Summary

Gタンパク質共役受容体(GPPC)を組み込んだモデル脂質膜の構築

Published: February 05, 2022
doi:

Summary

このプロトコルは、アガロース膨潤を、巨大な単層脂質小胞(GUV)に組み込むための強力かつ一般化可能な技術として利用し、ここで述べるように、ヒト1Aセロトニン受容体タンパク質(5-HT1AR)の再構成に関して、薬理学的に重要なGタンパク質結合型受容体の1つである。

Abstract

一体膜タンパク質の構造と機能の堅牢な インビトロ 調査は、原形質膜の複雑性と生細胞におけるタンパク質の挙動に影響を与える多くの要因による課題となっています。巨大なユニラメラ小胞(GUV)は、タンパク質膜相互作用を調査し、正確で刺激に依存する方法でタンパク質の挙動を探査するためのバイオミメティックで高度に調整可能な インビトロ モデルシステムです。本プロトコルでは、膜中に安定に統合されたヒトセロトニン1A受容体(5-HT1AR)を用いてGUVを製造するための安価で効果的な方法を提示する。我々は、修飾されたヒドロゲル膨潤法を用いてGUVを製造する。アガロースと5-HT1ARの混合物の上に脂質膜を堆積させ、その後、システム全体をハイドレートすることによって、小胞は膜に組み込まれた適切に配向し、機能的な5-HT1ARで形成することができる。これらのGUVは、顕微鏡を介してタンパク質膜相互作用と局在化行動を調べるために使用することができます。最終的に、このプロトコルは、深い生理学的洞察を提供し、一体膜タンパク質の機能性の理解を進めることができます。

Introduction

合成モデル膜は、生体膜の基本的な特性と機能の調査に強力なツールです。巨大な単層小胞(GUV)は、様々な形質膜特性を研究するための最も顕著なプラットフォームの1つであり、異なる生理学的条件を模倣するように設計することができます12345678。シグナル伝達、接着、エンドサイトーシス、輸送9,11,12,13,14,15など、細胞プロセスの多くにおいて、形質膜とその組織が重要な役割を果たしていることは十分に確立されています。

GUVは、穏やかな水和物16、ヒドロゲル膨潤17、電気形質18、マイクロ流体技術19202122、jetting23、および溶媒交換242526を含む様々な方法を用いて製造されている。一体型膜タンパク質(IMP)の取り扱いにおける課題により、それらを研究するインビトロプラットフォームは限られています。GUVは、ネイティブ環境を模倣した環境でのIMPを研究するための簡略化されたプラットフォームを提供します。GUVではタンパク質再構成にはいくつかのアプローチがありましたが、正しい向きを持つタンパク質を組み込み、タンパク質の機能性を維持することで課題が生じます。

GUVで最も成功したタンパク質再構成には、洗剤交換法が必要です。これは、洗剤によって天然環境からタンパク質を可溶化し、続いてタンパク質精製を行い、その後、様々な方法で洗浄剤分子を脂質に置き換えることを含む28。洗浄剤は精製中にIPSの三次構造を安定させるのに役立ちますが、洗剤ミセルはこれらのタンパク質にとって比較的不自然な環境であり、特に脂質二重層における機能研究のために、より良い安定化を図ります。また、従来のGUV製造技術を用いて機能性膜貫通タンパク質を脂質二重層に組み込むことは、これらのタンパク質の大きさ、繊細さ、および必要となる追加の洗剤交換ステップ27,31,32,33のために困難であった。有機溶剤を使用して洗剤を除去すると、タンパク質の凝集と変性34が発生します。改善された洗剤媒介方法は有望であったが、洗剤除去ステップには注意が必要であり、特定のタンパク質31,35に対して最適化が必要となる可能性がある。さらに、電気的な形質を利用する方法はタンパク質の選択を制限し、特に帯電した脂質31,36,37のすべての脂質組成物に適していない可能性があります。もう一つの技術は、所望のタンパク質を含む大きなユニラメラ小胞(RV)とGUVのペプチド誘発融合であるが、骨の折れるものであり、外来分子の挿入につながる可能性があるが、フソジェニックペプチド33,38,39生きた細胞に由来する巨大な原形質膜小胞(GPMV)は、これらの問題のいくつかを克服するために使用することができますが、結果として生じる脂質およびタンパク質組成の制御を最小限に抑えることができます14,40,41。従って、我々の修飾アガロース膨潤法を用いたGUVのバイリピッド層におけるIPSの統合は、膜環境におけるこれらのタンパク質をさらに調べる信頼性の高い方法を提示する42,43,44,45。

