JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Tadução automática
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Bioengenharia

Vitro verimli bir şekilde teslim için katyonik Nanoliposomes nesil mesajcı RNA transkripsiyonu

Published: February 01, 2019
doi:
10.3791/58444
, , , , , , ,
1Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Clinical Research Laboratory,University Medical Center, 2Atherothrombosis and Vascular Biology,Baker Heart & Diabetes Institute, 3Department of Medicine,Monash University

Summary

Burada biz bir protokol üzerinde kuru-film yöntemini temel alır ve güvenli için kullanılan katyonik nanoliposomes, nesil için tarif ve in vitro verimli bir şekilde teslim mesajcı RNA transkripsiyonu.

Abstract

Mesajcı RNA (mRNA) gelişimi-çeşitli hastalıkların tedavisinde olumlu nedeniyle daha fazla önemli hale gelir therapeutics temel özelliklerini vitro transkripsiyonu (IVT) mRNA. IVT mRNA sayesinde, istenilen bir protein de novo sentezi hedef hücre fizyolojik durumunu değiştirmeden bağlı olmak. Ayrıca, protein biyosentezi tam IVT mRNA geçici etkisi nedeniyle kontrol edilebilir.

Hücreleri verimli transfection için nanoliposomes (NLps) tedavi mRNA için güvenli ve verimli teslim araç temsil edebilir. Bu çalışmada DC-kolesterol ve 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine oluşan güvenli ve verimli katyonik NLps (uyuşturucu) teslimat vektör olarak IVT mRNA için oluşturmak için bir protokol açıklar. Bir tanımlanmış olan NLps, homojen bir dağılım ve yüksek complexation kapasitesi, boyutu ve kuru-film yöntemi kullanılarak üretilen. Ayrıca, biz onların complexation analiz etmek için farklı test sistemleri mevcut ve transfection efficacies sentetik kullanarak gelişmiş yeşil flüoresan protein (eGFP) mRNA, hem de hücre canlılığı üzerindeki etkileri. Genel olarak, sunulan Protokolü ilerlemek ve terapötik mRNA yönetimini geliştirmek mRNA complexation için etkili ve güvenli bir yaklaşım sağlar.

Introduction

Değiştirilmiş mRNA kullanımı tedavi uygulamaları için son birkaç yıldır büyük bir potansiyel göstermiştir. Kalp, enflamatuar ve monogenetic hastalıkları, olduğu gibi aşı geliştirme, mRNA bir umut verici terapötik ajan1‘ dir.

Protein replasman tedavisi ile mRNA DNA transfection2hedef hücreleri içine dayalı klasik gen terapisi birkaç avantaj sunar. MRNA işlevi sitozol doğrudan başlatır. Her ne kadar plazmid DNA (pDNA), bir çift iplikçikli yapı, daire organizatörü bölge ve terapötik protein3, ayrıca eylemlere sitozol, kodlama bir gen dizisini içeren DNA bu sadece mitoz gidiyorsun hücrelere dahil edilebilir transfection anda. Bu doku1,4transfected hücrelerin sayısını azaltır. Özellikle, kalp hücreleri gibi zayıf mitoz faaliyeti ile dokuların transfection zor5‘ tir. PDNA aksine, transfection ve çeviri mRNA doku1,6mitotik ve mitotik olmayan hücrelerde ortaya çikmaktadir. Ana bilgisayar genom viral entegrasyon DNA’ın mutajenik etkileri veya bağışıklık tepkileri7,8, ama hücrelerin protein kodlama mRNA, istenen protein de novo sentezi ile transfection sonra gelebilir özerk olarak9,10da başlıyor. Ayrıca, protein sentezi tam için hastanın ihtiyacı aracılığıyla bireysel dozlarda, genom ile müdahale ve mutajenik etkileri11riske olmadan ayarlanabilir. Sentetik oluşturulan mRNA bağışıklık aktive potansiyelini önemli ölçüde sahte üridin ve 5′-methylcytidine ve sitidin Üridin12yerine kullanarak indirdi. Sözde Üridin değiştirilmiş mRNA da artan bir biyolojik istikrar ve anlamlı olarak daha yüksek bir translasyonel kapasitesi13var olduğu gösterilmiştir.

