Farelerin Hindlimb Sekonder Lenfödem Indükleme için Gözden Geçirilmiş Bir Yöntem
Summary
Bu hayvan modeli, araştırmacıların farelerin arka eklerinde en az 8 hafta süren istatistiksel olarak anlamlı sekonder lenfödemi indüklemelerini sağlar. Model lenfödem patofizyolojisi çalışma ve yeni tedavi seçenekleri araştırmak için kullanılabilir.
Abstract
Hayvan modelleri hastalığın patofizyolojisini anlamak için lenfödem araştırmalarında ve aynı zamanda potansiyel tedavi seçeneklerini araştırmak için büyük önem taşımaktadır. Bu fare modeli araştırmacılar ın en az 8 hafta süren önemli lenfödem neden sağlar. Lenfödem fraksiyonlu radyoterapi ve lenfatiklerin cerrahi ablasyon kombinasyonu kullanılarak indüklenir. Bu model fareler ameliyat öncesi ve sonrası 10 Gri (Gy) radyasyon bir doz almak gerektirir. Modelin cerrahi kısmı üç lenf damarlarının ligasyonu ve fare arka limb iki lenf düğümleri çıkarma içerir. Farelerin küçük anatomik yapıları nedeniyle mikrocerrahi aletlere ve mikroskoba erişim esastır. Bu modelin avantajı istatistiksel olarak anlamlı lenfödem sonuçları, hangi farklı tedavi seçenekleri değerlendirmek için iyi bir temel sağlar. Aynı zamanda mikrocerrahi eğitim için büyük ve kolay kullanılabilir bir seçenektir. Bu modelin sınırlaması, yordamın özellikle önceden uygulanmadıysa zaman alıcı olabileceğidir. Model farelerde objektif olarak ölçülebilir lenfödem ile sonuçlanır, ciddi morbidite neden olmadan ve üç ayrı projede test edilmiştir.
Introduction
Lenfödem lokalize doku şişmesine yol açan lenf sıvısı birikimi ile karakterizedir, esas olarak lenf damarlarında lenf sıvısının bozulmuş veya bozulmuş akışı nedeniyle oluşur1. Lenf akışı, lenf atik sisteminde enfeksiyon, obstrüksiyon, yaralanma veya konjenital defektler nedeniyle bozulabilir veya bozulabilir2. Bu etyolojiler lenfatik sıvı birikimi ile sonuçlanır, hangi inflamasyon kronik bir devlet yol açar, sonraki fibrozis ile sonuçlanan, yanı sıra yağ dokusu birikimi3. Lenfödem primer veya sekonder lenfödem olarak kategorize edilebilir. Primer lenfödem gelişimsel anormallikler veya genetik mutasyon neden olur2,4. Sekonder lenfödem altta yatan sistemik hastalık, cerrahi veya travma2,4nedeniyle oluşur. Sekonder lenfödem dünyada lenfödemin en sık görülen şeklidir2. Gelişmiş ülkelerde sekonder lenfödemin en sık nedeni adjuvan radyoterapi ve lenf nodülüdiseksiyonu 5 gibi onkolojik tedavidir. Lenfödem meme kanseri hastaları arasında en sık, ama aynı zamanda jinekolojik hastalarda gelişebilir, melanom, genitoüriner veya boyun kanseri6. Meme kanseri tanısı konan tüm kadınların %21’inde lenfödem7.
Lenfödem hasta için hem fiziksel hem de psikolojik olarak stresli olabilir. Lenfödem olan hastalar enfeksiyon riski var5,8,9, yaşam kalitesi düşük ve sosyal anksiyete ve depresyon belirtileri gelişebilir10. Kronik lenfödem komplikasyonları bakım yüksek maliyet ve artan bir hastalık yükü yol9,11. Bulgular da lenfödem meme kanseri tedavisi sonrası ölüm riski ile ilişkili olabileceğini ileri sürmüşlerdir12. Etkilenen bölgenin sıkıştırığı, manuel lenf drenajı ve genel cilt bakımı gibi konservatif yönetim ilk basamak yaklaşımı olmaya devam etmektedir. Şu anda hiçbir iyileştirici tedavi6. Cerrahi ve medikal tedavi alanında ilerleme kaydedilmiş olsa da, hala gelişme için yer vardır. Daha fazla araştırma, patofizyoloji ve hastalığın ilerlemesi içgörü sağlayan, klinisyenler hastalar için daha iyi tedavi seçenekleri sağlamak için gereklidir5.
