حلقة شرياني (AV) في نموذج الحيوانات الصغيرة لدراسة الأوعية الدموية وهندسة الأنسجة أوعية دموية
Summary
وصفنا نهج المجهرية لتوليد حلقة شرياني (AV) كنموذج للتحليل الأوعية الدموية في الجسم الحي في بيئة معزولة، وتميزت بشكل جيد. هذا النموذج هو ليس فقط مفيدا للتحقيق في الأوعية الدموية، ولكن أيضا مناسبة بشكل مثالي للهندسة أوعية دموية محوريا والأنسجة استنساخها.
Abstract
A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in pathological situations such as cancer, vascularization plays a leading role in disease progression. Consequently, there is a strong need for a standardized and well-characterized in vivo model in order to elucidate the mechanisms of neovascularization and develop different vascularization approaches for tissue engineering and regenerative medicine.
We describe a microsurgical approach for a small animal model for induction of a vascular axis consisting of a vein and artery that are anastomosed to an arteriovenous (AV) loop. The AV loop is transferred to an enclosed implantation chamber to create an isolated microenvironment in vivo, which is connected to the living organism only by means of the vascular axis. Using 3D imaging (MRI, micro-CT) and immunohistology, the growing vasculature can be visualized over time. By implanting different cells, growth factors and matrices, their function in blood vessel network formation can be analyzed without any disturbing influences from the surroundings in a well controllable environment.
In addition to angiogenesis and antiangiogenesis studies, the AV loop model is also perfectly suited for engineering vascularized tissues. After a certain prevascularization time, the generated tissues can be transplanted into the defect site and microsurgically connected to the local vessels, thereby ensuring immediate blood supply and integration of the engineered tissue. By varying the matrices, cells, growth factors and chamber architecture, it is possible to generate various tissues, which can then be tailored to the individual patient’s needs.
Introduction
معظم الأنسجة والأعضاء في جسم الإنسان تعتمد على شبكة الاوعية الدموية الوظيفية التي تزود المواد الغذائية، وتتبادل الغازات ويزيل النفايات. خلل في هذا النظام بسبب مشاكل في الأوعية الدموية المحلية أو النظامية يمكن أن يؤدي إلى العديد من الأمراض الحادة. وعلاوة على ذلك، في المجالات البحثية مثل هندسة الأنسجة والطب التجديدي، شبكة الأوعية الدموية وظيفية داخل أنسجة ولدت بشكل مصطنع أو الأعضاء المزروعة لا غنى عنها لتطبيق السريرية ناجح.
على مدى عقود كان الباحثون بالتحقيق في الآليات الدقيقة تشارك في الأوعية الدموية المتزايدة للحصول على نظرة أعمق في حالات المرضية من أجل إيجاد تدخلات علاجية جديدة وتوفير الوقاية أفضل من اضطرابات الأوعية الدموية. في الخطوة الأولى، العمليات الأساسية مثل التفاعلات خلية خلية أو تأثير الجزيئات في خلايا الأوعية الدموية وعادة ما تكون حققت فيها في المختبر 2D أو 3Dالتجارب. نماذج 2D التقليدية من السهل القيام بها، راسخة، وساهمت إلى حد كبير في فهم أفضل لهذه العمليات. لأول مرة في عام 1980، فوكمان وآخرون. ذكرت في البذر الأوعية الدموية في المختبر من خلايا بطانة الأوعية الدموية الشعرية في الجيلاتين لوحات المغلفة 1. هذا أعطى على الفور وسيلة لنشر العديد من تجارب أخرى الأوعية الدموية 2D على أنبوب الخلايا البطانية تشكيل فحص 2، فحص الهجرة (3) وشارك في زراعة أنواع مختلفة من الخلايا 4، فضلا عن غيرهم. لا تزال تستخدم هذه المقايسات اليوم ومقبولة وفقا لمعايير في أساليب المختبر.
