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Neuroscience

Un test rapide de préférence alimentaire à Drosophila

Published: February 11, 2021 doi: 10.3791/62051
Automatic Translation
1, 1,2
1Monell Chemical Senses Center, 2Department of Physiology, The Diabetes Research Center, University of Pennsylvania Perelman School of Medicine

Summary

Nous présentons un protocole pour un essai d'alimentation à deux choix pour les mouches. Cet essai d'alimentation est rapide et facile à exécuter et convient non seulement pour la recherche en laboratoire à petite échelle, mais aussi pour les écrans comportementaux à haut débit chez les mouches.

Abstract

Pour choisir des aliments à valeur nutritive tout en évitant la consommation d'agents nocifs, les animaux ont besoin d'un système de goût sophistiqué et robuste pour évaluer leur environnement alimentaire. La mouche des fruits, Drosophila melanogaster, est un organisme modèle génétiquement tractable qui est largement utilisé pour déchiffrer les fondements moléculaires, cellulaires et neuronaux de la préférence alimentaire. Pour analyser les préférences alimentaires des mouches, une méthode d'alimentation robuste est nécessaire. Décrit ici est un test d'alimentation à deux choix, qui est rigoureux, économique et rapide. L'analyse est à base de boîtes de Pétri et implique l'ajout de deux aliments différents complétés par du colorant bleu ou rouge aux deux moitiés du plat. Ensuite, ~70 mouches prédémarrées de 2 à 4 jours sont placées dans le plat et autorisées à choisir entre les aliments bleus et rouges dans l'obscurité pendant environ 90 min. L'examen de l'abdomen de chaque mouche est suivi du calcul de l'indice de préférence. Contrairement aux assiettes multiwell, chaque boîte de Pétri ne prend que ~20 s à remplir et permet d'économiser du temps et des efforts. Cet essai d'alimentation peut être employé pour déterminer rapidement si les mouches aiment ou n'aiment pas un aliment particulier.

Introduction

Malgré des différences dramatiques dans la structure anatomique des organes gustatives entre les mouches et les mammifères, les réactions comportementales des mouches à de nombreuses substances tastantes sont étonnamment similaires à celles des mammifères. Par exemple, les mouchespréfèrent le sucre 1,2,3,4,5,6,7,8, acides aminés9,10, et faible teneur en sel11, qui indiquent des nutriments, mais rejettent les alimentsamers 12,13,14,15 qui sont désagréables ou toxiques. Au cours des deux dernières décennies, les mouches se sont avérées être un organisme modèle très précieux pour faire progresser la compréhension de nombreuses questions fondamentales liées à la sensation gustative et à la consommation alimentaire, y compris la détection du tastant, la transduction gustative, la plasticité gustative et la régulationde l'alimentation 16,17,18,19,20. Fait remarquable, un certain nombre d'études ont démontré que les mécanismes de transduction gustative et de circuit neuronal sous-jacents à la perception du goût sont analogues entre les mouches des fruits et les mammifères. Par conséquent, la mouche des fruits sert d'organisme expérimental idéal, permettant aux chercheurs de découvrir des concepts et des principes conservés de façon évolutionnistes qui régissent la détection et la consommation des aliments dans le règne animal.

Pour étudier la sensation gustative chez les mouches, il est essentiel d'établir un test rapide et rigoureux pour mesurer objectivement les préférences alimentaires. Au fil des ans, diverses méthodes d'alimentation, tels que les analyses à base de teinture11,12,13,21,22,23, l'essai de réponse d'extension de proboscis mouche24, la mangeoire capillaire (CAFE) essai25,26, le comptoir d'interaction liquide-alimentaire volant (FLIC) test27, et d'autres méthodes combinatoires ont été développés pour mesurer quantitativement la préférence alimentaire et / ou l'apport alimentaire pour les mouches des fruits28,29,30,31. L'un des paradigmes d'alimentation populaires est l'analyse d'alimentation à deux choix à base de colorant utilisant soit une plaque de microtiter multiwell12,21,32 ou, comme décrit ici, une petite boîte de Pétri11,22 comme chambre d'alimentation. Cet essai est conçu en fonction de la transparence de l'abdomen de la mouche. Au cours de cet essai, les mouches sont placées dans la chambre d'alimentation et présentées avec deux options alimentaires mélangées avec du colorant rouge ou du colorant bleu. Une fois l'essai terminé, les abdomens de mouche apparaissent rouges ou bleus selon la nourriture qu'ils ont consommée.

