Summary

Microtissues 3D para terapia regenerativa injetável e triagem de drogas de alto rendimento

Published: October 04, 2017
doi:

Summary

Este protocolo descreve a fabricação de microcryogels elástica 3D se integrando microfabrication com tecnologia cryogelation. Durante o carregamento com células, microtissues 3D são gerados, que pode ser facilmente injetado em vivo para facilitar a terapia regenerativa ou montadas em matrizes para em vitro triagem de drogas de alto rendimento.

Abstract

Para atualizar a cultura celular 2D tradicional para cultura de células 3D, integramos microfabrication com tecnologia cryogelation para produzir se microescala cryogels (microcryogels), que pode ser carregado com uma variedade de tipos de células para formar o microtissues 3D. Aqui, apresentamos o protocolo para fabricar microtissues 3D versátil e suas aplicações em terapia regenerativa e de despistagem de drogas. Tamanho e forma-controláveis microcryogels podem ser fabricados em um chip de matriz, que pode ser colhido fora do chip como transportadoras carregados de células individuais para terapia regenerativa injetável ou ainda ser montados em-microplaqueta em 3D microtissue matrizes para alta produtividade triagem de drogas. Devido à natureza elástica elevada destes cryogels de microescala, os microtissues 3D exibem grande Injectabilidade para terapia celular minimamente invasiva, protegendo as células de força de cisalhamento mecânico durante a injeção. Isso garante a sobrevivência celular melhorada e efeito terapêutico no modelo de isquemia do membro do rato. Enquanto isso, montagem de matrizes de microtissue 3D em um formato padrão de 384-multi-bem facilita o uso do comum instalações laboratoriais e equipamentos, permitindo que sobre esta plataforma de cultura de células 3D versátil de despistagem de drogas de alto rendimento.

Introduction

Cultura celular tradicional superfícies achatadas bidimensional (2D), como um prato de cultura ou placas multi bem, dificilmente pode eliciar comportamentos de celular perto de seus Estados nativos. Recapitulação exata do microambiente celular nativo, que são compostos por vários tipos de células, matrizes extracelulares e bioativos fatores solúveis em tridimensional (3D) arquiteturas1,2,3 ,4, é essencial para construir biomimicking tecidos em vitro para aplicações na medicina regenerativa, engenharia de tecidos, biologia fundamental pesquisa e droga descoberta5,6,7 ,8,9.

Em vez de cultura de células 2D, cultura de células 3D é amplamente utilizada para avançar biomimetic microarquitetura e características funcionais das células cultivadas em vitro. É um método de cultura de células 3D popular células agregadas em esferoides7,8,9,10. Esferoides celulares podem ser injetados para tecidos feridos com maior retenção de celular e sobrevivência em comparação com a injeção de células dispersas. No entanto, não-uniforme esferoide tamanhos e inevitável lesão mecânica imposta sobre as células pela força de cisalhamento do fluido durante a injeção levam a pobre célula efeitos terapêuticos11,12,13. Da mesma forma, a não-uniformidade inerente durante a agregação de esferoides fez sua tradução para 3D baseada em célula elevado-throughput de despistagem de drogas desafiador10.