ومع ذلك، هذا الإعداد التجريبية ليست دائما ملائمة لدراسة في الجسم الحي سلوك الخلية لأن معظم أنواع الخلايا تتطلب بيئة 3D لتشكيل هياكل الأنسجة الفسيولوجية ذات الصلة 5. ويمكن أن يتبين أن بنية مصفوفة 3D هي حاسمة لmorphogenesi الشعريةالصورة 6 و أن التفاعلات خلايا إضافية مصفوفة الخلوية (ECM) والثقافة 3D الظروف تنظم العوامل الهامة التي ينطوي عليها ورم الأوعية الدموية 7. تقدم مصفوفة 3D المدخلات الميكانيكية المعقدة، يمكن ربط البروتينات المستجيب وإقامة الأنسجة على نطاق التدرجات تركيز المذاب. وعلاوة على ذلك، يعتبر أنه من الضروري من أجل التشبه في المخلق الجسم الحي وخطوات إعادة عرض في أنسجة معقدة 5. في هذه الأنظمة، سواء الأوعية الدموية وتكون الأوعية يمكن دراستها. بينما يصف الأوعية الدموية وتنتشر من الشعيرات الدموية من قبل الإيجاد الأوعية الدموية 8، يشير تكون الأوعية في دي نوفو تشكيل الأوعية الدموية من خلال الخلايا البطانية أو الأسلاف من 9،10. يوصف نضوج السفن في عملية تسمى "تخلق الشرايين" عبر تجنيد خلايا العضلات الملساء 11. وعائي المنشأ النموذجية في نموذج المختبر هو تنتشر الخلايا البطانية من أحادي الطبقة الحاليةالصورة المصنف كما أحادي الطبقة على الأسطح هلام، على سطح المجهرية جزءا لا يتجزأ من داخل هلام أو عن طريق بناء الأجسام الشبه الكروية خلية البطانية 12. في نماذج vasculogenic وشرك الخلايا البطانية واحدة في هلام 3D. تفاعلها مع الخلايا البطانية المجاورة لتشكيل الهياكل والشبكات دي نوفو الأوعية الدموية، وعادة في تركيبة مع خلايا داعمة 12.
ومع ذلك، حتى معقدة 3D نماذج في المختبر لا يمكن أن تحاكي في إعدادات الجسم الحي تعطى تماما وافر من خلية خلية وخلية ECM التفاعلات 13. المواد مع ارتفاع النشاط في المختبر لا تظهر تلقائيا على نفس الآثار في الجسم الحي، والعكس بالعكس (14). للاطلاع على تحليل شامل من الأوعية الدموية العمليات هناك حاجة ملحة إلى تطوير في النماذج الحية التي تحاكي الوضع على نحو أفضل في الجسم. وصفت مجموعة كبيرة من الجسم الحي في فحوصات الأوعية الدموية في الأدب، بما في ذلكالفرخ فحص مشيمائي غشاء (CAM)، ونموذج الزرد، والأوعية الدموية فحص القرنية، الظهرية نموذج كيس الهواء، وغرفة ظهري طبقات الجلد، ونماذج ورم تحت الجلد 14. ومع ذلك، غالبا ما ترتبط هذه المقايسات مع القيود، مثل التغيرات المورفولوجية السريعة، ومشاكل في الشعيرات الدموية الجديدة المميزة من تلك الموجودة بالفعل في مقايسة كأم، أو مساحة محدودة في القرنية الأوعية الدموية فحص 15. وعلاوة على ذلك، يتم استخدام أنظمة غير الثدييات (على سبيل المثال، نموذج الزرد 16)، الأمر الذي يؤدي إلى مشاكل في زرع الأعضاء 17. في نموذج ورم تحت الجلد، الأوعية الدموية التي تنشأ فقط من الورم نفسه لا يمكن تحليلها منذ الأنسجة المجاورة يساهم إلى حد كبير في عملية الأوعية الدموية. وعلاوة على ذلك، يمكن الأنسجة المحيطة لها دور حاسم في تشكيل المكروية ورم 18.
ليس فقط لدراسة الأوعية الدموية أو تكون الأوعية هناك شمال شرق قويإد لموحدة وتتميز بشكل جيد في نموذج الجسم الحي ولكن أيضا لدراسة استراتيجيات الأوعية الدموية المختلفة في هندسة الأنسجة والطب التجديدي. اليوم، الجيل من الأعضاء أو الأنسجة الاصطناعية معقدة ممكن سواء في التجارب المختبرية والحية. يوفر 3D bioprinting تقنية تصنيع حسب الطلب لتوليد معقدة 3D الأنسجة الحية وظيفية (19). وعلاوة على ذلك، المفاعلات الحيوية يمكن استخدامها لتوليد الأنسجة 20 أو حتى جسده يمكن استخدامها في مفاعل حيوي 21. ومع ذلك، فإن العائق الرئيسي لنجاح تطبيق الأنسجة ولدت بشكل مصطنع هو عدم وجود الأوعية الدموية داخل بنيات هندسيا. الاتصال الفوري إلى الأوعية الدموية المضيف بعد زرع هو شرط أساسي للبقاء على قيد الحياة، وخاصة في حالة الأنسجة الاصطناعية على نطاق واسع أو الأجهزة.
