 0,5 L / min attraverso piccoli ctubi Aliber o vetro sinterizzato per produrre un flusso costante ma gentile di bolle.
- Preparare un becher da 250 ml con un inserto in maglia di nylon sollevata in cui verranno inseriti le fette di cervello. Riempire con aCSF per coprire la rete da circa 2 cm e bolla con CarboGen, assicurando che le bolle non disturbare direttamente l'area della sezione possesso. E 'anche importante che non ci siano bolle d'aria nel rete di nylon, così se presenti rimuoverli. Questo sarà camera di raccolta e si mantiene a RT (20 - 25 ° C).
- Layout La strumenti sezionare tra cui un grosso paio di forbici, un piccolo paio di forbici, piccoli e grandi micro spatole, e grandi e piccole coppie di pinze e raffreddare su ghiaccio. Posizionare il blocco vibratome tessuto taglio sul ghiaccio su un quadrato di carta stagnola. Ottenere 2 pezzi di 6 cm carta filtro, una lama ad archetto, e un becher da 25 ml riempito con l'impasto soluzione di taglio pure.
- Riempire un secondo contenitore con ghiaccio, e c'era un pezzo di tessuto paper sul ghiaccio e collocare un piatto di coltura di 12 cm da cima. Riempire il piatto cultura con taglio soluzione liquami ghiaccio e bolla con CarboGen. Questo è il contenitore in cui con essere eseguita la dissezione cerebrale.
- Preparare il vibratome. Rimuovere un doppio lama di rasoio taglio fresco (usare una lama fresca ogni volta) dal suo involucro e spruzzare con l'80% di etanolo acqua poi deionizzata. Tagliare a 3 ml pipetta di plastica al punto in cui inizia a cono. Questo verrà utilizzato per trasferire fettine cerebrali. Bend un ago G 27 alla base di circa 45 ° e legarsi a una siringa da 1 ml. Questo sarà usato per manipolare fette durante il taglio.
2. Taglio cervello Slices
- Anestetizzare un topo (P16 - P18) con il 2% isoflurano o un metodo approvato a livello locale. Dopo l'induzione, decapitare il animale con un grosso paio di forbici e cadere la testa nel piatto cultura 12 centimetri che contiene bollito soluzione di taglio liquami. La sospensione deve immergere totalmente la testa perraffreddamento rapido.
- Tenere la parte anteriore della testa con una mano peeling la pelle e il tessuto connettivo in avanti verso il naso. Utilizzando le piccole forbici tagliate il tessuto connettivo per rivelare il teschio sottostante. Quindi rimuovere i muscoli sovrastanti parte dorsale del cranio e del collo.
- Rimuovere il cervello dal cranio dapprima fissare la parte anteriore del cranio con le pinze grandi e quindi fare due tagli laterali attraverso l'osso entrambi i lati del foro occipitale utilizzando le forbici piccole (Figura 1, tagli etichettati A1 e A2).
- Fare un altro taglio tra gli occhi (solo anteriore del bregma) (Figura 1, taglio etichetta B) poi accuratamente tagliare lungo la sutura sagittale anteriormente e riflettere le sezioni di taglio del cranio per rivelare il cervello (Figura 1, taglio C marcato).
- Utilizzare la piccola spatola per scavare il cervello e posto su un piatto di coltura. Siate consapevoli del crannervi IAL sulla faccia inferiore del cervello che dovranno essere tagliati, questo può essere fatto utilizzando la dimensione micro spatola più piccoli. Uso spatola il più grande trasferimento cervello al bicchiere da 25 ml riempito con il liquame soluzione di taglio.
- Preparare l'emisfero cerebrale per affettare.
- Posizionare un pezzo di carta da filtro 6 cm sul fondo di un piatto di coltura fresco quindi riempire con soluzione di taglio fresco slurry e bolla. Utilizzare la spatola grande per posizionare il cervello, lato ventrale giù, sulla carta da filtro. Prendere un nuovo e pulito lama di rasoio singolo bordo e tagliare il cervello per rimuovere il cervelletto, poi fare un taglio lungo la linea di metà di separare il cervello in due emisferi.
