JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Tadução automática
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neurociência

Hipokampal teta salınımlarını fareler davranışlar içinde Optogenetic sürüklenme

Published: June 29, 2018
doi:
10.3791/57349
, ,
1Systems Neurophysiology Research Group, Institute of Clinical Neuroscience and Medical Psychology, Medical Faculty,Heinrich Heine University Düsseldorf, 2Behavioural Neurodynamics Group,Leibniz Institute for Molecular Pharmacology (FMP)/ NeuroCure Cluster of Excellence, 3Neuronal Circuits and Behavior Research Group,Max Planck Institute for Metabolism Research

Summary

Biz optogenetics ve elektrofizyolojik kayıtlar hipokampal teta salınımları (5-10 Hz) farelerde davranıyor seçici işlemler için nasıl kullanılacağını açıklar. Yerel alan potansiyeli kullanarak ritim sürüklenme etkinliği izlenir. Opto – ve pharmacogenetic inhibisyon hipokampal eşitleme efferent okuma giderir.

Abstract

Kapsamlı veri neural ağ salınımlarını davranış için ilişkiler ve beyin bölgeleri arasında nöronal deşarj organizasyonu için yeni araçları seçerek beyin ritimleri işlemek ara. Burada hücre dışı Elektrofizyoloji hipokampal teta salınımları (5-10 Hz) davranışlar farelerde yüksek sadakat kontrolü için projeksiyon özgü optogenetics birleştiren bir yaklaşımı açıklamak. Optogenetic sürüklenme özgüllüğü channelrhodopsin-2 (ChR2) hedef alarak medial septal hücreleri, en önemlisi hipokampal teta titreşimler, üretimi dahil GABAergic nüfusa elde edilir ve bir yerel etkinleştirme senkronize hipokampüs inhibitör septal afferents bir alt kümesi. Optogenetic ritim denetimin etkinliğinin bir eş zamanlı yerel alanında potansiyel (LFP) lamina CA1 çevrenin ve/veya nöronal deşarj arasında izleme tarafından doğrulanır. Bu kolayca implementable hazırlık kullanarak çeşitli optogenetic stimülasyon protokolleri teta salınımlarını indüksiyon için ve onların frekans ve düzenlilik manipülasyon etkinliğini gösterir. Son olarak, projeksiyon özgü inhibisyon teta ritim denetimle bir arada okuma hipokampal eşitleme efferent bölgeler tarafından belirli yönlerini giderir.

Introduction

Memelilerde nöronal aktivite içinde ve beyin bölgeleri1,2,3,4arasında bilgi aktarımı yardımcı ağ salınımları tarafından koordine edilmektedir. Beyin ritimleri salınımları çok yavaş ( 200 Hz) Frekanslar arasında değişen içerir. Kanıt büyük gövdeli ağ salınımlarını katılımı biliş5,6,7,8,9,10 da dahil olmak üzere çeşitli beyin fonksiyonları destekler. , yanı sıra Parkinson hastalığı ve epilepsi13,14,15gibi Nöropsikiyatrik bozukluklar doğuştan gelen davranışları11,12 . Ağ salınımlarını deneysel manipülasyon için seçici ve geçici kesin yöntemleri bu nedenle eşitleme fizyolojik açıdan makul modellerinin geliştirilmesi için ve davranış ile nedensel bağlantılar kurmak için gereklidir.