مختلفة في المختبر أو في استراتيجيات prevascularization الجسم الحي كانت جمعةطورت لإنشاء الأوعية الدموية الدقيقة وظيفي في بنيات قبل زرع 22. أدى غرس سقالة مع المختبر في الشعيرات الدموية المهندسة متشكلة على الجلد الظهرية من الفئران لمفاغرة السريعة من الأوعية الدموية الفئران خلال يوم واحد 23. في المقابل، كروي ثقافة مشتركة تتألف من خلايا الجذعية الوسيطة الإنسان والوريد السري الخلايا البطانية الإنسان تجميعها في شبكة prevascular ثلاثية الأبعاد تطورت أكثر بعد في الجسم الحي زرع. ومع ذلك، مفاغرة مع الأوعية الدموية المضيف اقتصر 24. قبل كل شيء، في عيوب سيئة أوعية دموية، مثل المناطق الميتة أو المشع، وهذا ما يسمى الأوعية الدموية خارجي – لنشوب السفن من المنطقة المحيطة بها إلى السقالة – غالبا ما يفشل. الأوعية الدموية جوهري، من ناحية أخرى، تقوم على محور الأوعية الدموية كمصدر الشعرية الجديدة تنتشر في سقالة 25. باستخدام نهج الأوعية الدموية محوري، والأنسجة المهندسة يمكن زرعها مع محور الأوعية الدموية وتوصيل سفن محلية في موقع المتلقي. مباشرة بعد الزرع، ويدعم الأنسجة كافية من الأوكسجين والمواد المغذية، مما يخلق الظروف المناسبة لتحقيق التكامل الأمثل.
نظرا لمحدودية توافر نماذج للتحقيق في الجسم الحي الأوعية الدموية واعترافا بالأهمية المتزايدة لتوليد الأنسجة أوعية دموية محوريا، قمنا بتطوير نهج المجهرية من إيرول وسبيرا أيضا على توليد (AV) حلقة شرياني في نموذج حيواني 26. استخدام غرفة زرع مغلقة تماما يجعل هذه الطريقة مناسبة تماما للغاية لدراسة تشكيل الأوعية الدموية تحت "رقابة"، وتتميز بشكل جيد في ظروف الجسم الحي (الشكل 1). هذا النموذج ليس مفيدا فقط للتحقيق في الأوعية الدموية ولكن أيضا مناسبة بشكل مثالي لالأوعية الدموية المحوري السقالات لانجين الأنسجةأغراض eering.
Protocol
Representative Results
Discussion
لأكثر من عقد من الزمان، وقد استخدمنا بنجاح شرياني (AV) حلقة لأغراض هندسة الأنسجة ودراسة الأوعية الدموية في الجسم الحي في نموذج حيوان صغير. نحن يمكن إثبات أن هذا النموذج المجهرية جدا مناسب تماما لهندسة الأنسجة المختلفة، وأنها يمكن أن تستخدم أيضا لتكوين الأوعية ال?…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
ونود أن نشكر المؤسسات التالية لدعم أبحاثنا AV حلقة: STAEDTLER ستيفتونغ، الدكتور فريتز ايرلر فون، عدا ذلك كرونة Fesenius ستيفتونغ، باكستر للرعاية الصحية محدودة، DFG، IZKF / ELAN / EFI / مكتب الجنس والتنوع، وForschungsstiftung طبية ، جامعة فريدريش ألكسندر إيرلانغن نورنبرغ (وحدة التحليل المالي)، ومؤسسة AO، مانفريد روث ستيفتونغ، شيويه كونغ، مؤسسة هانز جورج غايس، دويتشر Akademischer Austauschdienst (DAAD)، وألمانيا، ووزارة التعليم العالي والبحث العلمي، العراق. ونود أن نشكر ستيفان فليتشر، مارينا Milde، كاترين كون وإلسي أرنولد-Herberth حصول على الدعم الفني الممتاز.