MRNA tabanlı terapi klinik uygulamaları umut verici özelliklerinden yararlanmak için mRNA taşıma hücre içine için uygun bir araç oluşturmak için önemlidir. Bu araç toksik olmayan özellikleri vitro ve in vivoayı, mRNA nükleaz düşmesine karşı korumak ve bir uzun süreli kullanılabilirlik ve mRNA14olan için yeterli hücresel alımını sağlamak.

Karbon nanotüpler, kuantum noktaları ve lipozomlar, gibi vivo içinde ilaç dağıtım için tüm olası taşıyıcı türleri arasında ikinci olmuştur en15,16okudu. Lipozomlar veziküller bir lipid bilayer10/ oluşan vardır. Onlar amfifilik bir hidrofobik ve hidrofilik bir bölüm ile ve bu moleküller öz düzenleme ile küresel bir çift katmanlı kurulan17yaşında. Lipozomlar içinde terapötik ajanlar veya uyuşturucu olabilir kapsüllü ve, böylece, enzimatik Bozulması18korumalı. N-[1-(2,3-dioleyloxy)propyl]-N,N,N-trimethylammonium klorür (DOTMA)19, içeren lipozomlar [1,2-bis (oleoyloxy) -3-(trimethylammonio) propan] (DOTAP)20ve dioctadecylamidoglycylspermine (köpek)21, ya da DC-kolesterol22, iyi karakterize ve DNA veya RNA ile hücresel transfection için sık kullanılan.

Katyonik lipozomlar pozitif yüklü bir lipid ve bir doldurulmamış fosfolipid23oluştururlar. Nükleik asitler hücre24,25içine taşınması için en yaygın yöntemlerden birini transfection yolu ile katyonik lipozomlar var. Katyonik lipit parçacıklar kompleksleri olumsuz şarj edilmiş fosfat grupları ile nükleik asit molekülleri26omurgası oluşturmak. Bu sözde lipoplexes hücre membran yüzeyine takın ve endositoz veya endositoz-gibi-mekanizmaları27aracılığıyla hücre girin.

1989 yılında, Malone ve ark. başarıyla katyonik lipit-aracılı mRNA transfection28nitelendirdi. Ancak, bir karışım DOTMA ve 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (uyuşturucu) kullanarak, Grup DOTMA sitotoksik efekt28tecelli bulundu. Ayrıca, Zohra vd. DOTAP (1,2-dioleoyloxy-3-trimethylammonium-propan klorür) bir mRNA transfection reaktif29kullanılabileceğini gösterdi. Ancak, için verimli transfection hücre DOTAP fibronektin29 veya uyuşturucu30gibi diğer kimyasalları ile birlikte kullanılmalıdır. Şimdiye kadar DOTMA ilk katyonik lipit gen teslim31için kullanılan piyasada oldu. Diğer lipidler tedavi taşıyıcı olarak kullanılan ya da klinik çalışmalarda, farklı aşamalarında test edilen (örneğin, EndoTAG-ı DOTAP lipid taşıyıcı olarak içeren), şu anda bir aşama II klinik deneme32araştırılmaktadır.

Bu eser DC-kolesterol ve uyuşturucu içeren NLps üretimi için bir protokolünü açıklar. Bu yöntemi gerçekleştirmek kolay ve farklı boyutlarda NLps nesil sağlar. Kuru film yöntemi kullanarak NLp üretimi genel amacı lipozomlar mRNA complexation, böylece verimli ve biyouyumlu hücre transfection vitro14,33izin için oluşturmaktır.

Protocol

1. nesil katyonik Nanoliposomes (Şekil 1) DC-kolesterol (3β-[N-(N′,N′-dimethylaminoethane)-carbamoyl] kolesterol hidroklorid) ve 25 mg/mL nihai bir konsantrasyon ulaşmak için kloroform içinde bir toz olarak teslim uyuşturucu (dioleoyl phosphatidylethanolamine), lipitler geçiyoruz.Not:-20 ° C’de çözünmüş lipidler depolamak 25 mg/mL stok çözüm her iki lipidler ile çalışır. Mix 40 µL çözünmüş DC-kolesterol ve bir cam şişe içinde çözünm…