Ağ eşitlemesi farklı biyolojik yüzeylerde ve iyon kanalları moleküler kimliğini ve onların kinetik için uyarılabilirlik ve ağ bağlantısı neuromodulation kadar geniş süreçleri tarafından aracılık ettiği. Biyolojik ritim ortaya16 jeneratörleri birçok beyin ritimleri, hangi (Örneğin, frekans, genlik) farklı yönleri için çoğu kez tasarımını farklı hücre tipleri ve ağlar dinamikleri hakkında getirdi. Örneğin, asıl hücreler somata hedefleme inhibitör interneurons en önemli oyuncular frekans bantlarında ve Teta19,20, gama20 beyin bölgeleri17,dahil18, vardır , 21ve dalgalanma (140-200 Hz)22 titreşimler. Buna karşılık, Aşama eşitlemesi uzak hücre sağlam besleme ileri piramit hücrelerinin interneurons ateş sıfırlayan sinyal tarafından sağlanmaktadır. Titreşimler, eşitlenmiş nöronal nüfus büyüklüğü önemli bir parametre için ölçülen LFP salınım’ın genlik yakından ilgilidir ve en az hızlı salınım için interneurons2eksitatör diske bağlıdır. Buna ek olarak, delta ve Teta ritimleri, gibi daha yavaş salınım kortiko-talamik23,24 ve medial hipokampal septal projeksiyonlar25, oluşturduğu uzun menzilli desteklemeyeceğini döngüler tarafından oluşturulan 26,27, anılan sıraya göre. Salınımlarını böyle devrelerde sinyal yayma gecikmeler, heyecanlı yanıt ve katılımcı hücreleri28,29,30, içinde onların frekans tercih etkileşimler tarafından getirilen 31 , 32. GABAergic parvalbumin (PV) inhibitör projeksiyonlar-pozitif hücreler interneurons hipokampus25,33, parahipokampal bölge ve entorhinal korteks26 için medial septum (MS) Teta salınımlarını medial temporal lob üretimi için gerekli. Böylece, ağ salınımlar ve nöronal eşitleme fizyolojik mekanizmaları optogenetics gerçek zamanlı bir hassasiyetle kullanarak manipüle edilebilir.

Hücre türüne özgü optogenetic manipülasyonlar hipokampal ve kortikal salınımlarını vitro34,35,36,37,38 ve çalışmaları için uygulanan içinde vivofonksiyonel dahil olmak üzere30,39,40,41,42,43,44,45, araştırmalar gama5,12,36,46,47,48,49,50, 51,52 ve dalgalanma salınımlarını40,53,54 ve uyku iğlik55,56. Son zamanlarda Cre-bağımlı ChR2 virüs PV-Cre fareler MS bir anahtar bölge hipokampal teta ritim, nesil için dile getirdi. Bu hazırlık kullanarak, hipokampal teta salınımları (frekans ve zamansal istikrar) özelliklerini hipokampus11MS inhibitör projeksiyonlar uyarılması optogenetic tarafından kontrol. Ayrıca, inhibitör septo-hipokampal projeksiyonlar teta-frekans optogenetic uyarılması sırasında uyanık hareketsizlik teta ritim uyarılmış. Optogenetically spontan teta salınımlarını LFP ve nöronal aktivite düzeyine Mouse teta ritim görüntülenen özelliklerini entrained.

Bu protokolün temel özellikleri şunlardır: (1) hipokampal uyarılabilirlik; belirsiz etkileri kaçınırken spontan teta salınım için fizyolojik açıdan kritik bir inhibitör yolu kullanımı (2) aksonlar, yani, projeksiyon özel uyarı hipokampal MS efferents üzerinde; doğrudan bir etkisi en aza indirmek için (3) teta-ritmik septo-hipokampal dinamikleri ve Teta salınımlarını bir küresel ikili sürüklenme ile en az bir doğrudan müdahale sağlamak yerel teta-ritmik ışık stimülasyon, (4) teta salınım frekansı ve düzenlilik parametrik kontrolü; ve hayvan davranış içinde nicel Nedensellik analizi sağlamak için LFP sürüklenme sadakat yüksek zamansal çözünürlük ile (5) miktar kullanarak. Bu hazırlık aslında teta üretimi25,30septo-hipokampal Disinhibisyonu olan tanınmış bir rolüne büyük yapar bu yana, teta salınımlarını davranıyor farelerde çeşitli parametreleri üzerinde sağlam kontrol sağlar. Diğer daha az incelenen yolları ve hücre tipleri septo-hipokampal devresi neredeydin çalışmalar38,39,47,49,50,51 manipüle , 52 , 53 , 54 , 55 , 56 , 57 , 58 ortaya daha fazla teta ritim mekanizmaları.