Materials
| 0.9% sodium chloride | Berlin-Chemie AG | 34592508 | |
| 11-0 Ethilon / polyamide 6/6 | Ethicon | EH7438G | |
| 4-0 Vicryl / polygalactin 910 | Ethicon | V392H | |
| 6-0 Prolene / polypropylene | Ethicon | 8695H | |
| aluminium spray | Pharma Partner Vertriebs-GmbH | 1020 | |
| antiseptics | BODE Chemie GmbH | ||
| Catheter | B Braun Meslungen AG | 4251612-02 | |
| contrast agent | Flowtech | MV-122 | |
| embutramide, mebezonium iodide, tetracaine hydrochloride injectable solution | Intervet International GmbH | ||
| encre de chine intense indian ink | Lefranc & Bourgeois | ||
| Enrofloxacin | Bayer AG | ||
| eye ointment | Bayer AG | ||
| Formalin 4 % | Carl Roth GmbH & Co. KG | P087.4 | |
| Heparin | Ratiopharm GmbH | ||
| isoflurane | Abbott Laboratories | 6055482 | |
| Lewis rat, male | Charles River Laboratories | ||
| Metamizol-Natrium | Ratiopharm GmbH | ||
| papaverine / Paveron N | Linden Arzneimittel-Vertrieb-GmbH | ||
| tramadol / Tramal | Grünenthal GmbH |
Referências
- Folkman, J., Haudenschild, C. Angiogenesis in vitro. Nature. 288 (5791), 551-556 (1980).
- DeCicco-Skinner, K. L., et al. Endothelial cell tube formation assay for the in vitro study of angiogenesis. J Vis Exp. (91), e51312 (2014).
- Puddu, A., Sanguineti, R., Traverso, C. E., Viviani, G. L., Nicolo, M. Response to anti-VEGF-A treatment of endothelial cells in vitro. Exp Eye Res. 146, 128-136 (2016).
- Li, H., Daculsi, R., Bareille, R., Bourget, C., Amedee, J. uPA and MMP-2 were involved in self-assembled network formation in a two dimensional co-culture model of bone marrow stromal cells and endothelial cells. J Cell Biochem. 114 (3), 650-657 (2013).
- Griffith, L. G., Swartz, M. A. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. Nat Rev Mol Cell Biol. 7 (3), 211-224 (2006).
- Nehls, V., Herrmann, R. The configuration of fibrin clots determines capillary morphogenesis and endothelial cell migration. Microvasc Res. 51 (3), 347-364 (1996).
- Fischbach, C., et al. Cancer cell angiogenic capability is regulated by 3D culture and integrin engagement. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (2), 399-404 (2009).
- Logsdon, E. A., Finley, S. D., Popel, A. S., Mac Gabhann, F. A systems biology view of blood vessel growth and remodelling. J Cell Mol Med. 18 (8), 1491-1508 (2014).
- Kaully, T., Kaufman-Francis, K., Lesman, A., Levenberg, S. Vascularization–the conduit to viable engineered tissues. Tissue Eng Part B Rev. 15 (2), 159-169 (2009).
- Risau, W. Mechanisms of angiogenesis. Nature. 386 (6626), 671-674 (1997).
- Carmeliet, P. Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis. Nat Med. 6 (4), 389-395 (2000).
- Morin, K. T., Tranquillo, R. T. In vitro models of angiogenesis and vasculogenesis in fibrin gel. Exp Cell Res. 319 (16), 2409-2417 (2013).
- Ucuzian, A. A., Greisler, H. P. In vitro models of angiogenesis. World J Surg. 31 (4), 654-663 (2007).
- Staton, C. A., Reed, M. W., Brown, N. J. A critical analysis of current in vitro and in vivo angiogenesis assays. Int J Exp Pathol. 90 (3), 195-221 (2009).
- Tahergorabi, Z., Khazaei, M. A review on angiogenesis and its assays. Iran J Basic Med Sci. 15 (6), 1110-1126 (2012).
- Agostini, S., et al. Barley beta-glucan promotes MnSOD expression and enhances angiogenesis under oxidative microenvironment. J Cell Mol Med. 19 (1), 227-238 (2015).