Representative Results

Açıklandığı gibi iletişim kuralını kullanarak, lipitler DC-kolesterol ve uyuşturucu oluşan NLps Kuru-film (Şekil 1) yöntemiyle hazırlanmıştır. Hazırlık sırasında nanoliposome çözüm farklı aşamaları bulanıklık (Şekil 2) gösterir. NLps kapsülleme etkinliğinin ardından eGFP kodlama mRNA 1 µg kapsülleme sonra ücretsiz kapsüllü değil, R…

Discussion

Sunulan Protokolü NLps nesil sentetik değiştirilmiş mRNA için yüksek kapsülleme etkinliği ile hem de hücreleri vitrogüvenilir transfection açıklar. Ayrıca, buna karşılık, hücre içinde işlevsel bir protein çevrilmiş mRNA sürümü NLps garanti. Ayrıca, NLps kullanarak transfections normal hücre ortamda gerçekleştirilebilir, yüksek çıkan viabilities transfection sırasında hücre ve üç gün sonra transfection son.

MRNA bir tedavi kullanmak için sistemi te…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Hiçbiri

Materials

(3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide (MTT) AppliChem, Darmstadt, Germany A2231
(3β-[N-(N′,N′-dimethylaminoethane)-carbamoyl]cholesterol hydrochloride (DC-Cholesterol) Avanti, Alabama, USA 700001
4 ′,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany D1306
BD FACScan system BD Biosciences, Heidelberg, Germany
Cell Fix (10x) BD Biosciences, Heidelberg, Germany 340181
Chloroform Merck, Darmstadt, Germany 102445
Dimethyl sulfoxid (DMSO) Serva Electrophoresis GmbH, Heidelberg, Germany 20385.02
Dioleoyl phosphatidylethanolamine (DOPE) Avanti, Alabama, USA 850725
Fluorescence microscope Zeiss Axio, Oberkochen, Germany
Lipofectamine 2000 Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany 11668019
Mini extruder Avanti, Alabama, USA
Nuclease-free water Qiagen, Hilden, Germany 129114
Opti-Mem Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany 11058021
PBS buffer (w/o Ca2+/Mg2+) Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany 70011044
Quant-iT Ribo Green RNA reagent kit Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany Q33140
RPMI (w/o phenol red) Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany 11835030
Silica gel Carl Roth, Karlsruhe, Germany P077
Trypsin/EDTA (0.05%) Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany 25300054
HotStar HiFidelity Polymerase Kit Qiagen, Hilden, Germany 202602
QIAquick PCR Purification Kit Qiagen, Hilden, Germany 28104