細胞シグナル伝達とコミュニケーションは、Gタンパク質共役受容体(GPCRs)として知られているタンパク質のファミリーを含みます。GPCRsはタンパク質の最大のファミリーの一つであり、気分、食欲、血圧、心血管機能、呼吸、および他の多くの生理学的機能の中で睡眠を調節することに関連しています46。本研究では、ヒトセロトニン1A受容体(5-HT1AR)を用いたGPCRファミリーの原型的なメンバーである。5-HT1AR は中枢神経系 (CNS) 血管で見つけることができます。;それは、心血管、胃腸、内分泌機能、ならびにmood47の調節に参加する多数の機能に影響を与える。GPCR研究の大きな障壁は、その複雑な両親媒性構造から生じ、GUVはタンパク質機能性、脂質タンパク質相互作用、タンパク質間相互作用に至るまで、関心のある様々な特性の調査のための有望なプラットフォームを提示します。表面プラズモン共鳴(SPR)48,49、核磁気共鳴分光法(NMR)50,51、タンパク質脂質オーバーレイ(PLO)アッセイ51,52,53,54、天然質量分析計55、等温滴定熱量測定(ITC)56,56,56,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,lipsome、及び567,576,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,576,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,5700,57,5700,57,57,57,57,57,57,57,57,57,57,5堆積アッセイ58,59.我々の研究室では、簡略化したGUVアプローチを用いて、受容体の活性状態でGiαサブユニットと結合するBODIPY-GTPγSをカプセル化することにより、脂質-タンパク質相互作用がタンパク質機能に及ぼす影響を調べています。彼らの結合は、時間45で検出され得る蛍光シグナルを産生する蛍光を解く。さらに、様々な研究が脂質タンパク質相互作用と、膜曲率60,61を感知または安定化するタンパク質の役割を調査し、実現可能なGUVアプローチを利用することが重要な利点となり得る。

このプロトコルは、修飾されたアガロースヒドロゲルシステム17,42を使用してGPVの膜にGPCRを組み込むための簡単な方法を示しています。さらに、当社の前の研究に基づいて、我々の方法は、30〜40°Cに短期的に曝すことができるIMPに適している可能性があります。 簡単に言うと、目的のGPCRを含む膜断片と組み合わせたアガロースの薄膜を広げる。この層のゲル化後、アガロースの上に脂質溶液を堆積させ、溶媒を蒸発させます。その後、システムの再水和を水溶液バッファーで行い、脂質二重層にタンパク質を取り込んだGUVの形成を行った。

Protocol

1. タンパク質標識 NHS-ローダミン、5-HT1A 膜断片、および室温で平衡化する1つの7 K MWCOスピン脱塩カラムを可能にする。 1mgのNHS-ローダミンをジメチルスルホキシド(DMSO)の100 μLに溶解します。 5-HT1AR溶液のpHをpH 8に増加させるために1 M重炭酸ナトリウム溶液の5 μLを加えます。 5-HT1AR溶液の50 μLに3.66 μLのNHS-ローダミン溶液を加え、ピペット…

Representative Results

タンパク質の濃度を測定し、標識の程度を、色素とタンパク質との間のモル比を1:1と計算した。共焦点顕微鏡を用いてGUVを調べることで、小胞の形成とタンパク質の統合が成功したことを確認することができました。脂質を0.4モル%ATTO 488-DPPEで標識し、タンパク質を一次アミンのローダミンNHSエステル修飾を介して共有結合標識した。 図2a および 図2b</st…

Discussion

我々は、全体的なプロトコルの成功に不可欠な2つのステップを同定しました:プラズマ処理と脂質堆積。カバーリップのプラズマ洗浄は、ガラスカバースリップにアガロースヒドロゲルの十分なカバレッジと接着性を確保するために不可欠です。プラズマ洗浄は、まず、ガラス表面から有機物の痕跡を取り除く、という2つのことを達成します。第二に、それはカバースリップ表面を活性化し?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