- Zhang, B., Xuan, C., Ji, Y., Zhang, W., Wang, D. Zebrafish xenotransplantation as a tool for in vivo cancer study. Fam Cancer. 14 (3), 487-493 (2015).
- Devaud, C., et al. Tissues in different anatomical sites can sculpt and vary the tumor microenvironment to affect responses to therapy. Mol Ther. 22 (1), 18-27 (2014).
- Min, Z., Shichang, Z., Chen, X., Yufang, Z., Changqing, Z. 3D-printed dimethyloxallyl glycine delivery scaffolds to improve angiogenesis and osteogenesis. Biomater Sci. 3 (8), 1236-1244 (2015).
- Sundaram, S., et al. Tissue-engineered vascular grafts created from human induced pluripotent stem cells. Stem Cells Transl Med. 3 (12), 1535-1543 (2014).
- Hori, A., Agata, H., Takaoka, M., Tojo, A., Kagami, H. Effect of Cell Seeding Conditions on the Efficiency of In Vivo Bone Formation. Int J Oral Maxillofac Implants. 31 (1), 232-239 (2016).
- Laschke, M. W., Menger, M. D. Prevascularization in tissue engineering: Current concepts and future directions. Biotechnol Adv. , (2015).
- Wong, H. K., et al. Novel method to improve vascularization of tissue engineered constructs with biodegradable fibers. Biofabrication. 8 (1), 015004 (2016).
- Rouwkema, J., de Boer, J., Van Blitterswijk, C. A. Endothelial cells assemble into a 3-dimensional prevascular network in a bone tissue engineering construct. Tissue Eng. 12 (9), 2685-2693 (2006).
- Lokmic, Z., Mitchell, G. M. Engineering the microcirculation. Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 87-103 (2008).
- Erol, O. O., Spira, M. New capillary bed formation with a surgically constructed arteriovenous fistula. Surg Forum. 30, 530-531 (1979).
- Arkudas, A., et al. Evaluation of angiogenesis of bioactive glass in the arteriovenous loop model. Tissue Eng Part C Methods. 19 (6), 479-486 (2013).
- Arkudas, A., et al. Axial prevascularization of porous matrices using an arteriovenous loop promotes survival and differentiation of transplanted autologous osteoblasts. Tissue Eng. 13 (7), 1549-1560 (2007).
- Arkudas, A., et al. Composition of fibrin glues significantly influences axial vascularization and degradation in isolation chamber model. Blood Coagul Fibrinolysis. 23 (5), 419-427 (2012).
- Arkudas, A., et al. Dose-finding study of fibrin gel-immobilized vascular endothelial growth factor 165 and basic fibroblast growth factor in the arteriovenous loop rat model. Tissue Eng Part A. 15 (9), 2501-2511 (2009).
- Arkudas, A., et al. Fibrin gel-immobilized VEGF and bFGF efficiently stimulate angiogenesis in the AV loop model. Mol Med. 13 (9-10), 480-487 (2007).
- Buehrer, G., et al. Combination of BMP2 and MSCs significantly increases bone formation in the rat arterio-venous loop model. Tissue Eng Part A. 21 (1-2), 96-105 (2015).
- Kneser, U., et al. Engineering of vascularized transplantable bone tissues: induction of axial vascularization in an osteoconductive matrix using an arteriovenous loop. Tissue Eng. 12 (7), 1721-1731 (2006).
- Arkudas, A., et al. Combination of extrinsic and intrinsic pathways significantly accelerates axial vascularization of bioartificial tissues. Plast Reconstr Surg. 129 (1), 55e-65e (2012).
- Bach, A. D., et al. A new approach to tissue engineering of vascularized skeletal muscle. J Cell Mol Med. 10 (3), 716-726 (2006).
- Bitto, F. F., et al. Myogenic differentiation of mesenchymal stem cells in a newly developed neurotised AV-loop model. Biomed Res Int. 2013, 935046 (2013).
- Fiegel, H. C., et al. Foetal hepatocyte transplantation in a vascularized AV-Loop transplantation model in the rat. J Cell Mol Med. 14 (1-2), 267-274 (2010).
- Polykandriotis, E., et al. The venous graft as an effector of early angiogenesis in a fibrin matrix. Microvasc Res. 75 (1), 25-33 (2008).
- Polykandriotis, E., et al. Regression and persistence: remodelling in a tissue engineered axial vascular assembly. J Cell Mol Med. 13 (10), 4166-4175 (2009).