Pseudouridine-5'-Triphosphate (Ψ-UTP)		 TriLink Biotechnologies, San Diego, USA N-1019
5-Methylcytidine-5'-Triphosphate (Methyl-CTP) TriLink Biotechnologies, San Diego, USA N-1014
Cyanine 3-CTP PerkinElmer, Baesweiler, Germany NEL580001EA
RNeasy Mini Kit Qiagen, Hilden, Germany 74104
MEGAscript T7 Transcription Kit Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany AM1333
3´-O-Me-m7G(5')ppp(5')G RNA Cap Structure Analog New England Biolabs, Ipswich, USA S1411L
Antarctic Phosphatase New England Biolabs, Ipswich, USA M0289S
Agarose Thermo Fisher Scientific, Darmstadt, Germany 16500-500
GelRed Biotium, Fremont, USA 41003
peqGOLD DNA ladder mix VWR, Pennsylvania, USA 25-2040
Invitrogen 0.5-10kb RNA ladder Fisher Scientific, Göteborg,
Sweden		 11528766
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Sahin, U., Kariko, K., Tureci, O. mRNA-based therapeutics–developing a new class of drugs. Nature Reviews Drug Discovery. 13 (10), 759-780 (2014).
  2. Yamamoto, A., Kormann, M., Rosenecker, J., Rudolph, C. Current prospoects for mRNA gene delivery. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 71 (3), 484-489 (2009).
  3. Williams, P. D., Kingston, P. A. Plasmid-mediated gene therapy for cardiovascular disease. Cardiovascular Research. 91 (4), 565-576 (2011).
  4. Devoldere, J., Dewitte, H., De Smedt, S. C., Remaut, K. Evading innate immunity in nonviral mRNA delivery: don’t shoot the messenger. Drug Discovery Today. 21 (1), 11-25 (2016).
  5. Laguens, R. P., Crottogini, A. J. Cardiac regeneration: the gene therapy approach. Expert Opinion on Biological Therapy. 9 (4), 411-425 (2009).
  6. Hadas, Y., Katz, M. G., Bridges, C. R., Zangi, L. Modified mRNA as a therapeutic tool to induce cardiac regeneration in ischemic heart disease. Wiley Interdisciplinary Reviews: Systems Biology and Medicine. 9 (1), (2017).
  7. Zohra, F. T., Chowdhury, E. H., Akaike, T. High performance mRNA transfection through carbonate apatite-cationic liposome conjugates. Biomaterials. 30 (23-24), 4006-4013 (2009).
  8. Youn, H., Chung, J. -. K. Modified mRNA as an alternative to plasmid DNA (pDNA) for transcript replacement and vaccination therapy. Expert Opinion on Biological Therapy. 15 (9), 1337-1348 (2015).
  9. Avci-Adali, M., et al. Optimized conditions for successful transfection of human endothelial cells with in vitro synthesized and modified mRNA for induction of protein expression. Journal of Biological Engineering. 8 (1), 8 (2014).
  10. Akbarzadeh, A., et al. Liposome: classification, preparation, and applications. Nanoscale Research Letters. 8 (1), 102 (2013).
  11. Michel, T., Wendel, H. -. P., Krajewski, S., Kormann, M. Next-generation Therapeutics: mRNA as a Novel Therapeutic Option for Single-gene Disorders. Modern Tools for Genetic Engineering. , 3-20 (2016).
  12. Karikó, K., et al. Incorporation of pseudouridine into mRNA yields superior nonimmunogenic vector with increased translational capacity and biological stability. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 16 (11), 1833-1840 (2008).
  13. Anderson, B. R., et al. Incorporation of pseudouridine into mRNA enhances translation by diminishing PKR activation. Nucleic Acids Research. 38 (17), 5884-5892 (2010).
  14. Michel, T., et al. Cationic Nanoliposomes Meet mRNA: Efficient Delivery of Modified mRNA Using Hemocompatible and Stable Vectors for Therapeutic Applications. Molecular Therapy – Nucleic Acids. 8 (September), 459-468 (2017).
  15. Tran, M. A., Watts, R. J., Robertson, G. P. Use of Liposomes as Drug Delivery Vehicles for Treatment of Melanoma. Pigment Cell & Melanoma Research. 22 (4), 388-399 (2009).
  16. Immordino, M. L., Dosio, F., Cattel, L. Stealth liposomes: review of the basic science, rationale, and clinical applications, existing and potential. International Journal of Nanomedicine. 1 (3), 297-315 (2006).
  17. Ross, P. C., Hui, S. W. Lipoplex size is a major determinant of in vitro lipofection efficiency. Gene Therapy. 6 (4), 651-659 (1999).
  18. Xing, H., Hwang, K., Lu, Y. Recent Developments of Liposomes as Nanocarriers for Theranostic Applications. Theranostics. 6 (9), 1336-1352 (2016).
