Özelleştirilmiş Perfüzyon Biyoreaktöründe Domuz Vaskülarize Fleplerinin Tedariği ve Perfüzyon-Desellülarizasyonu
Summary
Protokol, özelleştirilmiş bir perfüzyon biyoreaktöründe flep vaskülatürü boyunca sodyum dodesil sülfat deterjanının perfüzyonu ile vaskülarize domuz fleplerinin cerrahi tedarikini ve ardından desellülarizasyonunu açıklamaktadır.
Abstract
Büyük hacimli yumuşak doku defektleri fonksiyonel eksikliklere yol açar ve hastanın yaşam kalitesini büyük ölçüde etkileyebilir. Cerrahi rekonstrüksiyon otolog serbest flep transferi veya vaskülarize kompozit allotransplantasyon (VCA) kullanılarak yapılabilse de, bu tür yöntemlerin dezavantajları da vardır. Donör bölge morbiditesi ve doku mevcudiyeti gibi sorunlar otolog serbest flep transferini sınırlarken, immünsüpresyon VKA’nın önemli bir sınırlamasıdır. Rekonstrüktif cerrahide desellülarizasyon/resellülarizasyon yöntemleri kullanılarak tasarlanmış dokular olası bir çözümü temsil eder. Desellülarize dokular, altta yatan hücre dışı matriks (ECM) mikromimarisini korurken doğal hücresel materyali uzaklaştıran yöntemler kullanılarak üretilir. Bu asellüler iskeleler daha sonra alıcıya özgü hücrelerle yeniden hücreselleştirilebilir.
Bu protokol, bir domuz modelinde asellüler iskeleler elde etmek için kullanılan tedarik ve desellülarizasyon yöntemlerini detaylandırır. Ek olarak, perfüzyon biyoreaktör tasarımının ve kurulumunun bir tanımını da sağlar. Flepler domuz omentumu, tensör fascia lata ve radyal önkolu içerir. Desellülarizasyon, düşük konsantrasyonlu sodyum dodesil sülfat (SDS) deterjanın ex vivo perfüzyonu ile gerçekleştirilir, ardından DNaz enzim tedavisi ve özelleştirilmiş bir perfüzyon biyoreaktöründe perasetik asit sterilizasyonu gerçekleştirilir.
Başarılı doku desellülarizasyonu, makroskopik olarak fleplerin beyaz-opak görünümü ile karakterizedir. Asellüler flepler, histolojik boyamada çekirdek bulunmadığını ve DNA içeriğinde önemli bir azalma olduğunu gösterir. Bu protokol, korunmuş ECM ve vasküler mikromimariye sahip desellülarize yumuşak doku iskeleleri üretmek için verimli bir şekilde kullanılabilir. Bu tür iskeleler daha sonraki resellülarizasyon çalışmalarında kullanılabilir ve rekonstrüktif cerrahide klinik çeviri potansiyeline sahiptir.
Introduction
Travmatik yaralanma ve tümörün çıkarılması büyük ve karmaşık yumuşak doku defektlerine yol açabilir. Bu kusurlar hastanın yaşam kalitesini bozabilir, fonksiyon kaybına neden olabilir ve kalıcı sakatlığa neden olabilir. Otolog doku flebi transferi gibi teknikler yaygın olarak uygulanmakla birlikte, flep mevcudiyeti ve donör bölge morbiditesi ile ilgili sorunlar önemli sınırlamalardır 1,2,3. Vaskülarize kompozit allotransplantasyon (VCA), kas, deri, vaskülatür gibi kompozit dokuları alıcılara tek bir ünite olarak aktaran umut verici bir alternatiftir. Bununla birlikte, VCA, ilaç toksisitesine, fırsatçı enfeksiyonlara ve malignitelere yol açan uzun süreli immünsüpresyon gerektirir 4,5,6.
