Summary

Sebrafisk larver som en modell for å evaluere potensielle radiosensibilisatorer eller beskyttere

Published: August 25, 2022
doi:

Summary

Sebrafisken har nylig blitt utnyttet som en modell for å validere potensielle strålingsmodifikatorer. Denne protokollen beskriver de detaljerte trinnene for å bruke sebrafiskembryoer til strålingsbaserte screeningeksperimenter og noen observasjonsmetoder for å evaluere effekten av ulike behandlinger og stråling.

Abstract

Sebrafisk er mye brukt i flere typer forskning fordi de er en av de lett vedlikeholdte virveldyrmodellene og viser flere funksjoner i et unikt og praktisk modellsystem. Siden svært proliferative celler er mer utsatt for strålingsindusert DNA-skade, er sebrafiskembryoer en frontlinje in vivo-modell i strålingsforskning. I tillegg projiserer denne modellen effekten av stråling og ulike medikamenter i løpet av kort tid, sammen med store biologiske hendelser og tilhørende responser. Flere kreftstudier har brukt sebrafisk, og denne protokollen er basert på bruk av strålemodifikatorer i sammenheng med strålebehandling og kreft. Denne metoden kan lett brukes til å validere effekten av forskjellige legemidler på bestrålte og kontrollembryoer (ikke-bestrålt), og dermed identifisere stoffer som radiosensibiliserende eller beskyttende stoffer. Selv om denne metoden brukes i de fleste narkotikascreeningseksperimenter, er detaljene i forsøket og toksisitetsvurderingen med bakgrunn av røntgenstrålingseksponering begrenset eller bare kort adressert, noe som gjør det vanskelig å utføre. Denne protokollen løser dette problemet og diskuterer prosedyren og toksisitetsevalueringen med en detaljert illustrasjon. Prosedyren beskriver en enkel tilnærming for bruk av sebrafiskembryoer til strålestudier og strålebasert legemiddelscreening med stor pålitelighet og reproduserbarhet.

Introduction

Sebrafisk (Danio rerio) er en velkjent dyremodell som har vært mye brukt i forskning de siste 3 tiårene. Det er en liten ferskvannsfisk som er lett å oppdrette og avle under laboratorieforhold. Sebrafisken har vært mye brukt i ulike utviklings- og toksikologiske studier 1,2,3,4,5,6,7,8. Sebrafisken har høy fruktbarhet og kort embryonal generasjon; Embryoene er egnet for å spore forskjellige utviklingsstadier, er visuelt gjennomsiktige og er mottagelige for varianter av genetisk manipulasjon og screeningsplattformermed høy gjennomstrømning 9,10,11,12,13,14. Dessuten gir sebrafisken in toto og levende bildebehandling for hvilken dens utviklingsprosess og forskjellige deformiteter i nærvær av forskjellige giftige stoffer eller faktorer lett kan studeres ved hjelp av stereo eller fluorescerende mikroskopi 7,15,16.

Strålebehandling er en av de viktigste terapeutiske modusene som brukes i behandling av kreft 17,18,19,20,21,22,23,24. Imidlertid krever kreftstrålebehandling potensielle radioprotektorer for å beskytte normale friske celler mot å dø mens de dreper ondartede celler eller beskytter menneskers helse under behandling som involverer høyenergistrålinger 25,26,27,28,29. Omvendt blir potente radiosensibilisatorer også undersøkt for å øke effektiviteten av stråling for å drepe ondartede celler, spesielt i målrettede og presisjonsterapier30,31,32,33. Derfor, for å validere potente radioprotektorer og sensibilisatorer, er en modell egnet for semi-high-throughput medikamentscreening og målbart utstilling av strålingseffekter svært etterspurt. Flere tilgjengelige modeller brukes i strålestudier og er involvert i narkotikascreeningsforsøk. Imidlertid er høyere vertebrater og til og med den mest brukte in vivo-modellen, mus, uegnet for storskala legemiddelscreening fordi det er tidkrevende, kostbart og utfordrende å designe slike screeningseksperimenter med disse modellene. På samme måte er cellekulturmodeller ideelle for varianter av narkotikascreeningseksperimenter med høy gjennomstrømning34,35. Imidlertid er eksperimenter som involverer cellekultur ikke alltid pragmatiske, svært reproduserbare eller pålitelige, da celler i kultur kan markert endre deres oppførsel i henhold til vekstbetingelsene og kinetikken. Også varianter av celletyper viser differensiell strålingssensibilisering. Spesielt representerer 2D- og 3D-cellekultursystemer ikke hele organismescenariet, og dermed kan de oppnådde resultatene ikke rekapitulere det faktiske nivået av radiotoksisitet36,37. I denne forbindelse gir sebrafisken flere fordeler ved screening for nye radiosensibilisatorer og radioprotektorer. Den enkle håndteringen, stor clutchstørrelse, kort levetid, rask embryonal utvikling, embryogjennomsiktighet og liten kroppsstørrelse gjør sebrafisken til en egnet modell for storskala legemiddelscreening. På grunn av de ovennevnte fordelene kan eksperimenter lett gjentas på kort tid, og effekten kan lett observeres under et dissekerende mikroskop i flerbrønnsplater. Derfor blir sebrafisken stadig mer populær i narkotikascreeningsforskning som involverer strålingsstudier38,39.