La boîte de Pétri et les tests d'alimentation à base de colorants multiwell-plaque sont très robustes et donnent à peu près les mêmes résultats. À l'aide de ces deux analyses, de nombreuses découvertes et percées importantes ont été faites pour déchiffrer les récepteurs et les cellules très diversifiés responsables de la détection des goûts alimentaires et de la texturedes aliments 11,12,21,22,32,33. Dans l'analyse à base de colorant, une étape expérimentale nécessitant beaucoup de temps et d'efforts est la préparation et le chargement des aliments dans la chambre d'alimentation. Pour réduire le temps de préparation et de chargement des aliments, cet essai a été modifié en remplaçant la plaque de microtiter multiwell par une petite boîte de Pétri, qui est divisée en deux compartiments égaux. Dans l'analyse à base de boîtes de Pétri, deux aliments différents complétés par du colorant bleu ou rouge sont ajoutés aux deux moitiés du plat. Ensuite, ~70 mouches prédémarrées de 2 à 4 jours sont placées dans le plat et autorisées à choisir entre les aliments bleus et rouges dans l'obscurité pendant environ 90 min. L'abdomen de chaque mouche est ensuite examiné, et l'indice de préférence (IP) est calculé.

Cet essai d'alimentation à base de boîtes de Pétri à deux choix est abordable, simple et rapide. Une plaque multiwell nécessite environ 110 s à remplir, tandis que chaque plat de Pétri ne prend que ~ 20 s. En outre, la plaque multiwell nécessite de pipetage de petits volumes de nourriture dans un grand nombre de petits puits (par exemple, 60 puits ou plus par assiette), ce qui exige une précision et une attention considérables. Inversement, l'analyse à base de boîtes de Pétri ne nécessite que deux actions par assiette. Comme l'analyse d'alimentation peut impliquer un grand nombre de répliques, l'essai à base de boîtes de Pétri permet d'économiser beaucoup de temps et d'efforts. Cet essai donne des résultats équivalents à ceux de l'analyse à base de multiwell et s'est avéré efficace pour répondre à de nombreuses questions fondamentales dans la sensation gustative, y compris le goût de selcodant 11, plasticité gustative modifiéepar l'expérience alimentaire 22, et la base moléculaire de la sensation de texturedes aliments 33. En résumé, cet essai à deux choix à base de boîtes de Pétri est un outil puissant pour étudier comment les mouches perçoivent les milieux nutritifs externes et internes pour obtenir un comportement alimentaire approprié.

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Protocol

1. Assemblage des chambres d'essai

REMARQUE : Bien que ce protocole décrive l'utilisation d'une boîte de Pétri de 35 mm (figure 1A), l'effet désiré peut être obtenu à l'aide de n'importe quel récipient étanche à fond lisse qui peut être coupé en deux et couvert.

  1. Tout d'abord, couper en deux une boîte de Pétri de 35 mm lidded en fixant une longueur de plastique (5 mm de largeur et 3 mm de hauteur) sur la ligne médiane avec adhésif étanche, formant deux compartiments étanches. Confirmez que le joint est complet pour éviter les fuites qui peuvent entraîner le mélange des deux substrats alimentaires.
    REMARQUE : Après l'assemblage, réutiliser cet appareil tant que le joint tient.

2. Préparation des flacons de famine

  1. Préparer un nombre suffisant de flacons de mouches en plastique vides; puis, compacter lâchement un morceau de papier de soie au fond. Compresser suffisamment le papier de soie pour qu'il remplisse l'espace, mais pas tellement qu'il forme une masse dense.
    REMARQUE : Assurez-vous qu'il n'y a pas de crevasses profondes ou de plis dans les tissus, car cela peut conduire à des mouches piégées.
  2. Ajouter ~3 mL d'eau pure au flacon de sorte que le tissu soit complètement saturé, mais il n'y a pas d'eau stagnante. Assurez-vous qu'il n'y a pas de grosses gouttelettes d'excès d'eau sur le mur du flacon. Alternativement, remplacer le papier trempé par la préparation d'une solution d'agar de 1 % w/v (sans saccharose) en ajoutant 5 mL d'agarose de 1 % à chaque flacon vide et en permettant à l'agarose de se solidifier à température ambiante.