- Yuan, Q., et al. PHDs inhibitor DMOG promotes the vascularization process in the AV loop by HIF-1a up-regulation and the preliminary discussion on its kinetics in rat. BMC Biotechnol. 14, 112 (2014).
- Dew, L., MacNeil, S., Chong, C. K. Vascularization strategies for tissue engineers. Regen Med. 10 (2), 211-224 (2015).
- Kang, Y., Mochizuki, N., Khademhosseini, A., Fukuda, J., Yang, Y. Engineering a vascularized collagen-beta-tricalcium phosphate graft using an electrochemical approach. Acta Biomater. 11, 449-458 (2015).
- Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Adv Drug Deliv Rev. 63 (4-5), 300-311 (2011).
- Zimmerer, R., Jehn, P., Spalthoff, S., Kokemuller, H., Gellrich, N. C. Prefabrication of vascularized facial bones. Chirurg. 86 (3), 254-258 (2015).
- Dunda, S. E., et al. In Vitro and In Vivo Biocompatibility of a Novel, 3-Dimensional Cellulose Matrix Structure. Handchir Mikrochir Plast Chir. 47 (6), 378-383 (2015).
- Tanaka, Y., et al. Tissue engineering skin flaps: which vascular carrier, arteriovenous shunt loop or arteriovenous bundle, has more potential for angiogenesis and tissue generation?. Plast Reconstr Surg. 112 (6), 1636-1644 (2003).
- Dong, Q. S., et al. Prefabrication of axial vascularized tissue engineering coral bone by an arteriovenous loop: a better model. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 32 (6), 1536-1541 (2012).
- Polykandriotis, E., et al. Prevascularisation strategies in tissue engineering. Handchir Mikrochir Plast Chir. 38 (4), 217-223 (2006).
- Mofikoya, B. O., Ugburo, A. O., Bankole, O. B. Does open guide suture technique improve the patency rate in submillimeter rat artery anastomosis?. Handchir Mikrochir Plast Chir. 46 (2), 105-107 (2014).
- Manasseri, B., et al. Microsurgical arterovenous loops and biological templates: a novel in vivo chamber for tissue engineering. Microsurgery. 27 (7), 623-629 (2007).
- Moimas, S., et al. AAV vector encoding human VEGF165-transduced pectineus muscular flaps increase the formation of new tissue through induction of angiogenesis in an in vivo chamber for tissue engineering: A technique to enhance tissue and vessels in microsurgically engineered tissue. J Tissue Eng. 6, (2015).
- Fan, J., et al. Microsurgical techniques used to construct the vascularized and neurotized tissue engineered bone. Biomed Res Int. 2014, 281872 (2014).
- Bleiziffer, O., et al. Guanylate-binding protein 1 expression from embryonal endothelial progenitor cells reduces blood vessel density and cellular apoptosis in an axially vascularised tissue-engineered construct. BMC Biotechnol. 12, 94 (2012).
- Horch, R. E., et al. Cancer research by means of tissue engineering–is there a rationale?. J Cell Mol Med. 17 (10), 1197-1206 (2013).
- Lee, H. Genetically engineered mouse models for drug development and preclinical trials. Biomol Ther (Seoul). 22 (4), 267-274 (2014).
- Willey, C. D., Gilbert, A. N., Anderson, J. C., Gillespie, G. Y. Patient-Derived Xenografts as a Model System for Radiation Research). Semin Radiat Oncol. 25 (4), 273-280 (2015).
- Guiro, K., Arinzeh, T. L. Bioengineering Models for Breast Cancer Research. Breast Cancer (Auckl). 9 (Suppl 2), 57-70 (2015).
- Ghajar, C. M., Bissell, M. J. Tumor engineering: the other face of tissue engineering. Tissue Eng Part A. 16 (7), 2153-2156 (2010).
- Boos, A. M., et al. Engineering axially vascularized bone in the sheep arteriovenous-loop model. J Tissue Eng Regen Med. 7 (8), 654-664 (2013).
- Weigand, A., et al. Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization. Tissue Eng Part A. 21 (9-10), 1680-1694 (2015).
- Horch, R. E., Beier, J. P., Kneser, U., Arkudas, A. Successful human long-term application of in situ bone tissue engineering. J Cell Mol Med. 18 (7), 1478-1485 (2014).