Hastalıkların patofizyolojisini anlamak ve potansiyel tedavi seçeneklerini geliştirmek için klinik öncesi araştırmalarda hayvan modelleri kullanılmaktadır. Birkaç farklı lenfödem hayvan modelleri köpekleri13,14, tavşan 15 , koyun16, domuz17,18 ve kemirgenler19,20, 21,22,23,24. Kemirgen modeli en uygun maliyetli model gibi görünüyor, lenfatik fonksiyonun rekonstrüksiyonu araştırırken, kemirgenler nedeniyle kolayca erişilebilir ve nispeten düşük fiyatlı25. Fare modellerinin çoğunluğu farelerin kuyruğunda lenfödem indükleyen odaklanmıştır21,22,23. Kuyruk modeli çok güvenilirdir ancak lenfödemi indükleyen tam cerrahi teknik önceki yayınlanmış materyalde önemli ölçüde farklılık gösterir. Bu durum, bilinen litterature25’tesunulan gelişmiş lenfödemin süresi ve sağlamlığında dalgalanmalara neden olabilir. Farklı teknikler de hindlimb modelinde lenfödem indüklemek için kullanılmaktadır ve onlar da değişen sonuçlar verim, ancak hindlimb modeli çevirisel bir perspektiften anlamak daha kolay olabilir. Önceki lenfödem modelleri spontan lenfödem çözünürlüğü ile engellenmiş ve bu nedenle tekrarlanabilir ve kalıcı lenfödem modeline ihtiyaç duyulmaktadır25. Araştırmacılar daha önce radyasyon dozu artırmak için çalıştık, spontan lenfödem çözünürlüğünü önlemek için, ama bu genellikle sonraki şiddetli morbidite yol açmıştır25.
Bu model, mikrocerrahi ile radyasyonu birleştirerek, ciddi morbiditeye neden olmadan istatistiksel olarak anlamlı lenfödem ile sonuçlanır. Model lenfödem neden ışınlama bir doz ekleyerek önceki bir cerrahi modelden revize edilmiştir, ciddi morbidite neden olmadan26. Ayrıca mikrocerrahi eğitimi için büyük bir fırsat sunuyor. Farelerin küçük anatomik yapıları nedeniyle mikrocerrahi ekipmana ve mikroskopa erişim gereklidir. Cerrahi işlem, kullanıcıya mikrocerrahi aletlerle dikiş gibi temel mikrocerrahi teknikler öğretildiğinde yapılabilir. Bu prosedürü gerçekleştiren operatörler, Acland’ın mikrocerrahi becerileri (1981) ve temel mikrosutür tekniği (1985) ön koşulları üzerine eğitim videolarını izlediler. Araştırmada kullanmadan önce cerrahi işlemi 8−10 kez uygulamanızı öneririz. Yordamın uygulanması, daha az hata yapılmasını ve yordamın daha verimli bir şekilde gerçekleştirilmesini sağlar. Mastered zaman, cerrahi işlem 45 dakika içinde yapılabilir.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu protokolde birkaç kritik adım vardır. İlk olarak, araştırmacıların radyoaktivite ile çalışırken güvenlik önlemleri almaları önemlidir. İkinci olarak, bu protokolün cerrahi kısmı sırasında, fare anestezi edildikten sonra işlemi başlatmak ve gereksiz molalar vermeden bitirmek önemlidir. Bu hayvan için aşırı uzun bir cerrahi süre önlemek ve anestezi ameliyat sırasında etkisini kaybetmesini önlemek için önemlidir. Sadece bir adet anestezi enjeksiyonunun yapılması ve cerrahi işlemin t…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Yazarlar Peter Bollen, Mikroskoplar aracılığıyla görülen görüntüleri kaydetmek için gerekli ekipman ödünç için Biyomedikal Laboratuvarı başkanı teşekkür ederim.
Materials
| 10-0 Nylon suture | S&T | 12051-10 | |
| 6-0 Nylon suture – Dafilon | B Braun | C0933112 | |
| Coagulator – ICC 50 | ERBE | ||
| Cotton tipped applicators | Yibon medical co | ||
| Dissecting forceps | Lawton | 09-0190 | |
| Elastic retractors | Odense University Hospital | ||
| Electrical clipper | Aesculap | GT420 | |
| Fentanyl 0,315 mg/ml | Matrix | ||
| Heating pad – PhysioSuite | Kent Scientific Corp. | ||
| Isoflurane 1000mg Attane | Scan Vet | ||
| Isoflurane vaporizer – PPV | Penlon | ||
| Micro jewler forceps | Lawton | 1405-05 | |
| Micro Needle holder | Lawton | 25679-14 | |
| Micro scissors | Lawton | 10128-15 | |
| Micro tying forceps | Lawton | 43953-10 | |
| Microfine U-40 syringe 0,5ml | BD | 328821 | |
| Microlance syringe 25g | BD | ||
| Microlance syringe 27g | BD | ||
| Midazolam 5 mg/ml (hameln) | Matrix | ||
| Needle holder – Circle wood | Lawton | 08-0065 | |
| Non woven swabs | Selefa | ||
| Opmi pico microscope F170 | Zeiss | ||
| Patent blue V – 25 mg/ml | Guerbet | ||
| Scissors – Joseph | BD | RH1630 | |
| Siemens INVEON multimodality pre-clinical scanner | Siemens pre-clinical solutions | ||
| Source of radiation – D3100 | Gulmay | ||
| Stata Statistical Software: Release 15 | StataCorp LLC | ||
| Temgesic – 0,2 mg | Indivior | ||
| Vet eye ointment – viscotears | Bausch & Lomb |
Referências
- Lawenda, B. D., Mondry, T. E., Johnstone, P. A. S. Lymphedema: a primer on the identification and management of a chronic condition in oncologic treatment. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 59 (1), 8-24 (2009).