Outro método para cultura de células 3D é alcançado com a ajuda de biomateriais, que encapsula normalmente células em hidrogel aquosa ou andaimes porosas. Permite maior flexibilidade na construção de arquiteturas 3D. Para a terapia, células encapsuladas em andaimes em massa geralmente são entregues ao corpo animal através da implantação cirúrgica, que é invasivo e traumático, portanto, restringindo sua tradução ampla para o leito. Por outro lado, aquosa hidrogel permitem terapia minimamente invasiva através da injeção de células suspendidas em solução de precursor de hidrogel em corpos de animais, permitindo em situ gelificação através do thermo-, reticulação química ou enzimática11. No entanto, como as células são entregues enquanto os precursores de hidrogel ainda estão em um estado aquoso, eles estão também expostos a cisalhamento mecânico durante a injeção. Não só isso, reticulação química ou enzimática durante em situ gelificação de hidrogel também pode impor danos às células dentro. Para triagem de drogas, culturas de células de biomaterial assistida enfrentam problemas com taxa de transferência, controlabilidade e uniformidade. Usando o hidrogel, células são normalmente envolvidos durante a gelificação, pelo qual o processo pode afetar a função e viabilidade celular. Gelificação durante a semeadura da célula também dificulta o uso pela maioria dos equipamentos de alto rendimento, desde que o hidrogel pode precisar de ser mantido no gelo para evitar gelificação antes célula semeadura, e o hidrogel pode jam aplicadora dicas, que são geralmente muito finas, para garantir a precisão para seleção da elevado-produção. Pré-formado andaimes potencialmente poderiam separar os procedimentos de fabricação do biomaterial de cultura de células, porém a maioria produtos baseados em andaime estão disponíveis como produtos a granel com relativamente baixa taxa de transferência14.

Para superar algumas das deficiências dos métodos de cultura 3D atual, nós desenvolvemos uma tecnologia integrada microfabrication-cryogelation para fabricar uma prateleira e user-friendly microcryogel matriz microplaqueta15. Neste protocolo, a gelatina é selecionada para exemplificar a técnica de fabricação de microcryogel como é biocompatível, biodegradável, cost-effective, e nenhuma modificação adicional é necessária para a fixação da célula. Outros polímeros de fontes naturais ou sintéticas também podem ser usados para a fabricação, dependendo da aplicação. Através desta tecnologia, nós podemos fabricar microcryogels miniaturizados e altamente elástica com tamanho controlável, forma e layout. Quando carregado com uma variedade de tipos de células, microtissues 3D poderia ser formado para várias aplicações. Estas características únicas permitem Injectabilidade desejada, protecção celular e retenção local-dirigido após injeção na vivo para efeitos terapêuticos reforçadas. Não só isso, o microcryogels poderia ser tratados posteriormente para formar matrizes de microtissue 3D que são compatíveis com equipamentos comuns de laboratório e instrumentos para realizar a cultura de células de alto rendimento para triagem de drogas versátil e outros ensaios celulares. Neste documento, serão detalhamos o processo de fabricação de microcryogels e seu tratamento pós como individuais microtissues 3D ou 3D microtissue matrizes para duas importantes aplicações, terapia celular e despistagem de drogas, respectivamente10,15 .

Protocol

as experiências com animais seguiram rigoroso protocolo aprovado pelo Comitê de ética Animal no centro de análise biomédica, Universidade de Tsinghua. Sob aprovação do Comitê de ética, o tecido adiposo humano foi obtido do departamento de cirurgia plástica de Peking Union Hospital com consentimento informado dos pacientes. 1. fabricação de 3D Microcryogels Design e fabricação de chips de matriz microstencil uso um software comercial para matri…

Representative Results

Fabricação e caracterização de microcryogels para a formação de microtissue 3D. De acordo com este protocolo, microcryogels foram fabricados para o 3D de forma microtissues e microcryogels individuais ou matrizes de microcryogel e foram aplicados à terapia regenerativa e de despistagem, respectivamente de drogas (Figura 1). Fichas de matriz Microstencil fabricadas a partir de…

Discussion

Regenerativos modelos medicina e in vitro de despistagem de drogas são dois importantes aplicações para tecido engenharia5,6,7,8,9. Enquanto esses dois aplicativos têm necessidades muito diferentes, um terreno comum entre eles encontra-se na necessidade de um mais biomimetic condição de cultivo para aumentar celular funções19…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabalho foi apoiado financeiramente pela Fundação Nacional de ciências naturais da China (subvenções: 81522022, 51461165302). Os autores gostaria de reconhecer todos os membros do laboratório Du para assistência geral.