  19. Felgner, P. L., et al. Lipofection: a highly efficient, lipid-mediated DNA-transfection procedure. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 84 (21), 7413-7417 (1987).
  20. Leventis, R., Silvius, J. R. Interactions of mammalian cells with lipid dispersions containing novel metabolizable cationic amphiphiles. Biochimica et Biophysica Acta. 1023 (1), 124-132 (1990).
  21. Behr, J. P., Demeneix, B., Loeffler, J. P., Perez-Mutul, J. Efficient gene transfer into mammalian primary endocrine cells with lipopolyamine-coated DNA. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 86 (18), 6982-6986 (1989).
  22. Gao, X., Huang, L. A novel cationic liposome reagent for efficient transfection of mammalian cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. 179 (1), 280-285 (1991).
  23. Martin, B., et al. The design of cationic lipids for gene delivery. Current Pharmaceutical Design. 11 (3), 375-394 (2005).
  24. Yang, S. Y., et al. Comprehensive study of cationic liposomes composed of DC-Chol and cholesterol with different mole ratios for gene transfection. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 101, 6-13 (2013).
  25. Bennett, M. J., Nantz, M. H., Balasubramaniam, R. P., Gruenert, D. C., Malone, R. W. Cholesterol enhances cationic liposome-mediated DNA transfection of human respiratory epithelial cells. Bioscience Reports. 15 (1), 47-53 (1995).
  26. Son, K. K., Patel, D. H., Tkach, D., Park, A. Cationic liposome and plasmid DNA complexes formed in serum-free medium under optimum transfection condition are negatively charged. Biochimica et Biophysica Acta. 1466 (1-2), 11-15 (2000).
  27. Lonez, C., Vandenbranden, M., Ruysschaert, J. M. Cationic lipids activate intracellular signaling pathways. Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (15), 1749-1758 (2012).
  28. Malone, R. W., Felgner, P. L., Verma, I. M. Cationic liposome-mediated RNA transfection. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 86 (16), 6077-6081 (1989).
  29. Zohra, F. T., Maitani, Y., Akaike, T. mRNA delivery through fibronectin associated liposome-apatite particles: a new approach for enhanced mRNA transfection to mammalian cell. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 35 (1), 111-115 (2012).
  30. Rejman, J., Tavernier, G., Bavarsad, N., Demeester, J., De Smedt, S. C. mRNA transfection of cervical carcinoma and mesenchymal stem cells mediated by cationic carriers. Journal of Controlled Release. 147 (3), 385-391 (2010).
  31. Balazs, D. A., Godbey, W. Liposomes for use in gene delivery. Journal of Drug Delivery. 2011, 326497 (2011).
  32. Bulbake, U., Doppalapudi, S., Kommineni, N., Khan, W. Liposomal Formulations in Clinical Use: An Updated Review. Pharmaceutics. 9 (2), (2017).
  33. Abraham, M. K., et al. Nanoliposomes for Safe and Efficient Therapeutic mRNA Delivery: A Step Toward Nanotheranostics in Inflammatory and Cardiovascular Diseases as well as Cancer. Nanotheranostics. 1 (2), 154-165 (2017).
  34. Avci-Adali, M., et al. In vitro synthesis of modified mRNA for induction of protein expression in human cells. Journal of Visualized Experiments. 93 (93), e51943 (2014).
  35. Yang, S., Chen, J., Zhao, D., Han, D., Chen, X. Comparative study on preparative methods of DC-Chol/DOPE liposomes and formulation optimization by determining encapsulation efficiency. International Journal of Pharmaceutics. 434 (1-2), 155-160 (2012).
  36. Caracciolo, G., Amenitsch, H. Cationic liposome/DNA complexes: from structure to interactions with cellular membranes. European Biophysics Journal. 41 (10), 815-829 (2012).
  37. Farhood, H., Serbina, N., Huang, L. The role of dioleoyl phosphatidylethanolamine in cationic liposome mediated gene transfer. Biochimica et Biophysica Acta. 1235 (2), 289-295 (1995).
  38. Zhang, Y., et al. DC-Chol/DOPE cationic liposomes: a comparative study of the influence factors on plasmid pDNA and siRNA gene delivery. International Journal of Pharmaceutics. 390 (2), 198-207 (2010).
  39. Klein, R. A. The detection of oxidation in liposome preparations. Biochimica et Biophysica Acta. 210 (3), 486-489 (1970).
