Summary

3D Microtissues voor injecteerbare regeneratieve therapie en High-throughput Drug Screening

Published: October 04, 2017
doi:

Summary

Dit protocol beschrijft de fabricage van elastische 3D macroporeuze microcryogels door de integratie van microfabrication met cryogelation-technologie. Bij het laden met cellen, worden 3D-microtissues gegenereerd, die kan gemakkelijk ingespoten in vivo om regeneratieve therapie of geassembleerd tot arrays voor in vitro high-throughput drug screening.

Abstract

Wij hebben om een upgrade celkweek met traditionele 2D naar 3D-celkweek, microfabrication geïntegreerd met cryogelation-technologie voor de productie van macroporeuze microscale cryogels (microcryogels), die kunnen worden geladen met allerlei celtypes te vormen van de 3D microtissues. Hierin presenteren wij het protocol om veelzijdige 3D microtissues en hun toepassingen in regeneratieve therapie en drug screening. Grootte en vorm-controleerbare microcryogels kan worden vervaardigd op een matrix-chip, die kan worden geoogst uit-chip als individuele cel-geladen dragers voor injecteerbare regeneratieve therapie of verder worden gemonteerd op de chip in 3D microtissue arrays voor high-throughput drug screening. Vanwege de hoge elastische aard van deze microscale cryogels vertonen de 3D microtissues grote injectiecapaciteit voor minimaal invasieve celtherapie door cellen te beschermen tegen mechanische schuintrekken kracht tijdens de injectie. Dit zorgt voor verbeterde cel overleven en therapeutisch effect in de muismodel van het ledemaat ischemie. Ondertussen, vergadering van 3D microtissue arrays in een standaardindeling van 384-multi-goed vergemakkelijkt het gebruik van gemeenschappelijke laboratoriumfaciliteiten en apparatuur, waardoor hoge gegevensdoorvoer drug screening op dit veelzijdige 3D cel cultuur platform.

Introduction

Traditionele celkweek op platte tweedimensionale (2D) oppervlakken, zoals een schotel van cultuur of multi goed platen, kan nauwelijks cel dicht bij hun eigen bestuurlijk gedrag uitlokken. Nauwkeurige recapitulatie van inheemse cellulaire microenvironments, die bestaan uit verschillende celtypes, extracellulaire matrices en bioactieve oplosbare factoren in driedimensionale (3D) platforms1,2,3 ,4, is van essentieel belang voor de bouw van biomimicking weefsels in vitro voor toepassingen in de tissue engineering, regeneratieve geneeskunde, fundamentele biologie onderzoek en drug discovery5,6,7 ,8,9.

In plaats van 2D celcultuur, 3D-celkweek wordt veel gebruikt om vooraf biomimetische micro-architectuur en functionele kenmerken van cellen gekweekt in vitro. Een populaire 3D cel cultuur methode is om de samengevoegde cellen in spheroïden7,8,9,10. Cellulaire spheroïden kunnen worden geïnjecteerd om gewonde weefsels met verbeterde cellulaire retentie en de overleving in vergelijking met de injectie van verspreide cellen. Echter, niet-uniforme sferoïde maten en onvermijdelijk mechanische schade opgelegd cellen vloeistof schuintrekken gewapenderhand tijdens injectie leiden tot slechte cel therapeutische effecten11,12,13. Evenzo heeft de inherent niet-uniformiteit tijdens samenvoeging van spheroïden hun vertaling naar 3D cel-gebaseerde high-throughput drug screening uitdagende10gemaakt.