3. Famine humide des mouches avant l'expérience

  1. Lancez la famine 24 h avant l'expérience. Sous anesthésieco 2, trier les groupes de ~70, 2-4 jours vole dans les flacons de famine préparés, étiquetant chaque flacon avec le génotype et le temps de famine.

4. Configuration du reagent

  1. Préparation des dyes
    REMARQUE : Avant d'effectuer des expériences, il est important d'effectuer un test de contrôle préliminaire afin de déterminer les concentrations correctes de dyes rouges et bleues à utiliser.
    1. Pour l'analyse de contrôle, préparez une gamme de dilutions pour chaque colorant, et effectuez l'analyse d'alimentation avec la même nourriture avec une couleur différente de colorant. Utilisez les résultats pour identifier les concentrations de deux colorants (un rouge, un bleu) qui donnent un IP d'~0 lorsqu'aucun composé expérimental n'est ajouté (voir la section 7).
      REMARQUE : Par exemple, la concentration finale de colorant bleu a été fixée à 50 μM et testée contre une série de concentrations de colorants rouges. D'après la courbe de dosage des colorants rouges, la concentration optimale de colorant rouge était de 210 μM, ce qui donnait un minimum de biais de teinture (figure 1B). Une concentration plus élevée de colorant rouge pousse les mouches à préférer les aliments rouges, tandis qu'une concentration plus faible pousse les mouches à préférer les aliments bleus. Affiner soigneusement les concentrations de colorant bleu ou rouge par incréments de 1 μM, car des différences de cette ampleur et plus peuvent affecter les résultats expérimentaux.
  2. Préparation de 1% agarose
    1. Dans un récipient allant au micro-ondes, mélanger 0,5 g d'agarose et 50 mL d'eau pure (ou plusieurs d'entre elle). Cuire au micro-ondes la solution agarose jusqu'à dissolution, en l'remuant au besoin.
  3. Préparation d'autres composants alimentaires
    1. Dissoudre chaque composant alimentaire, y compris le saccharose et tous les composés expérimentaux, dans l'eau à une concentration 100 fois ou plus élevée de la concentration finale testée.
      REMARQUE : Le volume total de chaque ingrédient alimentaire ajouté à 1 % d'agar ne doit pas dépasser 1 mL par agar fondu de 10 mL. Sinon, l'agarose peut être trop diluée et ne se solidifiera pas de façon appropriée.
  4. Préparation des médias alimentaires
    1. Mélanger l'agar, le colorant et le composé expérimental désiré dans des tubes coniques de centrifugeuse en polypropylène (15 ou 50 mL); utiliser de l'eau au lieu du tastant expérimental dans les aliments de contrôle. Faites ceci tandis que l'agar est encore complètement liquide et mélangez complètement à l'aide d'un mélangeur de vortex. Gardez les tubes dans un bain d'eau de 60 °C sans être utilisés pour empêcher l'agarose de durcir avant d'être distribué dans la vaisselle.
  5. Préparer des plats pour l'expérience
    REMARQUE : Assurez-vous que tous les plats sont complètement secs avant de commencer.
    1. Pipette 1 mL de milieu alimentaire expérimental rouge dans un côté du plat d'essai (figure 1A); répéter pour le nombre désiré de plats. Laisser refroidir l'agarose jusqu'à consistance ferme (3-5 min), puis pipette 1 mL de nourriture de contrôle bleu dans l'autre côté de la vaisselle (Figure 1A). Répétez ce processus avec la paire bleue rouge/expérimentale de commande.
      REMARQUE : Assurez-vous que tous les plats sont bien réglés avant de commencer l'expérience. Utilisez la vaisselle dans les 30 minutes.