- Preparazione del blocco dei tessuti vibratome.
- Prendete il blocco dei tessuti vibratome refrigerati, asciugare la superficie, e una goccia di colla cianoacrilato in mezzo e diffondere in modo uniforme la dimensione approssimativa del cervello. Utilizzare la piccola spatola per manipolare uno deiemisferi cerebrali sul grande micro spatola in modo che il lato mediale del cervello è giù.
- Toccare il bordo della spatola all'interfaccia del cervello sul secondo pezzo di carta da filtro per rimuovere la maggior quantità della soluzione possibile. Far scorrere il cervello al largo delle spatola di grosse dimensioni con la spatola più piccolo per guidarla sulla colla.
- Fissare il blocco di taglio nella camera vibratome e riempire la camera con soluzione di taglio liquami e bolla, assicurando il cervello è completamente immersa. Ruotare il blocco di taglio in modo che il lato ventrale del cervello si trova ad affrontare la lama.
- Affettare il cervello.
Nota: Ogni vibratome è unica in modo da seguire le istruzioni del produttore.- Impostare lo spessore della fetta a 450 micron, e di garantire la lama vibra mentre si muove attraverso il cervello ad una velocità di circa 0,3 mm / s. Tagliare interamente attraverso il cervello dal lato ventrale di superficie corticale, questo produrrà intero cervello fette sagittali che possono Be utilizzato per le registrazioni elettrofisiologiche. Fette saranno prodotti lateralmente medialmente e tipicamente 3 - 4 fette possono essere tagliati da ciascun emisfero.
- Se la base della fetta ascensori utilizzare il piegato 27 ago G di stampa dolce fetta indietro. Poiché ogni fetta viene tagliata, utilizzare la pipetta di trasferimento per spostarlo sulla piattaforma nella camera di tenuta dove sono vitali per un massimo di 8 ore.
3. extracellulari Elettrofisiologia Recordings
- Montaggio fetta nella camera di registrazione.
- Usando la pipetta di trasferimento, posizionare una fetta cervello in una camera di registrazione sommerso perfuso con aCSF scorre a 1 - 2 ml / min e riscaldata a 32 ° C. Il aCSF utilizzato per le registrazioni differisce da quella nella camera di tenuta come la concentrazione di Mg 2+ è aumentato da 2 mM a 4 mM.
- Fissare la fetta con un "arpa" (acciaio inox semi circolare con fili di nylon tesi attraverso a 2-3 mm di distanza). Luogol'arpa in modo che i fili paralleli a CA1. Aumentare la velocità di perfusione a 8 - 10 ml / min a 32 ° C.
- Sotto un microscopio da dissezione posto un elettrodo stimolante e un elettrodo di registrazione (elettrodo di vetro riempita con la soluzione di registrazione aCSF) sulla superficie del radiatum strato della CA1 (Figura 2A). Posizionare l'elettrodo stimolante prima poi posto l'elettrodo di registrazione.
- Stimolare la Schaffer dei collaterali con un 120 - 150 μA di ampiezza e 0,1 msec impulso di prova della durata e osservare il conseguente campo posta eccitatorio sinaptica potenziale (fEPSP) forma d'onda per determinare la salute fetta (Figura 2B). Gli elettrodi stimolanti e di registrazione possono avere bisogno di essere spostato nella fetta di circa 50 - 100 micron dalla superficie fetta di ottenere la registrazione di un fEPSP con una piccola fibra volley e grande ampiezza. La garanzia Schaffer evocato fEPSPs sono stereotipati e di fornire un buon indicatore della salute fetta. HEalthy fette mostrano tipicamente una fibra volley per fEPSP rapporto di ampiezza inferiore a 0,3.
- Riposizionamento gli elettrodi.