Een andere methode voor 3D-celkweek wordt bereikt met de hulp van biomaterialen, meestal ingekapseld in de cellen in waterige hydrogels of poreuze steigers. Het zorgt voor meer flexibiliteit bij de bouw van 3D platforms. Voor therapie, zijn cellen ingekapseld in bulk steigers meestal geleverd aan dierlijke lichaam via chirurgische implantatie, die is invasieve en traumatisch, vandaar zijn brede vertaling naar bed te beperken. Aan de andere kant, inschakelen waterige hydrogels minimaal invasieve therapie door het injecteren van cellen gesuspendeerd in hydrogel voorloper oplossing waardoor in situ gelering via thermo-, chemische of enzymatische crosslinking11-dierlijke organen. Echter als cellen worden terwijl de hydrogel voorlopers nog in een waterige staat zijn afgeleverd, worden ze ook blootgesteld aan mechanische schuintrekken tijdens de injectie. Niet alleen dus, kan chemische of enzymatische crosslinking tijdens in situ gelering hydrogel ook schade aan cellen binnen opleggen. Voor drug screening problemen biomaterial-bijgewoonde celculturen met uniformiteit, de controleerbaarheid en de doorvoer. Met behulp van hydrogels, zijn cellen meestal betrokken tijdens gelering, waarmee het proces invloed kan zijn op levensvatbaarheid van de cellen en functie. Gelering tijdens cel zaaien belemmert ook gebruik door de meeste high-throughput apparatuur, aangezien de hydrogel worden gehouden op het ijs moeten kan om te voorkomen dat gelering voor cel zaaien, en de hydrogel misschien verstrekking tips, die zijn meestal erg dun om ervoor te zorgen nauwkeurigheid voor jam High-throughput screening. Pre-gevormde steigers kon potentieel scheiden biomaterial fabricage procedures van de cultuur van de cel, maar de meeste steiger gebaseerde producten zijn beschikbaar als stortgoederen met relatief lagere doorvoer14.

Om sommige van de tekortkomingen van de huidige 3D kweekmethoden te overwinnen, hebben wij een microfabrication-cryogelation, geïntegreerde technologie om een off-the-shelf en gebruiksvriendelijke microcryogel matrix chip15ontwikkeld. In dit protocol, is gelatine geselecteerd om te illustreren de microcryogel fabricage techniek zoals het is biocompatibel, afbreekbaar, rendabel, en geen verdere wijziging vereist voor bevestiging van de cel is. Andere polymeren van natuurlijke of synthetische bronnen kunnen ook worden gebruikt voor de fabricage, afhankelijk van de toepassing. Via deze technologie, kunnen wij fabriceren verkleinde en zeer elastische microcryogels met regelbare grootte, vorm en indeling. Wanneer geladen met allerlei celtypes, kon 3D microtissues worden gevormd voor diverse toepassingen. Deze unieke functies inschakelen gewenste injectiecapaciteit, cel bescherming en het behoud van de plaats-geleide na injectie in vivo voor verbeterde therapeutische effecten. Niet alleen dus, kan de microcryogels verder worden verwerkt tot 3D microtissue arrays die compatibel met de gemeenschappelijke laboratoriumapparatuur en -instrumenten zijn te realiseren van hoge-doorvoer celkweek voor veelzijdige drug screening en andere cellulaire assays. Hierin leggen we de productie-procédé van microcryogels en de nabehandeling als individuele 3D microtissues of 3D microtissue arrays voor twee belangrijke toepassingen, celtherapie en drug screening, respectievelijk10,15 .

Protocol

dierproeven gevolgd strikt protocol goedgekeurd door de ethische commissie van dier op het Center of Biomedical Analysis, Tsinghua Universiteit. Onder goedkeuring van de ethische Commissie, menselijk vetweefsel is verkregen uit het departement van plastische chirurgie van Peking Unie ziekenhuis met geïnformeerde toestemming van de patiënten. 1. fabricage van 3D Microcryogels ontwerp en de fabricage van microstencil matrix chips gebruik een commerciële so…

Representative Results

Fabricage en karakterisering van microcryogels voor de vorming van de 3D microtissue. Volgens dit protocol, microcryogels werden vervaardigd vorm de 3D microtissues en individuele microcryogels of microcryogel arrays en werden toegepast op de regeneratieve therapie en drug screening, respectievelijk (Figuur 1). Microstencil matrix chips vervaardigd uit PMMA waren toegepast als micro…

Discussion

Regeneratieve geneeskunde en in vitro modellen voor drug screening zijn twee belangrijke toepassingen voor weefsel engineering5,6,7,8,9. Terwijl deze twee toepassingen enorm verschillende behoeften hebben, ligt een gemeenschappelijke grond tussen hen in de noodzaak van een meer biomimetische culturing voorwaarde te verbeteren cel functies<sup class="x…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd financieel ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (subsidies: 81522022, 51461165302). De auteurs wil erkennen alle Du lab leden voor algemene bijstand.