Doku mühendisliği asellüler iskeleler bu sınırlamalara potansiyel bir çözümdür7. Asellüler doku iskeleleri, altta yatan hücre dışı matriks (ECM) mikromimarisini korurken hücresel materyali doğal dokulardan uzaklaştıran desellülarizasyon yöntemleri kullanılarak elde edilebilir. Doku mühendisliğinde sentetik malzemelerin kullanılmasının aksine, biyolojik olarak türetilmiş iskelelerin kullanımı, biyouyumluluğa ve klinik translasyon potansiyeline izin veren biyomimetik bir ECM substratı sunmaktadır8. Desellülarizasyonu takiben, alıcıya özgü hücrelere sahip iskelelerin daha sonra yeniden hücreselleştirilmesi, daha sonra immünojenisitesi çok az olan veya hiç olmayan işlevsel, vaskülarize dokular üretebilir 9,10,11. Perfüzyon desellülarizasyon tekniklerini kullanarak asellüler dokuları elde etmek için etkili bir protokol geliştirerek, çok çeşitli doku tipleri tasarlanabilir. Buna karşılık, bu teknik üzerine inşa etmek, daha karmaşık dokulara uygulamaya izin verir. Bugüne kadar, vaskülarize yumuşak dokuların perfüzyon desellülarizasyonu, kemirgen12, domuz13 ve insan modelleri14’te tam kat fasyokutanöz flep ve domuz rektus abdominis iskelet kası15 gibi basit vaskülarize dokular kullanılarak araştırılmıştır. Ek olarak, kompleks vaskülarize dokular da domuz ve insan kulağı16,17 modellerinde ve insan tam yüz grefti modellerinde 18 gösterildiği gibi perfüzyondan arındırılmıştır.
Burada protokol, biyolojik olarak türetilmiş ECM iskeleleri kullanılarak vaskülarize serbest fleplerin desellülarizasyonunu açıklamaktadır. Klinik olarak ilgili üç flebin desellülarizasyonunu sunuyoruz: 1) omentum, 2) tensor fascia lata ve 3) radyal önkol, hepsi rekonstrüktif cerrahide rutin olarak kullanılan ve doku desellülarizasyonu bağlamında hayvan çalışmalarında daha önce incelenmemiş olan iş gücü fleplerini temsil etmektedir. Bu biyomühendislik ürünü flepler, büyük yumuşak doku defekti onarımı ve rekonstrüksiyonu alanında kullanılmak üzere klinik uygulamalar için potansiyele sahip çok yönlü ve hazır bir platform sunar.
Protocol
Representative Results
Discussion
Önerilen protokol, bir dizi domuz kaynaklı flebi hücresellikten arındırmak için düşük konsantrasyonlu SDS’nin perfüzyonunu kullanır. Bu prosedürle, asellüler omentum, tensör fasya lata ve radyal önkol flepleri, düşük konsantrasyonlu SDS’yi destekleyen bir protokol kullanılarak başarılı bir şekilde hücreselden arındırılabilir. Ön optimizasyon deneyleri, 2 gün ila 5 gün arasında düşük konsantrasyonda (%0.05) SDS’nin, histolojik tekniklerle analiz edildiğinde omentum, tensör fasyası lata…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Hiç kimse
Materials
| 0.2 µm pore Acrodisk Filter | VWR | CA28143-310 | |
| 0.9 % Sodium Chloride Solution (Normal Saline) | Baxter | JF7123 | |
| 20 L Polypropylene Carboy | Cole-Parmer | RK-62507-20 | |
| 3-0 Sofsilk Nonabsorbable Surgical Tie | Covidien | LS639 | |
| 3-way Stopcock | Cole-Parmer | UZ-30600-04 | |
| Adson Forceps | Fine Science Tools | 11027-12 | |
| Antibiotic-Antimycotic Solution, 100X | Wisent | 450-115-EL | |
| Atropine Sulphate 15 mg/30ml | Rafter 8 Products | 238481 | |
| BD Angiocath 20-Gauge | VWR | BD381134 | |
| BD Angiocath 22-Gauge | VWR | BD381123 | |
| BD Angiocath 24-Gauge | VWR | BD381112 | |
| Calcium Chloride | Sigma-Aldrich | C4901 | DNAse Co-factor |
| DNase I from bovine pancreas | Sigma-Aldrich | DN25 | |
| DNA assay (Quant-iT PicoGreen dsDNA Assay Kit) | Invitrogen | P7589 | |
| DPBS, 10X | Wisent | 311-415-CL | without Ca++/Mg++ |
| Halsted-Mosquito Hemostat | Fine Science Tools | 13008-12 | |
| Heparin, 1000 I.U./mL | Leo Pharma A/S | 453811 | |