Protocol

PV-Cre çakma erkek fareler59, 10-25 haftalık kullanılmıştır. Fareler hayvan tesiste standart koşullar altında yer alan ve bir 12 h açık/koyu döngüsü devam etti. Tüm yordamlar ulusal ve uluslararası kurallara uygun olarak gerçekleştirilen ve (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz, Nordrhein-Westfalen) yerel sağlık otoriteleri tarafından kabul edildi. 1. viral enjeksiyon Tüm prosedürü sırasında biyolojik güvenlik yönergele…

Representative Results

ChR2 MS 1 bölümünde açıklandığı gibi GABAergic hücrelere hedefleme Şekil 2Agösterilmektedir. Dorsal hipokampus CA1 alanının üzerinde implante bir optik fiber üzerinden MS GABAergic hücrelerinin akson uyarılması Optogenetic teta salınımlarını uyarıcı Ipsilateral (Şekil 2B) frekansta kontralateral yanı sıra entrains Yarımküre (Şekil 2C). Teta titreşimler tarafından hangi…

Discussion

Burada biz trene binmek ve hipokampal teta salınımlarını behaving hayvan temin için yaygın olarak erişilebilir bir metodoloji sundu. Bu yaklaşım bilgi işleme ve davranış teta ritim’ın fonksiyonların çalışmaları için yararlı olabilir. Bu yöntemin önemli yönleri şunlardır: seçimi (1) opsin ve ChR2 MS aksonlar için hedefleme hipokampüs, sürekli stimülasyon ve LFP sağlamak için implante optik fiber-tel dizi derlemeler (2) sağlam optik ve elektriksel özellikleri hücreleri fareler, (3) en uyg…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

El yazması üzerinde uzman yardımı ile veri analizi için Maria Gorbati ve Jennifer Kupferman Yorumlar için teşekkür etmek istiyorum. Bu eser Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; tarafından desteklenen EXC 257 NeuroCure, TK ve AP; Öncelik Program 1665, 1799/1-1(2), Heisenberg programı, 1799/2-1, AP), Alman-İsrail Vakfı bilimsel araştırma ve geliştirme (GIF; Ben-1326-421.13/2015, TK) ve insan sınır bilim programı (HFSP; RGY0076/2012, TK).