5. Lancement de l'analyse d'alimentation bi-sens

  1. Paralyser temporairement les lignes de mouche expérimentales sur la glace jusqu'à ce qu'aucune activité motrice évidente comme le vol et l'escalade ne soit observée. Une fois que les mouches sont immobilisées, inversez doucement le flacon et appuyez sur pour transférer toutes les mouches dans la chambre d'essai.
    REMARQUE : Le choc froid prend ~3-5 min. Une exposition prolongée au froid peut affecter la physiologie et la santé de la mouche et doit donc être évitée.
  2. Placez rapidement le couvercle sur la chambre et mettez-le de côté. Une fois que toutes les mouches ont été transférées, déplacez toutes les chambres vers un espace sombre et clos. Laissez l'essai courir pendant 90 min.
    REMARQUE : Un environnement sombre minimise l'influence de la voie visuelle de la mouche sur le comportement alimentaire et élimine tout indice environnemental de l'extérieur du plat.

6. Mettre fin à l'analyse d'alimentation bi-sens

  1. Après 90 minutes se sont écoulées, transférer les chambres dans un congélateur de -20 °C pour sacrifier les mouches. Après ~1 h, comptez les mouches.
    REMARQUE : Inversez chaque boîte de Pétri avant de placer le plat au congélateur pour vous assurer qu'aucune mouche ne sera congelée sur les aliments.

7. Attribution d'un indice de préférence (IP) pour déterminer la préférence alimentaire

  1. Sous un microscope de dissection standard, examiner la couleur abdominale des mouches dans chaque plat individuel. Comptez les mouches comme étant rouges, bleues ou violettes en fonction de la couleur de leur abdomen (figure 2A). Comptez la mouche si son abdomen est de couleur supérieure à 50 %, ce qui indique une alimentation robuste( figure 2B). Exclure la mouche si son abdomen ne contient qu'une petite tache alimentaire, indiquant une mauvaise alimentation (Figure 2C).
  2. Une fois que le nombre de mouches mangeant des aliments bleus, rouges ou bleus et rouges a été compté, utilisez l'équation suivante pour attribuer à chaque boîte de Pétri un indice de préférence (IP) :

PI = (Nombre de mouches mangeant des aliments expérimentaux) - (Nombre de mouches mangeant des aliments de contrôle) / (Nombre de mouches mangeant des aliments expérimentaux) + (Nombre de mouches mangeant des aliments de contrôle) + (Nombre de mouches mangeant les deux)

Pi > 0 indique une préférence pour le composé expérimental, PI < 0 indique une aversion pour le composé expérimental, et PI = 0 n'indique aucun effet du composé sur le comportement alimentaire.

8. Nettoyage des chambres d'essai

  1. Nettoyez rapidement les boîtes de Pétri en raclant le substrat alimentaire et en les rinçant avec du savon et de l'eau non parfumés. Faire tremper les boîtes de Pétri toute la nuit dans de l'eau distillée. Vérifiez que le joint de séparation dans chaque plat est encore étanche, puis laissez le plat sécher à l'air libre.
    REMARQUE : Après s'être assuré qu'il n'y a pas d'agarose résiduelle ou de colorant, les boîtes de Petri sont prêtes à être utilisées à nouveau.

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Representative Results

Dans cet essai, un plat de 35 mm a été divisé en deux compartiments d'alimentation égaux, chaque moitié du plat contenant de la nourriture agarose couplée à un colorant bleu ou rouge (Figure 1A). Pour exclure le biais des colorants, les concentrations de colorants bleus et rouges ont été soigneusement affinées pour donner un PI approximatif de « 0 » lorsque seuls ces deux colorants ont été ajoutés (figure 1B). Une fois que la boîte de Pétri a été chargée avec de la nourriture testée, ~70 mouches adultes affamées de 2-4 jours ont été transférées au plat, leur permettant de choisir entre les deux options de nourriture dans l'obscurité. Après 90 min, la couleur abdominale des mouches a été examinée avec un microscope de dissection. En règle générale, l'abdomen de la mouche apparaît bleu ou rouge si l'animal consomme principalement des aliments bleus ou rouges (figure 2A), respectivement. Si la mouche consomme à la fois le bleu et le rouge, son abdomen devient violet(figure 2A).