私たちは、貴重な議論とアドバイスのためにマシュー・ブロッサーに感謝します。この研究は、海軍研究局(N00014-16-1-2382)と国立科学財団(PHY-1915017)によって支援されました。

Materials

1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC) Avanti Polar Lipids, Alabaster, AL 850375C-25mg
 TI-Eclipse inverted microscope Nikon, Melville, NY Eclipse Ti
1,2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphatidylcholine (DPPC) Avanti Polar Lipids, Alabaster, AL 850355C-25mg
13/16″ ID, 1″ OD silicon O-rings Sterling Seal & Supply, Neptune, IN 5-003-8770
16-bit Cascade II 512 electron-multiplied charge coupled device camera Photometrics, Huntington Beach, CA  Cascade II 512
1-palmitoyl-2-oleoyl-glycero-3-phosphocholine (POPC) Avanti Polar Lipids, Alabaster, AL 850457C-25mg
50 mW solid-state lasers at 488 nm and emission filter centered at 525 nm, and 561 nm with emission filter centered at 595 nm Coherent, Santa Clara, CA 488/561-50-LS
5-HT1AR membrane fragments Perkin Elmer, Waltham, MA RBHS1AM400UA
ATTO-488-1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DPPE) ATTO-TEC, Siegen, Germany AD 488-155
Bench top plasma cleaner Harrick Plasma, Ithaca, NY PDC-32G
bovine serum albumin (BSA) Sigma Aldrich, St. Louis, MO A9418
chloroform (CHCl3) Millipore Sigma, Burlington, MA CX1055
Cholesterol (Chol) Sigma Aldrich, St. Louis, MO C8667-5G
Corning 96-well Flat Clear Bottom Corning, Corning, NY 3904
Elmasonic E-Series E15H Ultrasonic Elma, Singen, Germany [no longer sold on main website]
glucose Sigma Aldrich, St. Louis, MO G7528
methanol (MeOH) Millipore Sigma, Burlington, MA MX0485
NanoDrop ND-1000 Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA ND-1000
NHS-Rhodamine Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA 46406
phosphate buffered saline (PBS) (10x PBS) Corning, Corning, NY 21-040
spinning-disc CSUX confocal head Yokogawa,Tokyo, Japan CSU-X1
standard 25 mm no. 1 glass coverslips ChemGlass, Vineland, NJ CLS-1760
sucrose Sigma Aldrich, St. Louis, MO S7903
Sykes-Moore chambers Bellco, Vineland, NJ 1943-11111
Ultra-low melting temperature agarose Sigma Aldrich, St. Louis, MO A5030
VWR Analog Heatblock VWR International, Radnor, PA [no longer sold on main website]
VWR Tube Rotator VWR International, Radnor, PA 10136-084
Zeba Spin Desalting Columns, 7K MWCO, 0.5 mL Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA 89882