Materials

Gelatin sigma G7041 All other reagents were purchased from Sigma-Aldrich (St. Louis, MO) unless otherwise indicated.
Glutaraldehyde  J&K 902042 Used as crosslinker in preparation of material.
Glass cover slip (24X50mm) CITOGLASS, China 10212450C To scrape prcursor solution onto microstencils array chips.
Sodium borohydride, NaBH4 Beijing Chemical Works 116-8 To wash remaining glutaraldehyde away after gelation.
Vacuum jar asperts, China VC8130 To preserve microgels under vacuum.
Polymethylmethacrylate (PMMA) sheets  Sunjin Electronics Co., Ltd, China Ordinary PMMA sheets.
Rayjet laser system Rayjet, Australia Rayjet 50 C30 To engrave PMMA sheets to form wells.
Plasma Cleaner Mycro Technologies, USA PDC-32G To make PMMA hyphophilic.
Lyophilizer Boyikang, China SC21CL To lyophilize materials.
Trypan Blue solution (0.4%) Zhongkekeao, China DA0065 To dye microgels.
Doxorubicin hydrochloride ENERGY CHEMICAL, China A01E0801360010 To test drug resistance of cells in 2D or 3D microgel.
Live/dead assay Dojindo Molecular Technologies (Kumamoto, Japan) CS01-10 To distinguish alive and dead cells.
Cell Titer-Blue Promega (Wisconsin, USA). G8080 To test cell viability.
Cell strainer BD Biosciences, USA 352360 To collect microgels.
D-Luciferin SYNCHEM (Germany) s039 To tack cells.
Scanning electron microscope FEI, USA Quanta 200 To characterize microgel morphology.
 Mechanical testing machine Bose, USA 3230 To measure mechanical features.
Programmable syringe pump  World Precision Instruments, USA ALADINI 1000 To test injactabiliy.
Digital force gauge HBO, Yueqing Haibao Instrument Co., Ltd., China H-50  To test injactabiliy.
Ethylene oxide sterilization system Anprolene, Anderson Sterilization, Inc., Haw River, NC AN74i To sterilize microgels with ethylene oxide gas.
Microplate reader Molecular Devices,USA M5 To measure fluorescence intensity in micro-array.
Confocal microscope Nikon, Japan A1Rsi To observe cell distribution in 3D.
Xenogen  Lumina II imaging system Caliper Life Sciences, USA IVIS To track cell in animals.
Liquid work stataion Apricot design,USA S-pipette To load medium or cell suspension high-throuputly.