Potensialet til sebrafisk som en bonafide modell for å skjerme strålingsmodifikatorer har blitt demonstrert i ulike studier 40,41,42,43,44,45. Den radiobeskyttende effekten av potensielle radiomodifikatorer, som nanopartikkel DF1, amifostin (WR-2721), DNA-reparasjonsproteiner KU80 og ATM, og transplanterte hematopoietiske stamceller, og effekten av radiosensibilisatorer, som flavopiridol og AG1478, i sebrafiskmodellen er rapportert 19,41,42,43,44,45,46 . Ved hjelp av det samme systemet ble den radioprotektive effekten av DF-1 (fullerene nanopartikkel) vurdert både på systemisk og organspesifikt nivå, og også bruken av sebrafiskembryoer for radioprotektorscreening ble videre utforsket47. Nylig ble Kelulut-honningen rapportert som en radiobeskytter i sebrafiskembryoer og ble funnet å øke embryooverlevelsen og forhindre organspesifikk skade, cellulær DNA-skade og apoptose48.

På samme måte ble de radioprotektive effektene av polymerer generert via Hantzschs reaksjon kontrollert på sebrafiskembryoer i en høy gjennomstrømningsscreening, og beskyttelsen ble hovedsakelig gitt ved å beskytte celler mot DNA-skade49. I en av de tidligere studiene ble det lipofile statinfluvastatinet funnet som en potensiell radiosensibilisator ved bruk av sebrafiskmodellen med denne tilnærmingen50. Tilsvarende anses gull nanopartikler å være en ideell radiosensibilisator og har blitt brukt i mange studier51,52.

Den embryonale utviklingen i sebrafisk innebærer spaltning i de første 3 timene hvor en encellet zygote deler seg for å danne 2 celler, 4 celler, 8 celler, 16 celler, 32 celler og 64 celler som lett identifiseres med et stereomikroskop. Deretter oppnår den blastulastadiet med 128 celler (2,25 timer etter befruktning, hpf), hvor cellene dobles hvert 15. minutt og fortsetter gjennom følgende stadier: 256 celler (2,5 hpf), 512 celler (2,75 hpf) og når 1000+ celler på bare 3 timer (figur 1). Ved 4 timer oppnår egget kuletrinnet, etterfulgt av dannelsen av en kuppelform i embryonalmassen 7,53,54. Gastruleringen i sebrafisk starter fra 5,25 hpf54, hvor den når skjoldstadiet. Skjoldet indikerer tydelig den raske konvergensbevegelsen av cellene til den ene siden av kimringen (figur 1) og er en fremtredende og distinkt fase av gastrulaterende embryoer som lett kan identifiseres53,54. Selv om strålingseksponering for embryoer kan gjøres på et hvilket som helst stadium av utviklingen, kan strålingseksponering under gastrulering ha tydeligere morfologiske endringer som muliggjør bedre avlesninger av strålingsinduserte toksisiteter55; På samme måte kan administrasjon av legemidler til embryoer startes så tidlig som 2 HPF54.