Les mouches ingérant des quantités considérables de nourriture ont été notées (figure 2B), tout en sautant les mouches avec un apport alimentaire insuffisant (Figure 2C). Cet essai à base de boîtes de Pétri a été comparé à l'analyse à base de plaques multiwell. Les résultats montrent que ces deux méthodes d'alimentation donnent essentiellement les mêmes résultats dans l'analyse des réponses alimentaires aux aliments sucrés, amers ou salés chez les mouches de type sauvage (figure 3A-C). Il est notamment beaucoup plus rapide de préparer et de distribuer des aliments dans la boîte de Petri que dans l'assiette multiwell contenant 60 puits (Figure 3D). Dans l'ensemble, l'analyse à base de boîtes de Pétri est une méthode d'alimentation robuste et rapide qui peut être utilisée pour déterminer rapidement la préférence alimentaire pour les mouches.

Figure 1
Figure 1: Dispositif d'analyse à deux choix et courbe posologique des colorants. (A) Deux moitiés d'une boîte de Pétri sont utilisées pour présenter deux options alimentaires différentes. La moitié du plat contient des aliments dyed bleus, et l'autre moitié contient des aliments tégés en rouge. Les mouches prédémarrées sont placées dans le plat pour leur permettre de consommer n'importe quel aliment qu'elles préfèrent. (B) Préférence alimentaire pour les mouches de type sauvage choisissant entre 1 % d'agarose plus 2 mM de saccharose contenant soit un colorant bleu de 50 μM, soit des concentrations variables de colorant rouge. La concentration optimale de colorant rouge est de 210 μM. Les données représentent ± erreur standard de la moyenne. Pour chaque point de données, n = 6 essais. Environ 70 mouches ont été testées à chaque essai. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2
Figure 2: Voler la couleur abdominale après avoir mangé des aliments bleus, rouges ou bleus et rouges. (A) Images représentatives des mouches après avoir ingéré de la nourriture bleue (en haut à droite), de la nourriture rouge (en haut à gauche), ou les deux, faisant apparaître l'abdomen violet (en bas). (B) Une mouche montrant une consommation suffisante de nourriture bleue. (C) Une mouche après avoir ingéré une petite quantité de nourriture bleue. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3
Figure 3: Réponses alimentaires à différents tastants chez les mouches sauvages et temps de chargement des aliments pour le dispositif d'alimentation à base de boîtes de 60 m et de pétri. ( A )Préférencealimentaire pour les mouches sauvages qui choisissent entre 2 mM de saccharose et 10 mM de saccharose. n = 12 essais, t-tests non appraux de l'étudiant. (B) Préférence alimentaire chez les mouches de type sauvage pour les aliments contenant 2 mM de saccharose avec ou sans 10 mM de caféine. n = 10 essais, t-tests non appraux de l'étudiant. (C) Préférence alimentaire chez les mouches sauvages pour les aliments contenant 2 mM de saccharose avec ou sans NaCl de 20 mM. n = 10 essais, t-tests non appraux de l'étudiant. (D) Temps passé à remplir les aliments dans une assiette de 60 puits et une boîte de Pétri. n = 12 assiettes ou plats, *p < 0,0001, non apprired Student's t-tests. Les données représentent ± SEM. Abréviations : n.s. = non statistiquement significatives; SEM = erreur standard de la moyenne; NaCl = chlorure de sodium. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

