Summary

突起力顕微鏡: 細胞突起が開発した力を定量化する方法

Published: June 16, 2018
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Summary

ここでは、エキスタチン適用対応フィルム地形画像の自動解析するフィルムの調製から突出力を評価するために使用する実験手法を詳しく説明します。

Abstract

多数の生物学的文脈で動物細胞を機械的な力を開発することによって、環境物理的にやり取りする必要があります。これらのうち、牽引力はよ特徴付けられた、されているが、基板に直交細胞突起力測定技術の不足があります。付着性のセルの基板上で突出力を測定する実験装置を考案しました。準拠ホルムバール シート メッキ細胞変形この基板、ナノメートル スケールでの原子間力顕微鏡 (AFM) によって生成された地形にマップされます。フォース値は、前方の細胞構造の幾何学に基づく変形分布の解析から、抽出されます。したがって、時間の経過とともに細胞の個々 の突出の単位によって力を測定できます。この手法は、力の発生とその突起を含む多くの細胞プロセス制御の研究を有効になります。ここでは、その人間の大食細胞によって形成されるエキスタチンによって生成された前方力を測定への応用について述べる.

Introduction

動物細胞は、物理的に行列とその環境1を構成する他の細胞と対話します。これは、移行、体を内面化、外部情報を取得を区別するために必要です。このようなプロセスでセルは機械力を生成する必要がある、その生物学的挙動、例えば増殖の監督と近年多くの研究が示している、力を生成し、その環境をプローブする細胞の能力の影響か分化2,3。ターンでは、細胞の力の測定は力生成の規制を勉強し、細胞行動と組織の運命4,5にその意義を理解する主要な援助です。

近年では、その環境では6セルを出せる力を測定する多数の技術の開発を目撃しました。これらの大半は牽引力細胞出す携帯電話プローブまたは変形可能な基板をはめると、明らかに尽力されています。しかし、細胞外の環境に突起に関連する機械的な力測定技術の不足に苦しむ、日でなく特徴にしています。

この制限を克服するためには基板に直交に加わる力を測定する手法を提案します。それは細胞細胞基質の変形を測定し、軍の関与を推測することが可能となって、直交方向に変形することができます薄い弾性シートをめっきで構成されます。基板形状、原子間力顕微鏡によるナノスケールの分解能で測定し、変形から力の評価は、前方の細胞構造7,8,の幾何学の知識に依存しています9

ここでは、セットアップとエキスタチン、三次元環境1011、間葉系移行の大食細胞によって形成される前方接着構造によって生成された力を測定への応用について述べる 12,13,14,15,16,17。この手法が力の発生とその突起を含む多くの細胞プロセス制御の理解を進めると考えています。

Protocol

1. ホルムバール コーティング グリッドの準備 純粋なアセトンで電子顕微鏡グリッドをきれいしてろ紙に乾燥させる.純粋なエタノールと顕微鏡スライドをきれい、レンズ ペーパーで拭くし、ブロワーでほこりを取り除きます。 ホルムバールの下の部分でのソリューションを含むフィルム キャスト装置の漏斗にエタノール洗浄ガラス スライドを垂直方向に配置します。漏斗の…

Representative Results

上記のプロトコルでは、マクロファージ エキスタチン ホルムバール基板上で前突荷重を定量化する実験のセットアップを準備する方法について説明します。これは原子間力顕微鏡を使って実現されますが、図 1に示します。 エキスタチン JPK データ処理ソフトウェアを使用しての下の膨らみの地形?…

Discussion

材料特性

ホルムバール、私たちのケースで、変形可能な膜材料の選択は、いくつかの要件を満たす必要があります。材料必要がある可視光線を通す、明視野と蛍光顕微鏡で観察できるように限られた自己蛍光を展示します。薄膜の粗さは、10 をかなり下回っている必要があります nm 細胞接着に対する任意の地形の影響を避けるために、AFM イメージングによ?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者は、ビデオ撮影と編集の初期活動をこの仕事とマチュー ・ サンチェスとフランソワーズ Viala アンナ Labernadie、ギヨーム ・ Charrière、パトリック ・ Delobelle に感謝しています。この作業は、l ‘ アジャンス ナシオナル デ ラ凝った (ANR14-CE11-0020-02)、ラ財団注ぐラ凝った Médicale (FRM DEQ2016 0334894)、INSERM 計画がん、財団トゥールーズがんや人間科学フロンティア (RGP0035/2016) によってサポートされています。

Materials

200 mesh nickel grids Electron Microscopy Sciences G200-Ni
Filter paper Sigma-Aldrich 1001-055
Microscope slides Fisher Scientific 10235612
White stickers 26 x 70 mm Avery DP033-100
Film casting device with valve in its outlet Electron Microscopy Sciences 71305-01
Razorblades Electron Microscopy Sciences 72000
Ethanol VWR 1.08543.0250
Acetone VWR 20066.321
Formvar 0.5% solution in ethylene dichloride Electron Microscopy Sciences 15820
12 mm coverslips VWR 631-0666
Inverted microscope Carl Zeiss Axiovert 200
Atomic Force Microscope JPK Instruments NanoWizard III
Temperature-controlled sample holder  JPK Instruments BioCell
Silicon nitride cantilever with a nominal spring constant of 0.01 N/m Veeco Instruments MLCT-AUHW
PBS Gibco 14190-094
Double-sided adhesive tape APLI AGIPA 118100
RPMI 1640 Gibco 31870-025
FCS Sigma-Aldrich F7524
HEPES  Sigma-Aldrich H0887
35 mm glass-bottom Petri dishes WPI FD35-100