Referências

  1. Cukierman, E., Pankov, R., Stevens, D. R., Yamada, K. M. Taking cell-matrix adhesions to the third dimension. Science. 294 (5547), 1708-1712 (2001).
  2. Abbott, A. Cell culture: biology’s new dimension. Nature. 424 (6951), 870-872 (2003).
  3. Loessner, D., et al. Bioengineered 3D platform to explore cell-ECM interactions and drug resistance of epithelial ovarian cancer cells. Biomaterials. 31 (32), 8494-8506 (2010).
  4. Fischbach, M. A., Bluestone, J. A., Lim, W. A. Cell-based therapeutics: the next pillar of medicine. Sci Transl Med. 5 (179), 179 (2013).
  5. Kuraitis, D., Giordano, C., Ruel, M., Musaro, A., Suuronen, E. J. Exploiting extracellular matrix-stem cell interactions: a review of natural materials for therapeutic muscle regeneration. Biomaterials. 33 (2), 428-443 (2012).
  6. Breslin, S., O’Driscoll, L. Three-dimensional cell culture: the missing link in drug discovery. Drug Discov Today. 18 (5-6), 240-249 (2013).
  7. Lovitt, C. J., Shelper, T. B., Avery, V. M. Miniaturized three-dimensional cancer model for drug evaluation. Assay Drug Dev Technol. 11 (7), 435-448 (2013).
  8. Yoshii, Y., et al. High-throughput screening with nanoimprinting 3D culture for efficient drug development by mimicking the tumor environment. Biomaterials. 51, 278-289 (2015).
  9. Li, X., et al. Micro-scaffold array chip for upgrading cell-based high-throughput drug testing to 3D using benchtop equipment. Lab Chip. 14 (3), 471-481 (2014).
  10. Qi, C., Yan, X., Huang, C., Melerzanov, A., Du, Y. Biomaterials as carrier, barrier and reactor for cell-based regenerative medicine. Protein Cell. 6 (9), 638-653 (2015).
  11. Li, Y., et al. Primed 3D injectable microniches enabling low-dosage cell therapy for critical limb ischemia. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13511-13516 (2014).
  12. Liu, W., et al. Magnetically controllable 3D microtissues based on magnetic microcryogels. Lab Chip. 14 (15), 2614-2625 (2014).
  13. Zhao, S., Zhao, H., Zhang, X., Li, Y., Du, Y. Off-the-shelf microsponge arrays for facile and efficient construction of miniaturized 3D cellular microenvironments for versatile cell-based assays. Lab Chip. 13 (12), 2350-2358 (2013).
  14. Liu, W., et al. Microcryogels as injectable 3-D cellular microniches for site-directed and augmented cell delivery. Acta Biomater. 10 (5), 1864-1875 (2014).
  15. Hakanson, M., et al. Controlled breast cancer microarrays for the deconvolution of cellular multilayering and density effects upon drug responses. PLoS One. 7 (6), e40141 (2012).
  16. Du, Y., et al. Rapid generation of spatially and temporally controllable long-range concentration gradients in a microfluidic device. Lab Chip. 9 (6), 761-767 (2009).
  17. He, J., et al. Microfluidic synthesis of composite cross-gradient materials for investigating cell-biomaterial interactions. Biotechnol Bioeng. 108 (1), 175-185 (2011).
  18. Zeng, Y., et al. Preformed gelatin microcryogels as injectable cell carriers for enhanced skin wound healing. Acta Biomater. 25, 291-303 (2015).
  19. Yang, F., et al. Genetic engineering of human stem cells for enhanced angiogenesis using biodegradable polymeric nanoparticles. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (8), 3317-3322 (2010).
  20. Zhang, L., et al. Delayed administration of human umbilical tissue-derived cells improved neurological functional recovery in a rodent model of focal ischemia. Stroke. 42 (5), 1437-1444 (2011).
  21. Kinnaird, T., et al. Local delivery of marrow-derived stromal cells augments collateral perfusion through paracrine mechanisms. Circulation. 109 (12), 1543-1549 (2004).
  22. Fischbach, C., et al. Engineering tumors with 3D scaffolds. Nat Methods. 4 (10), 855-860 (2007).
  23. Dhiman, H. K., Ray, A. R., Panda, A. K. Three-dimensional chitosan scaffold-based MCF-7 cell culture for the determination of the cytotoxicity of tamoxifen. Biomaterials. 26 (9), 979-986 (2005).
  24. Gimble, J. M., Guilak, F., Bunnell, B. A. Clinical and preclinical translation of cell-based therapies using adipose tissue-derived cells. Stem Cell Res Ther. 1 (2), (2010).
  25. Thai, H. M., et al. Implantation of a three-dimensional fibroblast matrix improves left ventricular function and blood flow after acute myocardial infarction. Cell Transplant. 18 (3), 283-295 (2009).