Referências

  1. Szoka, F., Papahadjopoulos, D. Comparative properties and methods of preparation of lipid vesicles (liposomes). Annual Review of Biophysics and Bioengineering. 9, 467-508 (1980).
  2. Mouritsen, O. G. Model answers to lipid membrane questions. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (9), 004622 (2011).
  3. Chan, Y. -. H. M., Boxer, S. G. Model membrane systems and their applications. Current Opinion in Chemical Biology. 11 (6), 581-587 (2007).
  4. Li, S., Hu, P., Malmstadt, N. Confocal imaging to quantify passive transport across biomimetic lipid membranes. Analytical Chemistry. 82 (18), 7766-7771 (2010).
  5. Lingwood, D., Simons, K. Lipid rafts as a membrane-organizing principle. Science. 327 (5961), 46-50 (2010).
  6. Elbaradei, A., Brown, S. L., Miller, J. B., May, S., Hobbie, E. K. Interaction of polymer-coated silicon nanocrystals with lipid bilayers and surfactant interfaces. Physical Review E. 94 (4), 042804 (2016).
  7. Veatch, S. L., Keller, S. L. Organization in lipid membranes containing cholesterol. Physical Review Letters. 89 (26), 268101 (2002).
  8. Plasencia, I., Norlén, L., Bagatolli, L. A. Direct visualization of lipid domains in human skin stratum corneum’s lipid membranes: Effect of pH and temperature. Biophysical Journal. 93 (9), 3142-3155 (2007).
  9. Dietrich, C., et al. Lipid rafts reconstituted in model membranes. Biophysical Journal. 80 (3), 1417-1428 (2001).
  10. Deans, J. P., Li, H., Polyak, M. J. CD20-mediated apoptosis: signalling through lipid rafts. Immunology. 107 (2), 176-182 (2002).
  11. Edidin, M. The state of lipid rafts: from model membranes to cells. Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure. 32, 257-283 (2003).
  12. Pike, L. J. Lipid rafts: bringing order to chaos. Journal of Lipid Research. 44 (4), 655-667 (2003).
  13. Tsui-Pierchala, B. A., Encinas, M., Milbrandt, J., Johnson, E. M. Lipid rafts in neuronal signaling and function. Trends in Neurosciences. 25 (8), 412-417 (2002).
  14. Sezgin, E., Levental, I., Mayor, S., Eggeling, C. The mystery of membrane organization: composition, regulation and roles of lipid rafts. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 18 (6), 361-374 (2017).
  15. Scheve, C. S., Gonzales, P. A., Momin, N., Stachowiak, J. C. Steric pressure between membrane-bound proteins opposes lipid phase separation. Journal of the American Chemical Society. 135 (4), 1185-1188 (2013).
  16. Reeves, J. P., Dowben, R. M. Formation and properties of thin-walled phospholipid vesicles. Journal of Cellular Physiology. 73 (1), 49-60 (1969).
  17. Horger, K. S., Estes, D. J., Capone, R., Mayer, M. Films of agarose enable rapid formation of giant liposomes in solutions of physiologic ionic strength. Journal of the American Chemical Society. 131 (5), 1810-1819 (2009).
  18. Angelova, M. I., Dimitrov, D. S. Liposome electroformation. Faraday Discussions of the Chemical Society. 81, 303-311 (1986).
  19. Teh, S. -. Y., Khnouf, R., Fan, H., Lee, A. P. Stable, biocompatible lipid vesicle generation by solvent extraction-based droplet microfluidics. Biomicrofluidics. 5 (4), (2011).
  20. Hu, P. C., Li, S., Malmstadt, N. Microfluidic fabrication of asymmetric giant lipid vesicles. ACS Applied Materials & Interfaces. 3 (5), 1434-1440 (2011).
  21. Lu, L., Schertzer, J. W., Chiarot, P. R. Continuous microfluidic fabrication of synthetic asymmetric vesicles. Lab on a Chip. 15 (17), 3591-3599 (2015).
  22. Maktabi, S., Schertzer, J. W., Chiarot, P. R. Dewetting-induced formation and mechanical properties of synthetic bacterial outer membrane models (GUVs) with controlled inner-leaflet lipid composition. Soft Matter. 15 (19), 3938-3948 (2019).
  23. Stachowiak, J. C., et al. Unilamellar vesicle formation and encapsulation by microfluidic jetting. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (12), 4697-4702 (2008).
  24. Kim, S., Martin, G. M. Preparation of cell-size unilamellar liposomes with high captured volume and defined size distribution. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 646 (1), 1-9 (1981).