Materials

Gelatin sigma G7041 All other reagents were purchased from Sigma-Aldrich (St. Louis, MO) unless otherwise indicated.
Glutaraldehyde  J&K 902042 Used as crosslinker in preparation of material.
Glass cover slip (24X50mm) CITOGLASS, China 10212450C To scrape prcursor solution onto microstencils array chips.
Sodium borohydride, NaBH4 Beijing Chemical Works 116-8 To wash remaining glutaraldehyde away after gelation.
Vacuum jar asperts, China VC8130 To preserve microgels under vacuum.
Polymethylmethacrylate (PMMA) sheets  Sunjin Electronics Co., Ltd, China Ordinary PMMA sheets.
Rayjet laser system Rayjet, Australia Rayjet 50 C30 To engrave PMMA sheets to form wells.
Plasma Cleaner Mycro Technologies, USA PDC-32G To make PMMA hyphophilic.
Lyophilizer Boyikang, China SC21CL To lyophilize materials.
Trypan Blue solution (0.4%) Zhongkekeao, China DA0065 To dye microgels.
Doxorubicin hydrochloride ENERGY CHEMICAL, China A01E0801360010 To test drug resistance of cells in 2D or 3D microgel.
Live/dead assay Dojindo Molecular Technologies (Kumamoto, Japan) CS01-10 To distinguish alive and dead cells.
Cell Titer-Blue Promega (Wisconsin, USA). G8080 To test cell viability.
Cell strainer BD Biosciences, USA 352360 To collect microgels.
D-Luciferin SYNCHEM (Germany) s039 To tack cells.
Scanning electron microscope FEI, USA Quanta 200 To characterize microgel morphology.
 Mechanical testing machine Bose, USA 3230 To measure mechanical features.
Programmable syringe pump  World Precision Instruments, USA ALADINI 1000 To test injactabiliy.
Digital force gauge HBO, Yueqing Haibao Instrument Co., Ltd., China H-50  To test injactabiliy.
Ethylene oxide sterilization system Anprolene, Anderson Sterilization, Inc., Haw River, NC AN74i To sterilize microgels with ethylene oxide gas.
Microplate reader Molecular Devices,USA M5 To measure fluorescence intensity in micro-array.
Confocal microscope Nikon, Japan A1Rsi To observe cell distribution in 3D.
Xenogen  Lumina II imaging system Caliper Life Sciences, USA IVIS To track cell in animals.
Liquid work stataion Apricot design,USA S-pipette To load medium or cell suspension high-throuputly.