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Discussion

Cette méthode implique plusieurs étapes cruciales où des problèmes peuvent se produire. Tout d'abord, assurez-vous que les mouches ingèrent une quantité suffisante de nourriture pour fournir des données stables. Si les mouches mangent mal, assurez-vous que les mouches ont été affamées pendant au moins 24 h et que le média expérimental contient au moins une concentration minimale de saccharose (2 mM). Pour stimuler davantage la consommation alimentaire, prolongez la période de famine humide au-delà de 24 h, selon l'état physiologique des mouches. Si trop de mouches ne survivent pas à la famine prolongée, assurez-vous que suffisamment d'eau est ajoutée au papier de soie lors de l'exécution de la famine humide dans les flacons. Évitez l'excès d'eau qui peut noyer les mouches. Deuxièmement, les mouches ont tendance à montrer un biais alimentaire vers le colorant bleu ou rouge si leurs concentrations ne sont pas soigneusement équilibrées. De petites variations de la concentration des colorants peuvent avoir de profonds effets surl'alimentation ( figure 1B). Ainsi, pour éviter les biais de teinture, la concentration de colorant doit être précise. Si les mouches sont influencées par le colorant, affiner soigneusement la concentration de colorant à une incrément de 1 μM, puis tester différentes combinaisons de colorants pour identifier la paire de concentration de colorant rouge/bleu qui donne un IP = 0 lorsqu'aucun composé expérimental, sauf une faible concentration de saccharose (p. ex., 2 mM) n'est ajouté. La concertation optimale de teinture rouge ou bleue doit être réajustée lors de l'essai de nouvelles lignes de mouche ou après la fabrication de nouveaux stocks de colorants. Troisièmement, assurez-vous que l'essai est limité à 90 min. Selon une étude précédente22 , l'alimentationprolongée peut conduire à l'adaptation au goût ou à la désensibilisation.

Comparé à d'autres techniques d'alimentation, telles que flic27 ou CAFE25 analyses, cet essai à base de boîtes de Pétri à deux choix a les caractéristiques et les avantages suivants: (1) Simplicité: cet appareil ne comprend qu'une petite boîte de Petri coupée en deux avec un séparateur en plastique. Parce que les plats et les séparateurs en plastique sont peu coûteux et faciles à assembler, une expérience entière ne nécessite qu'un investissement minimal. (2) Opportunisme : l'appareil à base de boîtes de Pétri accélère considérablement l'analyse d'alimentation (Figure 3D). Le processus de notation des couleurs est également rapide et simple à l'aide d'un microscope de dissection régulier. Avec cette méthode, la préférence gustative des mouches à l'égard d'un ingrédient alimentaire particulier peut être rapidement testée. Ainsi, il convient à la fois à la recherche à petite échelle et aux écrans génétiques à grande échelle. (3) Stabilité : contrairement à d'autres méthodes d'alimentation qui n'analysent que quelques mouches dans chaque appareil, cette méthode permet la quantification des réponses alimentaires pour un grand nombre de mouches adultes à la fois, ce qui minimise considérablement les effets des variations alimentaires chez les mouches individuelles. Cet essai d'alimentation à deux choix à base de colorant s'est avéré rigoureux et reproductible et a été utilisé pour isoler les mutants volants importants avec des défauts dans la percevoir les goûts et les texturesdes aliments 11,22,33.

Comme le démontrent ces résultats, l'analyse à base de boîtes de Pétri produit essentiellement les mêmes résultats que l'essai d'alimentation à base de plusieurs puits pour les réponses gustatives sucrées, amères et salées, bien que l'analyse à base de boîtes de Pétri ait tendance à avoir de plus petites variations(figure 3A-C). Une étape longue de l'analyse d'alimentation à base de colorant est le rejet de nourriture dans la chambre d'alimentation. La plaque multiwell, qui contient 60 puits ou plus, peut être laborieuse à mettre en place en raison de l'exigence de charger avec précision les aliments agarose fondus dans 60 puits ou plus par assiette. Il est beaucoup plus rapide de préparer et de charger les aliments dans la boîte de Petri que dans l'assiette multiwell, car la boîte de Petri ne contient que deux compartiments distincts (Figure 3D). Ainsi, cette méthode à base de boîtes de Pétri maintient non seulement la robustesse de l'analyse à base de colorant, mais réduit également considérablement le temps et l'effort consacrés à la préparation des analyses, augmentant ainsi considérablement la capacité et la vitesse de l'analyse d'alimentation. Par conséquent, il peut être facilement utilisé pour analyser un grand nombre de lignes de vol, comme dans un projet d'écran génétique.