Materials

PV-Cre mice The Jackson Laboratory B6;129P2-Pvalbtm1(cre)Arbr/J
Name Company Catalog Number Comments
Surgery
Stereotaxis David Kopf Instruments, Tujunga, CA, USA Model 963 Ultra Precise Small Animal Stereotaxic Instrument
Drill bits, 0.8 mm Bijoutil, Allschwil, Switzerland 49080HM
0.01-1 ml syringe Braun, Melsungen, Germany 9161406V
Sterican cannulas Braun 26 G, 0.45×25 mm BL/LB
Fine and sharp scissors Fine Science Tools Inc., Vancouver, Canada 14060-09
Forceps Fine Science Tools Inc. 11210-10 Dumont AA – Epoxy Coated Forceps
Blunt stainless steel scissors Fine Science Tools Inc. 14018-14
Soldering station Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany WSD 81
Erythromycin Rotexmedica GmbH, Trittau, Germany PZN: 10823932 1g Powder for Solution for Infusion
Name Company Catalog Number Comments
Optogenetics
Hamilton pump PHD Ultra, Harvard Apparatus, Holliston, MA, USA model 703008 PHD Ultra Syringe Pump with push/pull mechanism
Hamilton 5 µL Syringe, 26 gauge PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Hamilton 5 µL Plunger PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Tubing Fisher Scientific, Pittsburgh, USA PE 20 Inner diameter 0.38 mm (.015"), Outer diameter 1.09 mm (.043")
Sterican cannulas Braun, Melsungen, Germany 27 G, 25×0.40 mm, blunt
Precision drill/grinder Proxxon, Wecker, Luxemburg fbs 240/e
Cutting disks Proxxon NO 28812
Cre dependent channelrhodopsin Penn Vector Core, Philadelphia, PA, USA AV-1-18917P Contruct name: AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato, titer: 1.42×1013 vg/ml
Cam kinase dependent halorhodopsin Penn Vector Core AV-1-26971P Construct name: eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH, titer: 2.08_1012 vg/ml
Multimode optic fiber ThorLabs, Dachau, Germany FG105LCA 0.22 NA, Low-OH, Ø105 µm Core, 400 – 2400 nm
Ceramic stick ferrule Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA CFLC126 Ceramic LC MM Ferrule, ID 126um
Polishing paper Thorlabs LF3D 6" x 6" Diamond Lapping (Polishing) Sheet
Power meter Thorlabs PM100D Compact Power and Energy Meter Console, Digital 4" LCD
Multimode fiber optic coupler Thorlabs FCMM50-50A-FC 1×2 MM Coupler, 50:50 Split Ratio, 50 µm GI Fibers, FC/PC
Fiberoptic patch cord Thorlabs FG105LCA CUSTOM-MUC custom made, 3 m long, with protective tubing, Tubing: FT030, Connector 1: FC/PC, Connector 2: 1.25mm (LC) Ceramic Ferrule
Sleeve Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA ADAL1 Ceramic Split Mating Sleeve for Ø1.25 mm (LC/PC) Ferrules
473 nm DPSS laser Laserglow Technologies, Toronto, ON, Canada R471005FX LRS-0473 Series
593 nm DPSS laser Laserglow Technologies R591005FX LRS-0594 Series
MC_Stimulus II Multichannel Systems, Reutlingen, Germany STG 4004
Impedance conditioning module Neural microTargeting worldwide, Bowdoin, USA ICM
Name Company Catalog Number Comments
Electrophysiology
Tungsten wires California Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USA CFW0010954 40 µm, 99.95%
Capillary tubing Optronics 1068150020 ID: 100.4 µm
Omnetics nanoconnector Omnetics Connector Corporation, Minneapolis, USA A79038-001
Screws Bilaney, Düsseldorf, Germany 00-96×1/16 stainless-steel
Silicone probe NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI, USA B32
Headstage Neuralynx, Bozeman, Montana USA HS-8 miniature headstage unity gain preamplifiers
Silver conductive paint Conrad electronics, Germany 530042
Liquid flux Felder GMBH Löttechnik, Oberhausen, Germany Lötöl ST DIN EN 29454.1, 3.2.2.A (F-SW 11)
LED Neuralynx HS-LED-Red-omni-10V
Name Company Catalog Number Comments
Software
MATLAB Mathworks, Natick, MA, USA
MC_Stimulus software Multichannel, Systems
Neurophysiological Data Manager NDManager, http://neurosuite.sourceforge.net
Klusters http://neurosuite.sourceforge.net, Hazan et al., 2006
Software of the recording system Neuralynx Cheetah https://neuralynx.com/software/cheetah
Multi-channel data analysis software Cambridge Electronic Design Limited, Cambridge, GB Spike2