- Utilizzando un microscopio da dissezione, spostare l'elettrodo stimolante mezzo delle oriens falda e spostare l'elettrodo di registrazione per lo strato di cellule piramidali più vicino all'elettrodo di registrazione come possibile, come mostrato nella Figura 3A. Gli elettrodi stimolanti e registrazione possono dover essere spinto nella fetta di circa 50 - 100 micron in modo che la risposta di ampiezza fEPSP al 120 - 150 μA impulso di prova è di circa 1 mV.
- Generazione di oscillazioni γ.
- Per generare oscillazioni γ stimolano il tessuto con un treno di 20 x 0,1 impulsi msec erogati a 200 Hz. Questo stimolo tetanica può produrre risposte riproducibili al momento della consegna ogni 5 minuti.
- Utilizzare i seguenti parametri di registrazione.
- Scala il guadagno del segnale di uscita in modo che corrisponda alla tensione di ingressoil convertitore analogico-digitale. Assicurarsi che escursione segnale massimo previsto utilizza un minimo di 30% della tensione di ingresso. Fare attenzione quando si imposta guadagni per alta come segnali potrebbero tagliare. La larghezza di banda di riferimento necessario per le registrazioni sul campo è di 500 Hz con accoppiamento AC a 0,1 Hz per eliminare la deriva della linea di base.
- Digitalizzare almeno 4 - 5 volte più veloce della frequenza di taglio del filtro passa basso per evitare segnale aliasing.
- Analisi dei dati.
- Dati filtro passa alto a 5 Hz a rimuovere eventuali spostamenti della linea di base. Identificare picchi utilizzando una soglia derivato, con una distanza minima evento di 10 msec, un tempo tipico evento di picco e l'intervallo di regressione di 7 ms, una soglia di ~ 100 mV / msec, e una valle separazione del 100%. Calcolare la latenza come il tempo impiegato per il primo picco identificato si verifichi dopo la fine del manufatto stimolazione. Questa analisi consente per la caratterizzazione del numero di picchi, latenza intervallo inter-evento, e la durata calcolata comesegue:
- Calcolare il numero di picchi come il numero totale di punte per oscillazione per ogni scansione è determinato.
- Calcolare la latenza di oscillazione. Per ogni oscillazione, sottrarre il tempo del primo picco identificato dalla fine del manufatto stimolazione.
- Calcola l'intervallo di inter-evento media (ISI). Determinare il periodo di tempo tra più picchi rilevati e media.
- Calcolare la durata di oscillazione. Misurare il tempo tra il primo e l'ultimo picco rilevato all'interno di ogni oscillazione.
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Representative Results
Stimolazione tetanica dei Oriens falda generato robusti e riproducibili oscillazioni γ (35.4 ± 2.2 Hz), si veda la Figura 3B. Per dimostrare che le oscillazioni sono stati generati all'interno della rete locale, CA1 fattori produttivi da CA3 furono recisi tagliando la fetta della regione CA2 con un'inclinazione 32 ago G. Le proprietà di oscillazione nelle fette del taglio non differivano dalle fette tagliati (p = 0,85; tagliate a fette 6,16 ± 1,1 picchi, n = 6; fette tagliati 5,89 ± 0,8 picchi, n = 6), indicando che le oscillazioni sono generate localmente.
Un importante vantaggio di questo metodo è la stabilità di registrazioni. Quando il tetano è stato consegnato a intervalli di 5 min oscillazioni erano stabili per almeno 30 minuti per un dato slice (p = 0,26 per il numero dei picchi a 15 min vs 30 min). Vi è la variabilità fra le fette nel numero totale dei picchi all'interno un'oscillazione e altri parametri. Per dstudi tappeto esperimenti accoppiati può essere fatto in modo che le differenze nelle proprietà di base sono fattori secondari. Per i confronti intra-fetta variabilità può essere un problema e può essere superato da paragoni sufficientemente alimentate.