Bien que les tests à base de colorant fournissent une voie d'étude à haut débit en raison de leur simplicité et de leur rapidité, ils ne peuvent pas capturer d'informations sur des aspects quantitatifs plus détaillés de l'alimentation tels que la durée ou le volume. Pour surmonter ce problème, une caméra à grande vitesse peut être installée au-dessus du plat, ce qui révèle des informations plus détaillées sur le processus d'alimentation, telles que la durée et la fréquence d'alimentation dans chaque chambre. En outre, plusieurs autres paradigmes d'alimentation peuvent être utilisés pour compléter les données recueillies à partir des expériences à base de colorant. Les dispositifs d'alimentation automatique, tels que le FLIC27 et le proboscis de mouche et le détecteur d'activité (FlyPAD)34,peuvent enregistrer la dynamique temporelle de l'alimentation. L'analyse CAFE25 ou les analyses d'alimentation manuelles35 peuvent mesurer le volume d'aliments consommés. Néanmoins, ces approches ont leurs propres mises en garde. Par exemple, par rapport à la boîte de Petri ou à la plaque multiwell, les dispositifs d'alimentation automatique sont très coûteux à installer en laboratoire. En outre, chaque appareil n'analyse que quelques mouches à la fois, ce qui le rend plus vulnérable à la variabilité chez les animaux individuels. Comme l'analyse CAFE repose sur la capacité des mouches à manœuvrer leur corps jusqu'à l'extrémité du tube capillaire suspendu à l'intérieur de la chambre d'alimentation, les résultats peuvent être confondus par des déficiences motrices sans rapport avec la sensation gustative.

Bien que d'autres approches soient puissantes en elles-mêmes, les analyses à base de colorant peuvent être un outil plus efficace pour découvrir et analyser rapidement les préférences alimentaires chez les mouches. En outre, la configuration à deux choix peut être intégrée à des techniques de pointe telles que l'optogénétique36 pour manipuler sélectivement et de manière aiguë le comportement alimentaire de la mouche. Cela peut être fait en utilisant la moitié du plat pour l'activation de la lumière et l'autre moitié comme un contrôle inactif de la lumière. L'activation directe ou l'inactivation de neurones spécifiques aide à déterminer s'ils ont un rôle à jouer dans la régulation des comportements alimentaires. En résumé, ces résultats montrent que l'analyse d'alimentation à deux choix à base de boîtes de Pétri est une méthode d'alimentation rapide et robuste qui peut aider les chercheurs à analyser le comportement alimentaire sous différents états physiologiques et métaboliques.

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Disclosures

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d'intérêts ou intérêts financiers concurrents.

Acknowledgments

Les auteurs aimeraient remercier le Dr Tingwei Mi de les avoir aidés à optimiser l'analyse d'alimentation à deux choix. Ils remercient également Samuel Chan et Wyatt Koolmees pour leurs commentaires sur le manuscrit. Ce projet a été financé par les subventions des National Institutes of Health R03 DC014787 (Y.V.Z.) et R01 DC018592 (Y.V.Z.) et par la Fondation Ambrose Monell.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
35 mm Petri dish Fisher Scientific 08-772E
Agarose Thomas Scientific C756P56
Clear adhesive Fisher Scientific NC9884114
Conical centrifuge tubes Fisher Scientific 05-527-90
Dissection microscope Amscope SM-2T-6WB-V331
FCF Brilliant Blue Wako Chemical 3844-45-9
Fly CO2 anesthesia setup Genesee Scientfic 59-114/54-104M
Fly incubator with programmable day/night cycle Powers Scientific Inc. IS33SD
Fly lines
Glass dish (microwave-safe)
Kimwipes Fisher Scientific 06-666A
Media storage bottle Fisher Scientific 50-192-9998
Plastic divider cut to fit the dish from a sheet no thicker than 5 mm
Plastic fly vials Genesee Scientific 32-116
Sucrose Millipore Sigma S9378
Sulforhodamine B Millipore Sigma S9012
Tastant compound of interest
Vortex mixer Benchmark Scientific BV1000
Water bath Fisher Scientific FSGPD05

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Neurosciences numéro 168
Un test rapide de préférence alimentaire à <em>Drosophila</em>
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Mack, J. O., Zhang, Y. V. A Rapid… More

Mack, J. O., Zhang, Y. V. A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila. J. Vis. Exp. (168), e62051, doi:10.3791/62051 (2021).

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