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Salinas, E., Sejnowski, T. J. Correlated neuronal activity and the flow of neural information. Nat Rev Neurosci. 2 (8), 539-550 (2001).
  2. Buzsaki, G., Wang, X. J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu Rev Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  3. Cannon, J., et al. Neurosystems: brain rhythms and cognitive processing. Eur J Neurosci. 39 (5), 705-719 (2014).
  4. Fries, P. Neuronal gamma-band synchronization as a fundamental process in cortical computation. Annu Rev Neurosci. 32, 209-224 (2009).
  5. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  6. Colgin, L. L., et al. Frequency of gamma oscillations routes flow of information in the hippocampus. Nature. 462 (7271), 353-357 (2009).
  7. Csicsvari, J., Jamieson, B., Wise, K. D., Buzsaki, G. Mechanisms of gamma oscillations in the hippocampus of the behaving rat. Neuron. 37 (2), 311-322 (2003).
  8. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  9. Lisman, J. E., Jensen, O. The theta-gamma neural code. Neuron. 77 (6), 1002-1016 (2013).
  10. Sirota, A., et al. Entrainment of neocortical neurons and gamma oscillations by the hippocampal theta rhythm. Neuron. 60 (4), 683-697 (2008).
  11. Bender, F., et al. Theta oscillations regulate the speed of locomotion via a hippocampus to lateral septum pathway. Nat Commun. 6, 8521 (2015).
  12. Carus-Cadavieco, M., et al. Gamma oscillations organize top-down signalling to hypothalamus and enable food seeking. Nature. 542 (7640), 232-236 (2017).
  13. Bragin, A., Engel, J., Wilson, C. L., Fried, I., Buzsaki, G. High-frequency oscillations in human brain. Hippocampus. 9 (2), 137-142 (1999).
  14. Wang, J., et al. High-frequency oscillations in Parkinson’s disease: spatial distribution and clinical relevance. Mov Disord. 29 (10), 1265-1272 (2014).
  15. Hammond, C., Bergman, H., Brown, P. Pathological synchronization in Parkinson’s disease: networks, models and treatments. Trends Neurosci. 30 (7), 357-364 (2007).
  16. Buzsaki, G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron. 33 (3), 325-340 (2002).
  17. Gulyas, A. I., et al. Hippocampal pyramidal cells excite inhibitory neurons through a single release site. Nature. 366 (6456), 683-687 (1993).
  18. Buhl, E. H., et al. Physiological properties of anatomically identified axo-axonic cells in the rat hippocampus. J Neurophysiol. 71 (4), 1289-1307 (1994).
  19. Wulff, P., et al. Hippocampal theta rhythm and its coupling with gamma oscillations require fast inhibition onto parvalbumin-positive interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (9), 3561-3566 (2009).
  20. Korotkova, T., Fuchs, E. C., Ponomarenko, A., von Engelhardt, J., Monyer, H. NMDA receptor ablation on parvalbumin-positive interneurons impairs hippocampal synchrony, spatial representations, and working memory. Neuron. 68 (3), 557-569 (2010).
  21. Buhl, D. L., Harris, K. D., Hormuzdi, S. G., Monyer, H., Buzsaki, G. Selective impairment of hippocampal gamma oscillations in connexin-36 knock-out mouse in vivo. J Neurosci. 23 (3), 1013-1018 (2003).
  22. Racz, A., Ponomarenko, A. A., Fuchs, E. C., Monyer, H. Augmented hippocampal ripple oscillations in mice with reduced fast excitation onto parvalbumin-positive cells. J Neurosci. 29 (8), 2563-2568 (2009).
  23. Contreras, D., Steriade, M. Cellular basis of EEG slow rhythms: a study of dynamic corticothalamic relationships. J Neurosci. 15 (1 Pt 2), 604-622 (1995).
  24. Herrera, C. G., et al. Hypothalamic feedforward inhibition of thalamocortical network controls arousal and consciousness. Nat Neurosci. 19 (2), 290-298 (2016).
  25. Freund, T. F., Antal, M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus. Nature. 336 (6195), 170-173 (1988).
  26. Unal, G., Joshi, A., Viney, T. J., Kis, V., Somogyi, P. Synaptic Targets of Medial Septal Projections in the Hippocampus and Extrahippocampal Cortices of the Mouse. J Neurosci. 35 (48), 15812-15826 (2015).