Successivamente, i canali ionici e recettori che sono necessari per la generazione di questi CA1 oscillazioni γ tetanically stimolati sono stati studiati. Blocco farmacologico di α-amino-3-idrossi-5-metil-4-isoxazolepropionic acido (AMPA) recettori con 20 mM 6-ciano-7-nitroquinoxaline-2,3-dione (CNQX) (Figura 4A, B), GABA A recettori con 20 pM bicucullina (Figura 4C), I h corrente con 20 mM 4- (N-etil-N-fenilammino) -1,2-dimetil-6- (metilammino) cloruro pyrimidinium (ZD7288) (Figura 4D), e T-tipo Ca 2+ canali con 100 pM Ni 2+ (Figura 4E) erano ciascuno indipendentemente in grado di ridurre il numero di picchi generati(P <0,05; CNQX n = 6; bicucullina n = 7; ZD7288 n = 6; Ni 2+ n = 6). Applicazione di (2R) -ammino-5-phosphonopentanoate (AP5, 20 micron) non ha modificato il numero di punte (p = 0,22; n = 5; AP5, 5.9 ± 3.1 picchi, il controllo, 8.3 ± 2.2 picchi), suggerendo che recettori NMDA non sono coinvolti nella generazione di oscillazione γ in questa preparazione.
Questa preparazione è ideale per determinare l'azione di scalatura rete di farmaci. Retigabina è un usato in clinica farmaco anti-epilettico che apre canali di potassio e riduce di membrana 18-20. Applicazione Bath di retigabina prodotto una riduzione dose-dipendente del numero di picchi e durata dell'oscillazione (Figura 5).
Figura 1. Schema del cranio e la pelle sovrastante mostra l'ubicazione di tagli di ri vitello cervello. A1, A2, B e C segnano le posizioni dei tagli che devono essere fatti per aprire il cranio per la rimozione del cervello. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2. Posizionamento degli elettrodi stimolanti e la registrazione nel CA1 Schaffer dei collaterali per la salute fetta di prova. (A) mostra il posizionamento dell'elettrodo di stimolazione (Stim) e l'elettrodo di registrazione (Rec). (B) un esempio rappresentativo di un fEPSP evocato da 120 μA stimolazione (fibra volley contrassegnati con *). Clicca qui per vedere una più grande versione di questa figura.
Figura 3. Configurazione di elettrodi di registrazione e stimolazione utilizzati per evocare l'oscillazione. (A) Posizione degli elettrodi di stimolazione (Stim) nella Oriens di falda e di registrazione degli elettrodi (Rec) nella pyramidale strato della CA1. (B) Un esempio rappresentativo di le oscillazioni γ indotte da stimolazione tetanica (artefatto contrassegnati da "Stim"). Traccia Rappresentante mostrando uscite quantificabili. ISI intervallo inter-spike. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 4. caratterizzazione farmacologica della gener tetanicallyoscillazioni ATED γ. (A) traccia Rappresentante dimostrare l'effetto di CNQX. Grafici dimostrano l'effetto di (B) CNQX (20 mM; n = 6), (C) bicucullina (20 mM; n = 7), (D) ZD7288 (20 mM; n = 6) e (E) Ni 2+ (100 mM; n = 6) sul numero di picchi. I dati sono presentati come confronti a coppie. * P <0.05, ** p <0.01 e, *** p <0.001. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 5. effetti retigabina sulle proprietà di rete. Esempi rappresentativi che mostrano l'attività di rete ridotta di oscillazioni indotte (A) in condizioni di controllo e (B) e <strong> (C) con la retigabina. Sintesi degli effetti apparsi in (D) numero di picco, (E) Durata oscillazione, (F) la latenza per l'insorgenza di oscillazione, e (G) intervallo inter-spike (ISI). I dati sono presentati come confronti a coppie. * P <0.05. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Un metodo robusto per generare CA1 oscillazioni γ in fettine di cervello acuto è descritto. Le oscillazioni generate nascono da un circuito locale consente una migliore opportunità per il controllo e la comprensione della basi neurofisiologiche delle oscillazioni di rete 12. Recettori AMPA, recettori GABA A, I h e T-tipo Ca 2+ canali sono tutti necessari per oscillazioni γ in questo modello. Mentre le oscillazioni locali CA1 qui descritte possono essere generati robusto questo dipende garantire che le sezioni di cervello sono sani. Un passo fondamentale è rapida rimozione del cervello dal cranio, avendo cura di non penetrare il cervello durante la rimozione e poi la rapida immersione in ghiaccio soluzione fredda. Idealmente il tempo tra decapitazione e la rimozione del cervello dal cranio dovrebbe essere non più di 30 - 60 a sec per preservare la salute fetta 21.