Referências

  1. Cukierman, E., Pankov, R., Stevens, D. R., Yamada, K. M. Taking cell-matrix adhesions to the third dimension. Science. 294 (5547), 1708-1712 (2001).
  2. Abbott, A. Cell culture: biology’s new dimension. Nature. 424 (6951), 870-872 (2003).
  3. Loessner, D., et al. Bioengineered 3D platform to explore cell-ECM interactions and drug resistance of epithelial ovarian cancer cells. Biomaterials. 31 (32), 8494-8506 (2010).
  4. Fischbach, M. A., Bluestone, J. A., Lim, W. A. Cell-based therapeutics: the next pillar of medicine. Sci Transl Med. 5 (179), 179 (2013).
  5. Kuraitis, D., Giordano, C., Ruel, M., Musaro, A., Suuronen, E. J. Exploiting extracellular matrix-stem cell interactions: a review of natural materials for therapeutic muscle regeneration. Biomaterials. 33 (2), 428-443 (2012).
  6. Breslin, S., O’Driscoll, L. Three-dimensional cell culture: the missing link in drug discovery. Drug Discov Today. 18 (5-6), 240-249 (2013).
  7. Lovitt, C. J., Shelper, T. B., Avery, V. M. Miniaturized three-dimensional cancer model for drug evaluation. Assay Drug Dev Technol. 11 (7), 435-448 (2013).
  8. Yoshii, Y., et al. High-throughput screening with nanoimprinting 3D culture for efficient drug development by mimicking the tumor environment. Biomaterials. 51, 278-289 (2015).
  9. Li, X., et al. Micro-scaffold array chip for upgrading cell-based high-throughput drug testing to 3D using benchtop equipment. Lab Chip. 14 (3), 471-481 (2014).
  10. Qi, C., Yan, X., Huang, C., Melerzanov, A., Du, Y. Biomaterials as carrier, barrier and reactor for cell-based regenerative medicine. Protein Cell. 6 (9), 638-653 (2015).
  11. Li, Y., et al. Primed 3D injectable microniches enabling low-dosage cell therapy for critical limb ischemia. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13511-13516 (2014).
  12. Liu, W., et al. Magnetically controllable 3D microtissues based on magnetic microcryogels. Lab Chip. 14 (15), 2614-2625 (2014).
  13. Zhao, S., Zhao, H., Zhang, X., Li, Y., Du, Y. Off-the-shelf microsponge arrays for facile and efficient construction of miniaturized 3D cellular microenvironments for versatile cell-based assays. Lab Chip. 13 (12), 2350-2358 (2013).
  14. Liu, W., et al. Microcryogels as injectable 3-D cellular microniches for site-directed and augmented cell delivery. Acta Biomater. 10 (5), 1864-1875 (2014).
  15. Hakanson, M., et al. Controlled breast cancer microarrays for the deconvolution of cellular multilayering and density effects upon drug responses. PLoS One. 7 (6), e40141 (2012).
  16. Du, Y., et al. Rapid generation of spatially and temporally controllable long-range concentration gradients in a microfluidic device. Lab Chip. 9 (6), 761-767 (2009).
  17. He, J., et al. Microfluidic synthesis of composite cross-gradient materials for investigating cell-biomaterial interactions. Biotechnol Bioeng. 108 (1), 175-185 (2011).
  18. Zeng, Y., et al. Preformed gelatin microcryogels as injectable cell carriers for enhanced skin wound healing. Acta Biomater. 25, 291-303 (2015).
  19. Yang, F., et al. Genetic engineering of human stem cells for enhanced angiogenesis using biodegradable polymeric nanoparticles. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (8), 3317-3322 (2010).
  20. Zhang, L., et al. Delayed administration of human umbilical tissue-derived cells improved neurological functional recovery in a rodent model of focal ischemia. Stroke. 42 (5), 1437-1444 (2011).
  21. Kinnaird, T., et al. Local delivery of marrow-derived stromal cells augments collateral perfusion through paracrine mechanisms. Circulation. 109 (12), 1543-1549 (2004).
  22. Fischbach, C., et al. Engineering tumors with 3D scaffolds. Nat Methods. 4 (10), 855-860 (2007).
  23. Dhiman, H. K., Ray, A. R., Panda, A. K. Three-dimensional chitosan scaffold-based MCF-7 cell culture for the determination of the cytotoxicity of tamoxifen. Biomaterials. 26 (9), 979-986 (2005).
  24. Gimble, J. M., Guilak, F., Bunnell, B. A. Clinical and preclinical translation of cell-based therapies using adipose tissue-derived cells. Stem Cell Res Ther. 1 (2), (2010).
  25. Thai, H. M., et al. Implantation of a three-dimensional fibroblast matrix improves left ventricular function and blood flow after acute myocardial infarction. Cell Transplant. 18 (3), 283-295 (2009).