Referências

  1. Discher, D. E., Janmey, P., Wang, Y. L. Tissue Cells Feel and Respond to the Stiffness of Their Substrate. Science. 310, 1139-1143 (2005).
  2. Paszek, M. J., et al. Tensional Homeostasis and the Malignant Phenotype. Cancer Cell. 8, 241-254 (2005).
  3. Engler, A. J., Sen, S., Sweeney, H. L., Discher, D. E. Matrix Elasticity Directs Stem Cell Lineage Specification. Cell. 126, 677-689 (2006).
  4. Gilbert, P. M., Weaver, V. M. Cellular Adaptation to Biomechanical Stress across Length Scales in Tissue Homeostasis and Disease. Seminars in Cell & Developmental Biology. 67, 141-152 (2017).
  5. Vining, K. H., Mooney, D. J. Mechanical Forces Direct Stem Cell Behaviour in Development and Regeneration. Nature Reviews Molecular Cell Biology. , (2017).
  6. Roca-Cusachs, P., Conte, V., Trepat, X. Quantifying Forces in Cell Biology. Nature Cell Biology. 19, 742-751 (2017).
  7. Labernadie, A., et al. Protrusion Force Microscopy Reveals Oscillatory Force Generation and Mechanosensing Activity of Human Macrophage Podosomes. Nature Communications. 5, 5343 (2014).
  8. Proag, A., et al. Working Together: Spatial Synchrony in the Force and Actin Dynamics of Podosome First Neighbors. ACS Nano. 9, 3800-3813 (2015).
  9. Proag, A., Bouissou, A., Vieu, C., Maridonneau-Parini, I., Poincloux, R. Evaluation of the Force and Spatial Dynamics of Macrophage Podosomes by Multi-Particle Tracking. Methods. 94, 75-84 (2016).
  10. Cougoule, C., et al. Three-Dimensional Migration of Macrophages Requires Hck for Podosome Organization and Extracellular Matrix Proteolysis. Blood. 115, 1444-1452 (2010).
  11. Cougoule, C., et al. Blood Leukocytes and Macrophages of Various Phenotypes Have Distinct Abilities to Form Podosomes and to Migrate in 3d Environments. European Journal of Cell Biology. 91, 938-949 (2012).
  12. Guiet, R., et al. Macrophage Mesenchymal Migration Requires Podosome Stabilization by Filamin A. Journal of Biological Chemistry. 287, 13051-13062 (2012).
  13. Maridonneau-Parini, I. Control of Macrophage 3d Migration: A Therapeutic Challenge to Limit Tissue Infiltration. Immunology Review. 262, 216-231 (2014).
  14. Park, H., et al. Tyrosine Phosphorylation of Wiskott-Aldrich Syndrome Protein (Wasp) by Hck Regulates Macrophage Function. Journal of Biological Chemistry. 289, 7897-7906 (2014).
  15. Van Goethem, E., et al. Macrophage Podosomes Go 3d. European Journal of Cell Biology. 90, 224-236 (2011).
  16. Van Goethem, E., Poincloux, R., Gauffre, F., Maridonneau-Parini, I., Le Cabec, V. Matrix Architecture Dictates Three-Dimensional Migration Modes of Human Macrophages: Differential Involvement of Proteases and Podosome-Like Structures. Journal of Immunology. 184, 1049-1061 (2010).
  17. Verollet, C., et al. Hiv-1 Reprograms the Migration of Macrophages. Blood. 125, 1611-1622 (2015).
  18. Bouissou, A., et al. Podosome Force Generation Machinery: A Local Balance between Protrusion at the Core and Traction at the Ring. ACS Nano. 11, 4028-4040 (2017).
  19. Lizarraga, F., et al. Diaphanous-Related Formins Are Required for Invadopodia Formation and Invasion of Breast Tumor Cells. Pesquisa do Câncer. 69, 2792-2800 (2009).
  20. Carman, C. V., et al. Transcellular Diapedesis Is Initiated by Invasive Podosomes. Immunity. 26, 784-797 (2007).
  21. Sage, P. T., et al. Antigen Recognition Is Facilitated by Invadosome-Like Protrusions Formed by Memory/Effector T Cells. Journal of Immunology. 188, 3686-3699 (2012).
  22. Sens, K. L., et al. An Invasive Podosome-Like Structure Promotes Fusion Pore Formation During Myoblast Fusion. Journal of Cell Biology. 191, 1013-1027 (2010).
  23. Takito, J., et al. The Transient Appearance of Zipper-Like Actin Superstructures During the Fusion of Osteoclasts. Journal of Cell Science. 125, 662-672 (2012).
  24. Shilagardi, K., et al. Actin-Propelled Invasive Membrane Protrusions Promote Fusogenic Protein Engagement During Cell-Cell Fusion. Science. 340, 359-363 (2013).
  25. Freeman, S. A., et al. Integrins Form an Expanding Diffusional Barrier That Coordinates Phagocytosis. Cell. 164, 128-140 (2016).

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Citar este artigo
Bouissou, A., Proag, A., Portes, M., Soldan, V., Balor, S., Thibault, C., Vieu, C., Maridonneau-Parini, I., Poincloux, R. Protrusion Force Microscopy: A Method to Quantify Forces Developed by Cell Protrusions. J. Vis. Exp. (136), e57636, doi:10.3791/57636 (2018).

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