  40. Ming-Ren Toh, G. N. C. C. Liposomes as sterile preparations and limitations of sterilisation techniques in liposomal manufacturing. Asian Journal of Pharmaceutical Sciences. 8 (2), 88-95 (2013).
  41. Torchilin, V. P., Omelyanenko, V. G., Lukyanov, A. N. Temperature-dependent aggregation of pH-sensitive phosphatidyl ethanolamine-oleic acid-cholesterol liposomes as measured by fluorescent spectroscopy. Analytical Biochemistry. 207 (1), 109-113 (1992).
  42. Rabinovich, P. M., Weissman, S. M. Cell engineering with synthetic messenger RNA. Methods in Molecular Biology. 969, 3-28 (2013).
  43. Ishida, T., Harashima, H., Kiwada, H. Liposome clearance. Bioscience Reports. 22 (2), 197-224 (2002).
  44. Freise, J., Muller, W. H., Brolsch, C., Schmidt, F. W. “In vivo” distribution of liposomes between parenchymal and non parenchymal cells in rat liver. Biomedicine. 32 (3), 118-123 (1980).
  45. Roerdink, F., Dijkstra, J., Hartman, G., Bolscher, B., Scherphof, G. The involvement of parenchymal, Kupffer and endothelial liver cells in the hepatic uptake of intravenously injected liposomes. Effects of lanthanum and gadolinium salts. Biochimica et Biophysica Acta. 677 (1), 79-89 (1981).
  46. Wang, X., et al. Dual-Targeted Theranostic Delivery of miRs Arrests Abdominal Aortic Aneurysm Development. Molecular Therapy. 26 (4), 1056-1065 (2018).
  47. Flierl, U., et al. Phosphorothioate backbone modifications of nucleotide-based drugs are potent platelet activators. Journal of Experimental Medicine. 212 (2), 129-137 (2015).
  48. Woodle, M. C. Controlling liposome blood clearance by surface-grafted polymers. Advanced Drug Delivery Reviews. 32 (1-2), 139-152 (1998).
  49. Sawant, R. R., Torchilin, V. P. Challenges in development of targeted liposomal therapeutics. The AAPS Journal. 14 (2), 303-315 (2012).
  50. Ewert, K. K., Evans, H. M., Bouxsein, N. F., Safinya, C. R. Dendritic cationic lipids with highly charged headgroups for efficient gene delivery. Bioconjugate Chemistry. 17 (4), 877-888 (2006).
  51. Elouahabi, A., Ruysschaert, J. M. Formation and intracellular trafficking of lipoplexes and polyplexes. Molecular Therapy. 11 (3), 336-347 (2005).
  52. Hoekstra, D., Rejman, J., Wasungu, L., Shi, F., Zuhorn, I. Gene delivery by cationic lipids: in and out of an endosome. Biochemical Society Transactions. 35 (Pt 1), 68-71 (2007).
  53. Lonez, C., Vandenbranden, M., Ruysschaert, J. M. Cationic liposomal lipids: from gene carriers to cell signaling. Progress in Lipid Research. 47 (5), 340-347 (2008).
  54. Filion, M. C., Phillips, N. C. Toxicity and immunomodulatory activity of liposomal vectors formulated with cationic lipids toward immune effector cells. Biochimica et Biophysica Acta. 1329 (2), 345-356 (1997).
  55. Takano, S., Aramaki, Y., Tsuchiya, S. Physicochemical properties of liposomes affecting apoptosis induced by cationic liposomes in macrophages. Pharmaceutical Research. 20 (7), 962-968 (2003).
  56. Ciani, L., et al. DOTAP/DOPE and DC-Chol/DOPE lipoplexes for gene delivery studied by circular dichroism and other biophysical techniques. Biophysical Chemistry. 127 (3), 213-220 (2007).
  57. Benson, H. A. Elastic Liposomes for Topical and Transdermal Drug Delivery. Methods in Molecular Biology. 1522, 107-117 (2017).
  58. Johler, S. M., Rejman, J., Guan, S., Rosenecker, J. Nebulisation of IVT mRNA Complexes for Intrapulmonary Administration. PLoS One. 10 (9), e0137504 (2015).
  59. Mays, L. E., et al. Modified Foxp3 mRNA protects against asthma through an IL-10-dependent mechanism. Journal of Clinical Investigation. 123 (3), 1216-1228 (2013).
  60. Kormann, M. S., et al. Expression of therapeutic proteins after delivery of chemically modified mRNA in mice. Nature Biotechnology. 29 (2), 154-157 (2011).

Tags

Cationic NanoliposomesMRNA DeliveryTransfectionNanoparticleLipid FilmExtrusionNanolipoplexA549 Cells
check_url/pt/58444?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Michel, T., Link, A., Abraham, M., Schlensak, C., Peter, K., Wendel, H., Wang, X., Krajewski, S. Generation of Cationic Nanoliposomes for the Efficient Delivery of In Vitro Transcribed Messenger RNA. J. Vis. Exp. (144), e58444, doi:10.3791/58444 (2019).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image