Utilizzando stimolazione tetanica oscillazioni locali γ CA1 possono esseregenerato in soluzioni di registrazione fisiologiche standard senza dipendenza da agenti farmacologici. Questo è vantaggioso per la caratterizzazione delle patologie in modelli di malattie quali l'aggiunta di agenti farmacologici può confondere l'interpretazione. Ad esempio, utilizzando questo modello di attività CA1 locali e la sensibilità ai farmaci antiepilettici è stato rafforzato in un modello murino di epilessia genetica umana 22. L'uso di questo modello per studiare l'attività di rete non è limitata a epilessia e può essere facilmente applicato ad altre malattie come il morbo di Alzheimer, l'autismo e la schizofrenia. Mentre agenti farmacologici non sono tenuti a generare oscillazioni locali CA1 sufficiente ossigenazione dei tessuti è, a causa della domanda metabolica della fetta cerebrale 23. Alti tassi di perfusione migliorare ossigeno e pH equilibrio all'interno della fetta creare un ambiente più fisiologico per le fettine di cervello 24,25.
Un ulteriore vantaggio di utilizzare stimolazione tetanica al generate oscillazioni di rete è che un disegno sperimentale episodica può essere utilizzato che consente a più pronta la quantificazione dei parametri di attività di rete, come il ritardo di numeri insorgenza, durata e picco, in modo ripetibile. Al contrario, l'attività di rete indotto chimicamente è spontaneo 13,15,16,26-28 e più difficile da quantificare. Stimolazione tetanica, tuttavia, può causare cambiamenti nel recettore NMDA-dipendente plasticità sinaptica, che possono causare cambiamenti dell'attività della rete nel corso del tempo. Per controllare per questo e per consentire la generazione di oscillazione stabile su più stimolazioni tetaniche cambiamenti plasticità può essere limitato da incremento dei livelli di Mg 2+. Sebbene questo protocollo migliora la riproducibilità è opaca a qualsiasi influenza della funzione del recettore NMDA.