  27. Hangya, B., Borhegyi, Z., Szilagyi, N., Freund, T. F., Varga, V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 29 (25), 8094-8102 (2009).
  28. Bartho, P., et al. Ongoing network state controls the length of sleep spindles via inhibitory activity. Neuron. 82 (6), 1367-1379 (2014).
  29. Giocomo, L. M., et al. Grid cells use HCN1 channels for spatial scaling. Cell. 147 (5), 1159-1170 (2011).
  30. Stark, E., et al. Inhibition-induced theta resonance in cortical circuits. Neuron. 80 (5), 1263-1276 (2013).
  31. Crandall, S. R., Cruikshank, S. J., Connors, B. W. A corticothalamic switch: controlling the thalamus with dynamic synapses. Neuron. 86 (3), 768-782 (2015).
  32. Steriade, M., McCormick, D. A., Sejnowski, T. J. Thalamocortical oscillations in the sleeping and aroused brain. Science. 262 (5134), 679-685 (1993).
  33. Joshi, A., Salib, M., Viney, T. J., Dupret, D., Somogyi, P. Behavior-Dependent Activity and Synaptic Organization of Septo-hippocampal GABAergic Neurons Selectively Targeting the Hippocampal CA3 Area. Neuron. , (2017).
  34. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. J Neurosci. 34 (34), 11385-11398 (2014).
  35. Craig, M. T., McBain, C. J. Fast gamma oscillations are generated intrinsically in CA1 without the involvement of fast-spiking basket cells. J Neurosci. 35 (8), 3616-3624 (2015).
  36. Pastoll, H., Solanka, L., van Rossum, M. C., Nolan, M. F. Feedback inhibition enables theta-nested gamma oscillations and grid firing fields. Neuron. 77 (1), 141-154 (2013).
  37. Akam, T., Oren, I., Mantoan, L., Ferenczi, E., Kullmann, D. M. Oscillatory dynamics in the hippocampus support dentate gyrus-CA3 coupling. Nat Neurosci. 15 (5), 763-768 (2012).
  38. Mattis, J., et al. Frequency-dependent, cell type-divergent signaling in the hippocamposeptal projection. J Neurosci. 34 (35), 11769-11780 (2014).
  39. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  40. Stark, E., et al. Pyramidal cell-interneuron interactions underlie hippocampal ripple oscillations. Neuron. 83 (2), 467-480 (2014).
  41. Blumberg, B. J., et al. Efficacy of nonselective optogenetic control of the medial septum over hippocampal oscillations: the influence of speed and implications for cognitive enhancement. Physiol Rep. 4 (23), (2016).
  42. Courtin, J., et al. Prefrontal parvalbumin interneurons shape neuronal activity to drive fear expression. Nature. 505 (7481), 92-96 (2014).
  43. Nagode, D. A., Tang, A. H., Yang, K., Alger, B. E. Optogenetic identification of an intrinsic cholinergically driven inhibitory oscillator sensitive to cannabinoids and opioids in hippocampal CA1. J Physiol. 592 (1), 103-123 (2014).
  44. Bitzenhofer, S. H., et al. Layer-specific optogenetic activation of pyramidal neurons causes beta-gamma entrainment of neonatal networks. Nat Commun. 8, 14563 (2017).
  45. Kondabolu, K., et al. Striatal cholinergic interneurons generate beta and gamma oscillations in the corticostriatal circuit and produce motor deficits. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (22), E3159-E3168 (2016).
  46. Sohal, V. S., Zhang, F., Yizhar, O., Deisseroth, K. Parvalbumin neurons and gamma rhythms enhance cortical circuit performance. Nature. 459 (7247), 698-702 (2009).
  47. Pina-Crespo, J. C., et al. High-frequency hippocampal oscillations activated by optogenetic stimulation of transplanted human ESC-derived neurons. J Neurosci. 32 (45), 15837-15842 (2012).
  48. Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
  49. Kim, H., Ahrlund-Richter, S., Wang, X., Deisseroth, K., Carlen, M. Prefrontal Parvalbumin Neurons in Control of Attention. Cell. 164 (1-2), 208-218 (2016).
  50. Lu, Y., et al. Optogenetically induced spatiotemporal gamma oscillations and neuronal spiking activity in primate motor cortex. J Neurophysiol. 113 (10), 3574-3587 (2015).