Protocol

Denne studien ble gjennomført med forhåndsgodkjenning fra og etter retningslinjene fra Institutional Animal Ethical Committee, Institute of Life Sciences, Bhubaneswar. Alt vedlikehold og avl av sebrafisk ble utført ved et omgivende fiskekulturanlegg ved 28,5 °C, og embryoene ble opprettholdt i en biologisk oksygenbehov (BOD) inkubator ved en temperatur på 28,5 °C. Her ble sebrafiskens AB-stamme brukt, og iscenesettelsen ble utført i henhold til Kimmel et al.54. Røntgenstråling ble gitt v…

Representative Results

Den generelle utformingen av protokollen er vist i figur 2. Effekten av stråling og karakteriseringen på en doseavhengig måte ble evaluert med følgende analyser. Vurdering av røntgenindusert toksisitetVed hjelp av et stereomikroskop ble følgende abnormiteter vurdert og karakterisert etter medikamentell behandling og / eller stråling. I henhold til OECDs retningslinjer 61, for toksisitetsevaluering hos fisk, ble fire sto…

Discussion

Sebrafisk brukes som verdifulle modeller i mange studier, inkludert flere typer kreftforskning. Denne modellen gir en nyttig plattform for storskala narkotikascreening67,68. Som enhver annen toksisitetsevalueringsmetode er den kvantitative evalueringen av de store biologiske endringene ved stråling og / eller medikamentell behandling den mest avgjørende delen av denne protokollen. I slike studier må overlevelse ikke være det eneste kriteriet for å observere …

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

SSs laboratorium og RKSs laboratorium er finansiert av tilskudd fra DBT og SERB, India. APM er mottaker av ICMR-stipendet, Government of India. DP er mottaker av CSIR-fellesskapet, Government of India. FN er mottaker av DST-Inspire fellowship, Government of India. Figur 2 ble generert ved hjelp av Biorender (https://biorender.com).

Materials

6 Well plates Corning CLS3335 Polystyrene
B.O.D Incubator Oswald JRIC-10
Calcium Chloride Fisher Scientific 10101-41-4
Dissecting Microscope Zeiss Stemi 2000
External Tank for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTE Polycarbonate
Glass petriplates Borosil 3165A75 Glass
GraphpadPrism GraphPad Software, Inc. Version 5.01
Kline concavity slides Himedia GW092-1PK Glass
Magnesium Chloride Sigma-Aldrich M8266
Methylene blue hydrate Sigma-Aldrich 66720-100G
Parafilm Tarsons 380020 Paraffin film
Pasteur pipettes Himedia PW1212-1X500NO Polyethylene plastic
Perforated Internal Tank for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTI Polycarbonate
Polycarbonate Divider for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTD Polycarbonate
Polycarbonate Lid for the 1.0 L Breeding Tank Tecniplast ZB10BTL Polycarbonate
Potassium Chloride Sigma-Aldrich P5655
Sodium Chloride Sigma-Aldrich S7653-5KG
Sodium hydroxide pellet SRL 1949181
Stereo Microscope Leica M205FA Leica Model/PN MDG35/10 450 125
X-Rad 225 Precision X-Ray Precision X-Ray X-RAD 225XL