  26. Moreira Teixeira, L. S., et al. High throughput generated micro-aggregates of chondrocytes stimulate cartilage formation in vitro and in vivo. Eur Cell Mater. 23, 387-399 (2012).
  27. Ifkovits, J. L., et al. Injectable hydrogel properties influence infarct expansion and extent of postinfarction left ventricular remodeling in an ovine model. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (25), 11507-11512 (2010).
  28. Murphy, A. R., Laslett, A., O’Brien, C. M., Cameron, N. R. Scaffolds for 3D in vitro culture of neural lineage cells. Acta Biomater. , (2017).
  29. Cheng, V., et al. High-content analysis of tumour cell invasion in three-dimensional spheroid assays. Oncoscience. 2 (6), 596-606 (2015).
  30. Huber, J. M., et al. Evaluation of assays for drug efficacy in a three-dimensional model of the lung. J Cancer Res Clin Oncol. 142 (9), 1955-1966 (2016).
  31. Lamichhane, S. P., et al. Recapitulating epithelial tumor microenvironment in vitro using three dimensional tri-culture of human epithelial, endothelial, and mesenchymal cells. BMC Cancer. 16, 581 (2016).
  32. Ware, M. J., et al. Generation of an in vitro 3D PDAC stroma rich spheroid model. Biomaterials. 108, 129-142 (2016).
  33. Monjaret, F., et al. Fully Automated One-Step Production of Functional 3D Tumor Spheroids for High-Content Screening. J Lab Autom. 21 (2), 268-280 (2016).
  34. Shologu, N., et al. Recreating complex pathophysiologies in vitro with extracellular matrix surrogates for anticancer therapeutics screening. Drug Discov Today. 21 (9), 1521-1531 (2016).
  35. Ho, W. J., et al. Incorporation of multicellular spheroids into 3-D polymeric scaffolds provides an improved tumor model for screening anticancer drugs. Cancer Sci. 101 (12), 2637-2643 (2010).
  36. Pathak, A., Kumar, S. Independent regulation of tumor cell migration by matrix stiffness and confinement. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (26), 10334-10339 (2012).
  37. Wei, S. C., et al. Matrix stiffness drives epithelial-mesenchymal transition and tumour metastasis through a TWIST1-G3BP2 mechanotransduction pathway. Nat Cell Biol. 17 (5), 678-688 (2015).
  38. Romero-Lopez, M., et al. Recapitulating the human tumor microenvironment: Colon tumor-derived extracellular matrix promotes angiogenesis and tumor cell growth. Biomaterials. 116, 118-129 (2017).
  39. Xu, X., Sabanayagam, C. R., Harrington, D. A., Farach-Carson, M. C., Jia, X. A hydrogel-based tumor model for the evaluation of nanoparticle-based cancer therapeutics. Biomaterials. 35 (10), 3319-3330 (2014).
  40. Xu, X., et al. Recreating the tumor microenvironment in a bilayer, hyaluronic acid hydrogel construct for the growth of prostate cancer spheroids. Biomaterials. 33 (35), 9049-9060 (2012).
  41. Nyga, A., Loizidou, M., Emberton, M., Cheema, U. A novel tissue engineered three-dimensional in vitro colorectal cancer model. Acta Biomater. 9 (8), 7917-7926 (2013).
  42. Yip, D., Cho, C. H. A multicellular 3D heterospheroid model of liver tumor and stromal cells in collagen gel for anti-cancer drug testing. Biochem Biophys Res Commun. 433 (3), 327-332 (2013).
  43. Hoare, T. R., Kohane, D. S. Hydrogels in drug delivery: Progress and challenges. Polymer. 49 (8), 1993-2007 (2008).
  44. Delgado, L. M., Bayon, Y., Pandit, A., Zeugolis, D. I. To cross-link or not to cross-link? Cross-linking associated foreign body response of collagen-based devices. Tissue Eng Part B Rev. 21 (3), 298-313 (2015).
  45. Florczyk, S. J., et al. Porous chitosan-hyaluronic acid scaffolds as a mimic of glioblastoma microenvironment ECM. Biomaterials. 34 (38), 10143-10150 (2013).
  46. Kimlin, L. C., Casagrande, G., Virador, V. M. In vitro three-dimensional (3D) models in cancer research: an update. Mol Carcinog. 52 (3), 167-182 (2013).
  47. Zhang, M., Boughton, P., Rose, B., Lee, C. S., Hong, A. M. The use of porous scaffold as a tumor model. Int J Biomater. 2013, 396056 (2013).
  48. Wang, J., et al. Engineering EMT using 3D micro-scaffold to promote hepatic functions for drug hepatotoxicity evaluation. Biomaterials. 91, 11-22 (2016).
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Citar este artigo
Li, Y., Yan, X., Liu, W., Zhou, L., You, Z., Du, Y. 3D Microtissues for Injectable Regenerative Therapy and High-throughput Drug Screening. J. Vis. Exp. (128), e55982, doi:10.3791/55982 (2017).

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