- Greene, A. K., Greene, A. K., Slavin, S. A., Brorson, H. Epidemiology and morbidity of lymphedema. Lymphedema: Presentation, Diagnosis, and Treatment. , 33-44 (2015).
- Hespe, G. E., Nores, G. G., Huang, J. J., Mehrara, B. J. Pathophysiology of lymphedema-Is there a chance for medication treatment?. Journal of Surgical Oncology. 115 (1), 96-98 (2017).
- Grada, A. A., Phillips, T. J. Lymphedema: Pathophysiology and clinical manifestations. Journal of the American Academy of Dermatology. 77 (6), 1009-1020 (2017).
- Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3 Suppl), 209S-218S (2016).
- Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
- DiSipio, T., Rye, S., Newman, B., Hayes, S. Incidence of unilateral arm lymphoedema after breast cancer: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Oncology. 14 (6), 500-515 (2013).
- Douglass, J., Graves, P., Gordon, S. Self-Care for Management of Secondary Lymphedema: A Systematic Review. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (6), e0004740 (2016).
- Shih, Y. C. T., et al. Incidence, treatment costs, and complications of lymphedema after breast cancer among women of working age: a 2-year follow-up study. Journal of Clinical Oncology. 27 (12), 2007-2014 (2009).
- Ridner, S. H. The psycho-social impact of lymphedema. Lymphatic Research and Biology. 7 (2), 109-112 (2009).
- Gutknecht, M., et al. Cost-of-illness of patients with lymphoedema. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 31 (11), 1930-1935 (2017).
- Hayes, S., et al. Prevalence and prognostic significance of secondary lymphedema following breast cancer. Lymphatic Research and Biology. 9 (3), 135-141 (2011).
- Danese, C. A., Georgalas-Bertakis, M., Morales, L. E. A model of chronic postsurgical lymphedema in dogs’ limbs. Surgery. 64 (4), 814-820 (1968).
- Das, S. K., Franklin, J. D., O’Brien, B. M., Morrison, W. A. A practical model of secondary lymphedema in dogs. Plastic and Reconstructive Surgery. 68 (3), 422-428 (1981).
- Huang, G. K., Hsin, Y. P. An experimental model for lymphedema in rabbit ear. Microsurgery. 4 (4), 236-242 (1983).
- Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
- Lahteenvuo, M., et al. Growth factor therapy and autologous lymph node transfer in lymphedema. Circulation. 123 (6), 613-620 (2011).
- Honkonen, K. M., et al. Lymph node transfer and perinodal lymphatic growth factor treatment for lymphedema. Annals of Surgery. 257 (5), 961-967 (2013).
- Wang, G. Y., Zhong, S. Z. A model of experimental lymphedema in rats’ limbs. Microsurgery. 6 (4), 204-210 (1985).
- Oashi, K., et al. A new model of acquired lymphedema in the mouse hind limb: a preliminary report. Annals of Plastic Surgery. 69 (5), 565-568 (2012).
- Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
- Cheung, L., et al. An experimental model for the study of lymphedema and its response to therapeutic lymphangiogenesis. BioDrugs : Clinical Immunotherapeutics, Biopharmaceuticals and Gene Therapy. 20 (6), 363-370 (2006).
- Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
- Tammela, T., et al. Therapeutic differentiation and maturation of lymphatic vessels after lymph node dissection and transplantation. Nature Medicine. 13 (12), 1458-1466 (2007).
- Frueh, F. S., et al. Animal models in surgical lymphedema research–a systematic review. Journal of Surgical Research. 200 (1), 208-220 (2016).
- Jorgensen, M. G., et al. Quantification of Chronic Lymphedema in a Revised Mouse Model. Annals of Plastic Surgery. 81 (5), 594-603 (2018).
- Frueh, F. S., et al. High-resolution 3D volumetry versus conventional measuring techniques for the assessment of experimental lymphedema in the mouse hindlimb. Scientific Reports. 6, 34673 (2016).
- Biau, D. J., Kerneis, S., Porcher, R. Statistics in brief: the importance of sample size in the planning and interpretation of medical research. Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (9), 2282-2288 (2008).
- Korula, P., Varma, S. K., Sunderrao, S. Inhibition of wound contraction by point-to-point adherent splintage. Plastic and Reconstructive Surgery. 95 (4), 725-730 (1995).
- Komatsu, E., et al. Lymph Drainage During Wound Healing in a Hindlimb Lymphedema Mouse Model. Lymphatic Research and Biology. 15 (1), 32-38 (2017).