| Ketamine Hydrochloride 5000 mg/50 ml | Bimeda-MTC Animal Health Inc. | 612316 | |
| Ismatec Pump Tygon 3-Stop Tubing | Cole-Parmer | RK-96450-40 | Internal Diameter: 1.85 mm |
| Ismatec REGLO 4-Channel Pump | Cole-Parmer | 78001-78 | |
| Ismatec Tubing Cassettes | Cole-Parmer | RK-78016-98 | |
| Isoflurane 99.9%, 250 ml | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | 2231929 | |
| LB Agar Lennox | Bioshop Canada | LBL406.500 | Sterility testing agar plates |
| Magnesium Sulfate | Sigma-Aldrich | M7506 | DNAse Co-factor |
| Masterflex L/S 16 Tubing | Cole-Parmer | RK-96410-16 | |
| Midazolam 50 mg/10 ml | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | 2242905 | |
| Monopolar Cautery Pencil | Valleylab | E2100 | |
| Normal Buffered Formalin, 10% | Sigma-Aldrich | HT501128 | |
| N°11 scalpel blade | Swann Morton | 303 | |
| Papain from papaya latex | Sigma-Aldrich | P3125 | |
| Peracetic Acid | Sigma-Aldrich | 269336 | |
| Plastic Barbed Connector for 1/4" to 1/8" Tube ID | McMaster-Carr | 5117K61 | |
| Plastic Barbed Tube 90° Elbow Connectors | McMaster-Carr | 5117K76 | |
| Plastic Quick-Turn Tube Plugs | McMaster-Carr | 51525K143 | Male Luer |
| Plastic Quick-Turn Tube Sockets | McMaster-Carr | 51525K293 | Female Luer |
| Punch Biopsy Tool | Integra Miltex | 3332 | |
| Potassium Chloride 40 mEq/20 ml | Hospira Healthcare Corporation | 37869 | |
| Povidone-Iodine, 10% | Rougier | 833133 | |
| Serological Pipet, 2mL | Fisher Science | 13-678-27D | |
| Snap Lid Airtight Containers | SnapLock | 142-3941-4 | |
| Sodium Dodecyl Sulfate Powder | Sigma-Aldrich | L4509 | |
| Surgical Metal Ligation Clips, Small | Teleflex | 001200 | |
| Stevens Tenotomy Scissors, 115 mm, straight | B. Braun | BC004R | |
| TruWave Pressure Monitoring Set | Edwards Lifesciences | PX260 |
Referências
- Richardson, D., Fisher, S. E., Vaughan, D. E., Brown, J. S. Radial Forearm Flap Donor-Site Complications and Morbidity: A Prospective Study. Plastic and Reconstructive Surgery. 99 (1), 109-115 (1997).
- Edsander-Nord, &. #. 1. 9. 7. ;., Jurell, G., Wickman, M. Donor-site morbidity after pedicled or free TRAM flap surgery: A prospective and objective study. Plastic and Reconstructive Surgery. 102 (5), 1508-1516 (1998).
- Qian, Y., et al. A systematic review and meta-analysis of free-style flaps: Risk analysis of complications. Plastic and Reconstructive Surgery. Global Open. 6 (2), 1651 (2018).
- Issa, F. Vascularized composite allograft-specific characteristics of immune responses. Transplant International. 29 (6), 672-681 (2016).
- Kueckelhaus, M., et al. Vascularized composite allotransplantation: Current standards and novel approaches to prevent acute rejection and chronic allograft deterioration. Transplant International. 29 (6), 655-662 (2016).
- Iske, J., et al. Composite tissue allotransplantation: Opportunities and challenges. Cellular and Molecular Immunology. 16 (4), 343-349 (2019).
- Londono, R., Gorantla, V. S., Badylak, S. F. Emerging implications for extracellular matrix-based technologies in vascularized composite allotransplantation. Stem Cells International. 2016, 1541823 (2016).
- Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).
- Hussey, G. S., Dziki, J. L., Badylak, S. F. Extracellular matrix-based materials for regenerative medicine. Nature Reviews Materials. 3, 159-173 (2018).
- Colazo, J. M., et al. Applied bioengineering in tissue reconstruction, replacement, and regeneration. Tissue Engineering. Part B Reviews. 25 (4), 259-290 (2019).
- Rouwkema, J., Rivron, N. C., van Blitterswijk, C. A. Vascularization in tissue engineering. Trends in Biotechnology. 26 (8), 434-441 (2008).