Camere di registrazione dell'interfaccia possono migliorare la salute fetta, resa migliore rapporto segnale rumore e una stimolazione più focale minore intensità con l'ulteriore vantaggio di artefatti di stimolazione più piccoli. Chambe perforatometodi di registrazione r sarebbe anche migliorare la salute fetta per esperimenti a lungo termine. Usando camere di registrazione matrice di elettrodi micro o la registrazione patch clamp consente ampio campo e la funzione singolo neurone per essere misurata durante le registrazioni di indagare meglio i meccanismi alla base delle oscillazioni γ e il loro impatto sulla funzione di rete più ampio. Incorporazione di sensori di tensione e di calcio, nonché i metodi optogenetic introdurrebbero maggiore flessibilità sperimentale in entrambi i paradigmi di registrazione e stimolanti. Protocolli simili sviluppate per altre regioni del cervello che possono essere più rilevanti per la patologia della malattia in fase di studio. Un uso finale per il protocollo descritto qui può essere per costruire e testare modelli di calcolo di oscillazioni, combinando registrazioni sul campo con gli studi singoli patch clamp neurone e di imaging.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4-(N-Ethyl-N-phenylamino)-1,2- dimethyl-6-(methylamino) pyrimidinium chloride (ZD7288) | Sigma-Aldrich | Z3777 | |
| Biuculline | Sigma-Aldrich | 14340 | |
| 6-cyano-7-nitroquinoxa- line-2,3-dione (CNQX) | Sigma-Aldrich | C127 | |
| Nickel | Sigma-Aldrich | 266965 | |
| Carbamazepine | Sigma-Aldrich | C4024 | |
| (2R)-amino-5-phosphonopentano-ate (APV) | Tocris Bioscience | 0105 | |
| Retigabine | ChemPacific | 150812-12-7 | |
| Choline-Cl | Sigma-Aldrich | C1879-5KG | |
| KCl | Sigma-Aldrich | P9333-500G | |
| NaH2PO4 | Sigma-Aldrich | S9638-250G | |
| NaHCO3 | Sigma-Aldrich | S6297-250G | |
| NaCl | Sigma-Aldrich | S7653-5KG | |
| Glucose | Sigma-Aldrich | G8270-1KG | |
| CaCl2 • 2H2O | Sigma-Aldrich | 223506-500G | |
| MgCl2 • 6H2O | Sigma-Aldrich | M2670-500G | |
| Electrode glass | Harvard Apparatus | GC150F-10 | |
| Concentric bipolar stimulating metal electrode | FHC | CBBPF75 | |
| Digital Isolator | Getting Instruments | Model BJN8-9V1 | |
| Model 1800 amplifier | A-M systems | Model 1800 amplifier | |
| Digitizer | National Intruments | NI USB-6211 | |
| Vibrotome | Leica | VT1200s |
References
- Buzsaki, G. Theta rhythm of navigation: link between path integration and landmark navigation, episodic and semantic memory. Hippocampus. 15 (7), 827-840 (2005).
- Vanderwolf, C. H. Hippocampal electrical activity and voluntary movement in the rat. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 26 (4), 407-418 (1969).
- Bartos, M., Vida, I., Jonas, P. Synaptic mechanisms of synchronized gamma oscillations in inhibitory interneuron networks. Nat. Rev. Neurosci. 8 (1), 45-56 (2007).
- Buzsáki, G., Wang, X. -J.
- Kobayashi, K., et al. Cortical contribution to scalp EEG gamma rhythms associated with epileptic spasms. Brain Dev. 35 (8), 762-770 (2013).
- Andreou, C., et al. Increased Resting-State Gamma-Band Connectivity in First-Episode Schizophrenia. Schizophr Bull. , (2014).
- Alarcon, G., Binnie, C. D., Elwes, R. D., Polkey, C. E. Power spectrum and intracranial EEG patterns at seizure onset in partial epilepsy. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 94 (5), 326-337 (1995).
- Fisher, R. S., Webber, W. R., Lesser, R. P., Arroyo, S., Uematsu, S. High-frequency EEG activity at the start of seizures. J. Clin. Neurophysiol. 9 (3), 441-448 (1992).
- Kwan, P., Brodie, M. J.
- Traub, R. D., Kopell, N., Bibbig, A., Buhl, E. H., LeBeau, F. E., Whittington, M. A. Gap junctions between interneuron dendrites can enhance synchrony of gamma oscillations in distributed networks. J. Neurosci. 21 (23), 9478-9486 (2001).
- Traub, R. D., Whittington, M. A., Buhl, E. H., Jefferys, J. G., Faulkner, H. J. On the mechanism of the gamma --> beta frequency shift in neuronal oscillations induced in rat hippocampal slices by tetanic stimulation. J. Neurosci. 19 (3), 1088-1105 (1999).
- Whittington, M. A., Stanford, I. M., Colling, S. B., Jefferys, J. G., Traub, R. D. Spatiotemporal patterns of gamma frequency oscillations tetanically induced in the rat hippocampal slice. J. Physiol. 502 (3), 591-607 (1997).