  26. Moreira Teixeira, L. S., et al. High throughput generated micro-aggregates of chondrocytes stimulate cartilage formation in vitro and in vivo. Eur Cell Mater. 23, 387-399 (2012).
  27. Ifkovits, J. L., et al. Injectable hydrogel properties influence infarct expansion and extent of postinfarction left ventricular remodeling in an ovine model. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (25), 11507-11512 (2010).
  28. Murphy, A. R., Laslett, A., O’Brien, C. M., Cameron, N. R. Scaffolds for 3D in vitro culture of neural lineage cells. Acta Biomater. , (2017).
  29. Cheng, V., et al. High-content analysis of tumour cell invasion in three-dimensional spheroid assays. Oncoscience. 2 (6), 596-606 (2015).
  30. Huber, J. M., et al. Evaluation of assays for drug efficacy in a three-dimensional model of the lung. J Cancer Res Clin Oncol. 142 (9), 1955-1966 (2016).
  31. Lamichhane, S. P., et al. Recapitulating epithelial tumor microenvironment in vitro using three dimensional tri-culture of human epithelial, endothelial, and mesenchymal cells. BMC Cancer. 16, 581 (2016).
  32. Ware, M. J., et al. Generation of an in vitro 3D PDAC stroma rich spheroid model. Biomaterials. 108, 129-142 (2016).
  33. Monjaret, F., et al. Fully Automated One-Step Production of Functional 3D Tumor Spheroids for High-Content Screening. J Lab Autom. 21 (2), 268-280 (2016).
  34. Shologu, N., et al. Recreating complex pathophysiologies in vitro with extracellular matrix surrogates for anticancer therapeutics screening. Drug Discov Today. 21 (9), 1521-1531 (2016).
  35. Ho, W. J., et al. Incorporation of multicellular spheroids into 3-D polymeric scaffolds provides an improved tumor model for screening anticancer drugs. Cancer Sci. 101 (12), 2637-2643 (2010).
  36. Pathak, A., Kumar, S. Independent regulation of tumor cell migration by matrix stiffness and confinement. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (26), 10334-10339 (2012).
  37. Wei, S. C., et al. Matrix stiffness drives epithelial-mesenchymal transition and tumour metastasis through a TWIST1-G3BP2 mechanotransduction pathway. Nat Cell Biol. 17 (5), 678-688 (2015).
  38. Romero-Lopez, M., et al. Recapitulating the human tumor microenvironment: Colon tumor-derived extracellular matrix promotes angiogenesis and tumor cell growth. Biomaterials. 116, 118-129 (2017).
  39. Xu, X., Sabanayagam, C. R., Harrington, D. A., Farach-Carson, M. C., Jia, X. A hydrogel-based tumor model for the evaluation of nanoparticle-based cancer therapeutics. Biomaterials. 35 (10), 3319-3330 (2014).
  40. Xu, X., et al. Recreating the tumor microenvironment in a bilayer, hyaluronic acid hydrogel construct for the growth of prostate cancer spheroids. Biomaterials. 33 (35), 9049-9060 (2012).
  41. Nyga, A., Loizidou, M., Emberton, M., Cheema, U. A novel tissue engineered three-dimensional in vitro colorectal cancer model. Acta Biomater. 9 (8), 7917-7926 (2013).
  42. Yip, D., Cho, C. H. A multicellular 3D heterospheroid model of liver tumor and stromal cells in collagen gel for anti-cancer drug testing. Biochem Biophys Res Commun. 433 (3), 327-332 (2013).
  43. Hoare, T. R., Kohane, D. S. Hydrogels in drug delivery: Progress and challenges. Polymer. 49 (8), 1993-2007 (2008).
  44. Delgado, L. M., Bayon, Y., Pandit, A., Zeugolis, D. I. To cross-link or not to cross-link? Cross-linking associated foreign body response of collagen-based devices. Tissue Eng Part B Rev. 21 (3), 298-313 (2015).
  45. Florczyk, S. J., et al. Porous chitosan-hyaluronic acid scaffolds as a mimic of glioblastoma microenvironment ECM. Biomaterials. 34 (38), 10143-10150 (2013).
  46. Kimlin, L. C., Casagrande, G., Virador, V. M. In vitro three-dimensional (3D) models in cancer research: an update. Mol Carcinog. 52 (3), 167-182 (2013).
  47. Zhang, M., Boughton, P., Rose, B., Lee, C. S., Hong, A. M. The use of porous scaffold as a tumor model. Int J Biomater. 2013, 396056 (2013).
  48. Wang, J., et al. Engineering EMT using 3D micro-scaffold to promote hepatic functions for drug hepatotoxicity evaluation. Biomaterials. 91, 11-22 (2016).
check_url/pt/55982?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Li, Y., Yan, X., Liu, W., Zhou, L., You, Z., Du, Y. 3D Microtissues for Injectable Regenerative Therapy and High-throughput Drug Screening. J. Vis. Exp. (128), e55982, doi:10.3791/55982 (2017).

View Video