- Zhang, Q., et al. Decellularized skin/adipose tissue flap matrix for engineering vascularized composite soft tissue flaps. Acta Biomaterialia. 35, 166-184 (2016).
- Jank, B. J., et al. Creation of a bioengineered skin flap scaffold with a perfusable vascular pedicle. Tissue Engineering – Part A. 23 (13-14), 696-707 (2017).
- Giatsidis, G., Guyette, J. P., Ott, H. C., Orgill, D. P. Development of a large-volume human-derived adipose acellular allogenic flap by perfusion decellularization. Wound Repair and Regeneration. 26 (2), 245-250 (2018).
- Zhang, J., et al. Perfusion-decellularized skeletal muscle as a three-dimensional scaffold with a vascular network template. Biomaterials. 89, 114-126 (2016).
- Duisit, J., et al. Decellularization of the porcine ear generates a biocompatible, nonimmunogenic extracellular matrix platform for face subunit bioengineering. Annals of Surgery. 267 (6), 1191-1201 (2018).
- Duisit, J., et al. Perfusion-decellularization of human ear grafts enables ECM-based scaffolds for auricular vascularized composite tissue engineering. Acta Biomaterialia. 73, 339-354 (2018).
- Duisit, J., et al. Bioengineering a human face graft: The matrix of identity. Annals of Surgery. 266 (5), 754-764 (2017).
- Haughey, B. H., Panje, W. R. A porcine model for multiple musculocutaneous flaps. The Laryngoscope. 99 (2), 204-212 (1989).
- Khachatryan, A., et al. Radial Forearm Flap. Microsurgery Manual for Medical Students and Residents: A Step-by-Step Approach. , 177-181 (2021).
- Hammouda, B. Temperature effect on the nanostructure of SDS micelles in water. Journal of Research of the National Institute of Standards and Technology. 118, 151-167 (2013).
- Qu, J., Van Hogezand, R. M., Zhao, C., Kuo, B. J., Carlsen, B. T. Decellularization of a fasciocutaneous flap for use as a perfusable scaffold. Annals of Plastic Surgery. 75 (1), 112-116 (2015).
- Keane, T. J., Swinehart, I. T., Badylak, S. F. Methods of tissue decellularization used for preparation of biologic scaffolds and in vivo relevance. Methods. 84, 25-34 (2015).
- Mendibil, U., et al. Tissue-specific decellularization methods: Rationale and strategies to achieve regenerative compounds. International Journal of Molecular Sciences. 21 (15), 5447 (2020).
- Lupon, E., et al. Engineering vascularized composite allografts using natural scaffolds: A systematic review. Tissue Engineering. Part B Reviews. 28 (3), 677-693 (2022).
- Duisit, J., Maistriaux, L., Bertheuil, N., Lellouch, A. G. Engineering vascularized composite tissues by perfusion decellularization/recellularization: Review. Current Transplantation Reports. 8, 44-56 (2021).
- Adil, A., Xu, M., Haykal, S. Recellularization of bioengineered scaffolds for vascular composite allotransplantation. Frontiers in Surgery. 9, 843677 (2022).
- Phelps, E. A., García, A. J. Engineering more than a cell: Vascularization strategies in tissue engineering. Current Opinion in Biotechnology. 21 (5), 704-709 (2010).
- Pozzo, V., et al. A reliable porcine fascio-cutaneous flap model for vascularized composite allografts bioengineering studies. Journal of Visualized Experiments. (181), e63557 (2022).
- Uygun, B. E., et al. Decellularization and recellularization of whole livers. Journal of Visualized Experiments. (48), e2394 (2011).
- Uzarski, J. S., et al. Epithelial cell repopulation and preparation of rodent extracellular matrix scaffolds for renal tissue development. Journal of Visualized Experiments. (102), e53271 (2015).
- Sullivan, D. C., et al. Decellularization methods of porcine kidneys for whole organ engineering using a high-throughput system. Biomaterials. 33 (31), 7756-7764 (2012).
- Choudhury, D., Yee, M., Sheng, Z. L. J., Amirul, A., Naing, M. W. Decellularization systems and devices: State-of-the-art. Acta Biomaterialia. 115, 51-59 (2020).
- Schilling, B. K., et al. Design and fabrication of an automatable, 3D printed perfusion device for tissue infusion and perfusion engineering. Tissue Engineering. Part A. 26 (5-6), 253-264 (2020).