- Avoli, M., Panuccio, G., Herrington, R., D’Antuono, M., de Guzman, P., Lévesque, M. Two different interictal spike patterns anticipate ictal activity in vitro. Neurobiol. Dis. 52, 168-176 (2013).
- Boido, D., Jesuthasan, N., de Curtis, M., Uva, L. Network Dynamics During the Progression of Seizure-Like Events in the Hippocampal-Parahippocampal Regions. Cereb Cortex. 24 (1), 162-173 (2014).
- Gloveli, T., Albrecht, D., Heinemann, U. Properties of low Mg2+ induced epileptiform activity in rat hippocampal and entorhinal cortex slices during adolescence. Brain Res. Dev. Brain Res. 87 (2), 145-152 (1995).
- McLeod, F., Ganley, R., Williams, L., Selfridge, J., Bird, A., Cobb, S. R. Reduced seizure threshold and altered network oscillatory properties in a mouse model of Rett syndrome. Neuroscience. 231, 195-205 (2013).
- Bracci, E., Vreugdenhil, M., Hack, S. P., Jefferys, J. G. On the synchronizing mechanisms of tetanically induced hippocampal oscillations. J. Neurosci. 19 (18), 8104-8113 (1999).
- Main, M. J., Cryan, J. E., Dupere, J. R., Cox, B., Clare, J. J., Burbidge, S. A. Modulation of KCNQ2/3 potassium channels by the novel anticonvulsant retigabine. Mol. Pharmacol. 58 (2), 253-262 (2000).
- Wickenden, A. D., Yu, W., Zou, A., Jegla, T., Wagoner, P. K. Retigabine, a novel anti-convulsant, enhances activation of KCNQ2/Q3 potassium channels. Mol. Pharmacol. 58 (3), 591-600 (2000).
- Otto, J. F., Kimball, M. M., Wilcox, K. S. Effects of the anticonvulsant retigabine on cultured cortical neurons: changes in electroresponsive properties and synaptic transmission. Mol. Pharmacol. 61 (4), 921-927 (2002).
- Pomper, J. K., Graulich, J., Kovacs, R., Hoffmann, U., Gabriel, S., Heinemann, U. High oxygen tension leads to acute cell death in organotypic hippocampal slice cultures. Brain Res. Dev. Brain Res. 126 (1), 109-116 (2001).
- Hatch, R. J., Reid, C. A., Petrou, S. Enhanced in vitro CA1 network activity in a sodium channel β1(C121W) subunit model of genetic epilepsy. Epilepsia. 55 (4), 601-608 (2014).
- Lord, L. -D., Expert, P., Huckins, J. F., Turkheimer, F. E. Cerebral energy metabolism and the brain/'s functional network architecture: an integrative review. J. Cereb. Blood Flow Metab. 33 (9), 1347-1354 (2013).
- Hájos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. Eur. J. Neurosci. 29 (2), 319-327 (2009).
- Hájos, N., Mody, I. Establishing a physiological environment for visualized in vitro brain slice recordings by increasing oxygen supply and modifying aCSF content. J. Neurosci. Methods. 183 (2), 107-113 (2009).
- Boido, D., Jesuthasan, N., de Curtis, M., Uva, L. Network Dynamics During the Progression of Seizure-Like Events in the Hippocampal-Parahippocampal Regions. Cereb Cortex. 24 (1), 163-173 (2012).
- Antuono, M., Köhling, R., Ricalzone, S., Gotman, J., Biagini, G., Avoli, M. Antiepileptic drugs abolish ictal but not interictal epileptiform discharges in vitro. Epilepsia. 51 (3), 423-431 (2010).
- Stenkamp, K., et al. Enhanced temporal stability of cholinergic hippocampal gamma oscillations following respiratory alkalosis in vitro. J. Neurophysiol. 85 (5), 2063-2069 (2001).