  51. Kim, T., et al. Cortically projecting basal forebrain parvalbumin neurons regulate cortical gamma band oscillations. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (11), 3535-3540 (2015).
  52. Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. Gamma-range synchronization of fast-spiking interneurons can enhance detection of tactile stimuli. Nat Neurosci. 17 (10), 1371-1379 (2014).
  53. Gan, J., Weng, S. M., Pernia-Andrade, A. J., Csicsvari, J., Jonas, P. Phase-Locked Inhibition, but Not Excitation, Underlies Hippocampal Ripple Oscillations in Awake Mice In. Neuron. 93 (2), 308-314 (2017).
  54. van de Ven, G. M., Trouche, S., McNamara, C. G., Allen, K., Dupret, D. Hippocampal Offline Reactivation Consolidates Recently Formed Cell Assembly Patterns during Sharp Wave-Ripples. Neuron. 92 (5), 968-974 (2016).
  55. Kim, A., et al. Optogenetically induced sleep spindle rhythms alter sleep architectures in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (50), 20673-20678 (2012).
  56. Latchoumane, C. V., Ngo, H. V., Born, J., Shin, H. S. Thalamic Spindles Promote Memory Formation during Sleep through Triple Phase-Locking of Cortical, Thalamic, and Hippocampal Rhythms. Neuron. 95 (2), 424-435 (2017).
  57. Robinson, J., et al. Optogenetic Activation of Septal Glutamatergic Neurons Drive Hippocampal Theta Rhythms. J Neurosci. 36 (10), 3016-3023 (2016).
  58. Fuhrmann, F., et al. Locomotion, Theta Oscillations, and the Speed-Correlated Firing of Hippocampal Neurons Are Controlled by a Medial Septal Glutamatergic Circuit. Neuron. 86 (5), 1253-1264 (2015).
  59. Hippenmeyer, S., et al. A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling. PLoS Biol. 3 (5), e159 (2005).
  60. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nat Protoc. 11 (3), 566-597 (2016).
  61. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  62. Buzsaki, G., et al. Multisite recording of brain field potentials and unit activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 28 (3), 209-217 (1989).
  63. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. J Vis Exp. (61), e3568 (2012).
  64. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization. J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).
  65. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  66. Korotkova, T., et al. Reconciling the different faces of hippocampal theta: The role of theta oscillations in cognitive, emotional and innate behaviors. Neurosci Biobehav Rev. , (2017).
  67. Vertes, R. P., Hoover, W. B., Viana Di Prisco, G. Theta rhythm of the hippocampus: subcortical control and functional significance. Behav Cogn Neurosci Rev. 3 (3), 173-200 (2004).
  68. Hasselmo, M. E., Hay, J., Ilyn, M., Gorchetchnikov, A. Neuromodulation, theta rhythm and rat spatial navigation. Neural Netw. 15 (4-6), 689-707 (2002).
  69. Witt, A., et al. Controlling the oscillation phase through precisely timed closed-loop optogenetic stimulation: a computational study. Front Neural Circuits. 7, 49 (2013).
  70. Korotkova, T., Ponomarenko, A. . In Vivo Neuropharmacology and Neurophysiology. , (2017).
  71. Dannenberg, H., et al. Synergy of direct and indirect cholinergic septo-hippocampal pathways coordinates firing in hippocampal networks. J Neurosci. 35 (22), 8394-8410 (2015).
  72. Pikovsky, A., Rosenblum, M., Kurths, J. . Synchronization: A universal concept in nonlinear sciences. 70, (2002).
  73. Boyce, R., Glasgow, S. D., Williams, S., Adamantidis, A. Causal evidence for the role of REM sleep theta rhythm in contextual memory consolidation. Science. 352 (6287), 812-816 (2016).

Tags

Keywords: Optogenetic EntrainmentHippocampal Theta OscillationsBehaving MiceNeurophysiologySpatial NavigationVirus InjectionOptic FiberTungsten Wire Array
check_url/pt/57349?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Bender, F., Korotkova, T., Ponomarenko, A. Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice. J. Vis. Exp. (136), e57349, doi:10.3791/57349 (2018).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image