  25. Moscho, A., Orwar, O., Chiu, D. T., Modi, B. P., Zare, R. N. Rapid preparation of giant unilamellar vesicles. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (21), 11443-11447 (1996).
  26. Walde, P., Cosentino, K., Engel, H., Stano, P. Giant vesicles: Preparations and applications. ChemBioChem. 11 (7), 848-865 (2010).
  27. Seddon, A. M., Curnow, P., Booth, P. J. Membrane proteins, lipids and detergents: not just a soap opera. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1666 (1), 105-117 (2004).
  28. le Maire, M., Champeil, P., Møller, J. V. Interaction of membrane proteins and lipids with solubilizing detergents. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1508 (1), 86-111 (2000).
  29. Rigaud, J. -. L., Lévy, D. Reconstitution of membrane proteins into liposomes. Methods in Enzymology. 372, 65-86 (2003).
  30. Renthal, R. An unfolding story of helical transmembrane proteins. Bioquímica. 45 (49), 14559-14566 (2006).
  31. Jørgensen, I. L., Kemmer, G. C., Pomorski, T. G. Membrane protein reconstitution into giant unilamellar vesicles: a review on current techniques. European Biophysics Journal. 46 (2), 103-119 (2017).
  32. Hansen, J. S., et al. Formation of giant protein vesicles by a lipid cosolvent method. ChemBioChem. 12 (18), 2856-2862 (2011).
  33. Kahya, N., Pécheur, E. -. I., de Boeij, W. P., Wiersma, D. A., Hoekstra, D. Reconstitution of membrane proteins into giant unilamellar vesicles via peptide-induced fusion. Biophysical Journal. 81 (3), 1464-1474 (2001).
  34. Kahya, N., Merkle, D., Schwille, P. Pushing the complexity of model bilayers: Novel prospects for membrane biophysics. Fluorescence of Supermolecules, Polymers, and Nanosystems. , 339-359 (2008).
  35. Dezi, M., Di Cicco, A., Bassereau, P., Lévy, D. Detergent-mediated incorporation of transmembrane proteins in giant unilamellar vesicles with controlled physiological contents. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (18), 7276-7281 (2013).
  36. Shaklee, P. M., et al. Protein incorporation in giant lipid vesicles under physiological conditions. ChemBioChem. 11 (2), 175-179 (2010).
  37. Estes, D. J., Mayer, M. Giant liposomes in physiological buffer using electroformation in a flow chamber. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1712 (2), 152-160 (2005).
  38. Girard, P., et al. A new method for the reconstitution of membrane proteins into giant unilamellar vesicles. Biophysical Journal. 87 (1), 419-429 (2004).
  39. Doeven, M. K., et al. lateral mobility and function of membrane proteins incorporated into giant unilamellar vesicles. Biophysical Journal. 88 (2), 1134-1142 (2005).
  40. Levental, I., et al. Cholesterol-dependent phase separation in cell-derived giant plasma-membrane vesicles. The Biochemical Journal. 424 (2), 163-167 (2009).
  41. López-Montero, I., Rodríguez-García, R., Monroy, F. Artificial spectrin shells reconstituted on giant vesicles. The Journal of Physical Chemistry Letters. 3 (12), 1583-1588 (2012).
  42. Hansen, J. S., Thompson, J. R., Hélix-Nielsen, C., Malmstadt, N. Lipid directed intrinsic membrane protein segregation. Journal of the American Chemical Society. 135 (46), 17294-17297 (2013).
  43. Gutierrez, M. G., Malmstadt, N. Human serotonin receptor 5-HT 1A preferentially segregates to the liquid disordered phase in synthetic lipid bilayers. Journal of the American Chemical Society. 136 (39), 13530-13533 (2014).
  44. Gutierrez, M. G., et al. The lipid phase preference of the adenosine A2A receptor depends on its ligand binding state. Chemical Communications. 55 (40), 5724-5727 (2019).
  45. Gutierrez, M. G., Mansfield, K. S., Malmstadt, N. The functional activity of the human serotonin 5-HT 1A receptor is controlled by lipid bilayer composition. Biophysical Journal. 110, 2486-2495 (2016).
  46. Sriram, K., Insel, P. A. G Protein-coupled receptors as targets for approved drugs: How many targets and how many drugs. Molecular Pharmacology. 93 (4), 251-258 (2018).
  47. Nichols, D. E., Nichols, C. D. Serotonin receptors. Chemical Reviews. 108 (5), 1614-1641 (2008).
  48. Del Vecchio, K., Stahelin, R. V. Using surface plasmon resonance to quantitatively assess lipid-protein interactions. Methods in Molecular Biology. 1376, 141-153 (2016).
  49. Place, J. F., Sutherland, R. M., Dähne, C. Opto-electronic immunosensors: a review of optical immunoassay at continuous surfaces. Biosensors. 1 (4), 321-353 (1985).
  50. Brown, M. F., Miljanich, G. P., Franklin, L. K., Dratz, E. A. H-NMR studies of protein-lipid interactions in retinal rod outer segment disc membranes. FEBS letters. 70 (1), 56-60 (1976).
  51. Sun, F., et al. Structural basis for interactions of the Phytophthora sojae RxLR effector Avh5 with phosphatidylinositol 3-phosphate and for host cell entry. Molecular Plant-Microbe Interactions: MPMI. 26 (3), 330-344 (2013).
  52. Kavran, J. M., et al. Specificity and promiscuity in phosphoinositide binding by pleckstrin homology domains. The Journal of Biological Chemistry. 273 (46), 30497-30508 (1998).
  53. Stevenson, J. M., Perera, I. Y., Boss, W. F. A phosphatidylinositol 4-Kinase pleckstrin homology domain that binds phosphatidylinositol 4-Monophosphate. Journal of Biological Chemistry. 273 (35), 22761-22767 (1998).
  54. Han, X., Yang, Y., Zhao, F., Zhang, T., Yu, X. An improved protein lipid overlay assay for studying lipid-protein interactions. Plant Methods. 16 (1), 33 (2020).
  55. Yen, H. -. Y., et al. PtdIns(4,5)P 2 stabilizes active states of GPCRs and enhances selectivity of G-protein coupling. Nature. 559 (7714), 423-427 (2018).
  56. Myers, M., Mayorga, O. L., Emtage, J., Freire, E. Thermodynamic characterization of interactions between ornithine transcarbamylase leader peptide and phospholipid bilayer membranes. Bioquímica. 26 (14), 4309-4315 (1987).
  57. Swamy, M. J., Sankhala, R. S. Probing the thermodynamics of protein-lipid interactions by isothermal titration calorimetry. Lipid-Protein Interactions: Methods and Protocols. , 37-53 (2013).
  58. Han, X., Shi, Y., Liu, G., Guo, Y., Yang, Y. Activation of ROP6 GTPase by phosphatidylglycerol in arabidopsis. Frontiers in Plant Science. , (2018).
  59. Surolia, A., Bachhawat, B. K. The effect of lipid composition on liposome-lectin interaction. Biochemical and Biophysical Research Communications. 83 (3), 779-785 (1978).
  60. Sarkis, J., Vié, V. Biomimetic models to investigate membrane biophysics affecting lipid-protein interaction. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 270 (2020).
  61. McMahon, H. T., Boucrot, E. Membrane curvature at a glance. Journal of Cell Science. 128 (6), 1065-1070 (2015).
  62. Banerjee, K. K., Kumar, S., Bremmell, K. E., Griesser, H. J. Molecular-level removal of proteinaceous contamination from model surfaces and biomedical device materials by air plasma treatment. Journal of Hospital Infection. 76 (3), 234-242 (2010).
  63. Raiber, K., Terfort, A., Benndorf, C., Krings, N., Strehblow, H. -. H. Removal of self-assembled monolayers of alkanethiolates on gold by plasma cleaning. Surface Science. 595 (1), 56-63 (2005).
  64. Gutierrez, M. G., et al. The lipid phase preference of the adenosine A 2A receptor depends on its ligand binding state. Chemical Communications. 55 (40), 5724-5727 (2019).
  65. Garten, M., Levy, D., Bassereau, P. The giant vesicle book. The giant vesicle book. , 38-51 (2021).
  66. Gutierrez, M. G., et al. G Protein-coupled receptors incorporated into rehydrated diblock copolymer vesicles retain functionality. Small. 12 (38), 5256-5260 (2016).
  67. Peruzzi, J., Gutierrez, M. G., Mansfield, K., Malmstadt, N. Dynamics of hydrogel-assisted giant unilamellar vesicle formation from unsaturated lipid systems. Langmuir. 32 (48), 12702-12709 (2016).
  68. Shchelokovskyy, P., Tristram-Nagle, S., Dimova, R. Effect of the HIV-1 fusion peptide on the mechanical properties and leaflet coupling of lipid bilayers. New Journal of Physics. 13, 025004 (2011).
check_url/pt/62830?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Elbaradei, A., Dalle Ore, L. C., Malmstadt, N. Construction of Model Lipid Membranes Incorporating G-protein Coupled Receptors (GPCRs). J. Vis. Exp. (180), e62830, doi:10.3791/62830 (2022).

View Video