Referências

  1. Teame, T., et al. The use of zebrafish (Danio rerio) as biomedical models. Animal Frontiers. 9 (3), 68-77 (2019).
  2. Ye, M., Chen, Y. Zebrafish as an emerging model to study gonad development. Computational and Structural Biotechnology Journal. 18, 2373-2380 (2020).
  3. Bambino, K., Chu, J. Zebrafish in Toxicology and Environmental Health. Current Topics in Developmental Biology. 124, 331-367 (2017).
  4. Zhang, C., Willett, C., Fremgen, T. Zebrafish: An animal model for toxicological studies. Current Protocols in Toxicology. , (2003).
  5. Dai, Y. J., et al. Zebrafish as a model system to study toxicology. Environmental Toxicology and Chemistry. 33 (1), 11-17 (2014).
  6. Gamse, J. T., Gorelick, D. A. Mixtures, metabolites, and mechanisms: Understanding toxicology using zebrafish. Zebrafish. 13 (5), 377-378 (2016).
  7. Yesudhason, B. V., et al. Developmental stages of zebrafish (Danio rerio) embryos and toxicological studies using foldscope microscope. Cell Biology International. 44 (10), 1968-1980 (2020).
  8. Cassar, S., et al. Use of zebrafish in drug discovery toxicology. Chemical Research in Toxicology. 33 (1), 95-118 (2020).
  9. Hill, A. J., Teraoka, H., Heideman, W., Peterson, R. E. Zebrafish as a model vertebrate for investigating chemical toxicity. Toxicological Sciences. 86 (1), 6-19 (2005).
  10. McGrath, P., Li, C. Q. Zebrafish: A predictive model for assessing drug-induced toxicity. Drug Discovery Today. 13 (9-10), 394-401 (2008).
  11. Haque, E., Ward, A. C. Zebrafish as a model to evaluate nanoparticle toxicity. Nanomaterials. 8 (7), 561 (2018).
  12. Xia, Q., et al. Psoralen induces developmental toxicity in zebrafish embryos/larvae through oxidative stress, apoptosis, and energy metabolism disorder. Frontiers in Pharmacology. 9, 1457 (2018).
  13. Al-Samadi, A., et al. PCR-based zebrafish model for personalised medicine in head and neck cancer. Journal of Translational Medicine. 17 (1), 235 (2019).
  14. Van Sebille, Y. Z., Gibson, R. J., Wardill, H. R., Carney, T. J., Bowen, J. M. Use of zebrafish to model chemotherapy and targeted therapy gastrointestinal toxicity. Experimental Biology and Medicine. 244 (14), 1178-1185 (2019).
  15. Heideman, W., Antkiewicz, D. S., Carney, S. A., Peterson, R. E. Zebrafish and cardiac toxicology. Cardiovascular Toxicology. 5 (2), 203-214 (2005).
  16. Sieber, S., et al. Zebrafish as a preclinical in vivo screening model for nanomedicines. Advanced Drug Delivery Reviews. 151-152, 152-168 (2019).
  17. Farrelly, J., McEntee, M. C. Principles and applications of radiation therapy. Clinical Techniques in Small Animal Practice. 18 (2), 82-87 (2003).
  18. Seegenschmiedt, M., Micke, O., Muecke, R. German Cooperative Group on Radiotherapy for Non-malignant Diseases (GCG-BD). Radiotherapy for non-malignant disorders: State of the art and update of the evidence-based practice guidelines. The British Journal of Radiology. 88 (1051), (2015).
  19. Mohan, G., et al. Recent advances in radiotherapy and its associated side effects in cancer-A review. The Journal of Basic and Applied Zoology. 80 (1), 14 (2019).
  20. Jarosz-Biej, M., Smolarczyk, R., Cichoń, T., Kułach, N. Tumor microenvironment as a "game changer" in cancer radiotherapy. International Journal of Molecular Sciences. 20 (13), 3212 (2019).
  21. Chen, H. H. W., Kuo, M. T. Improving radiotherapy in cancer treatment: Promises and challenges. Oncotarget. 8 (37), 62742-62758 (2017).
  22. Garibaldi, C., et al. Recent advances in radiation oncology. Ecancermedicalscience. 11, 785 (2017).
  23. Koka, K., Verma, A., Dwarakanath, B. S., Papineni, R. V. L. Technological advancements in external beam radiation therapy (EBRT): An indispensable tool for cancer treatment. Cancer Management and Research. 14, 1421-1429 (2022).
  24. Citrin, D. E. Recent developments in radiotherapy. The New England Journal of Medicine. 377 (11), 1065-1075 (2017).
  25. Ghani, S., et al. Recent developments in antibody derivatives against colorectal cancer; A review. Life Sciences. 265, 118791 (2021).
  26. Lu, L., Shan, F., Li, W., Lu, H. Short-term side effects after radioiodine treatment in patients with differentiated thyroid cancer. BioMed Research International. 2016, 4376720 (2016).
  27. Szejk, M., Kołodziejczyk-Czepas, J., Żbikowska, H. M. Radioprotectors in radiotherapy – Advances in the potential application of phytochemicals. Postepy Higieny i Medycyny Doswiadczalnej. 70, 722-734 (2016).
  28. Citrin, D., et al. Radioprotectors and mitigators of radiation-induced normal tissue injury. The Oncologist. 15 (4), 360-371 (2010).
  29. Jairam, V., et al. Treatment-related complications of systemic therapy and radiotherapy. JAMA Oncology. 5 (7), 1028-1035 (2019).
  30. Gong, L., Zhang, Y., Liu, C., Zhang, M., Han, S. Application of radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 16, 1083-1102 (2021).
  31. Wardman, P. Chemical radiosensitizers for use in radiotherapy. Clinical Oncology. 19 (6), 397-417 (2007).
  32. Citrin, D. E. Radiation modifiers. Hematology/Oncology Clinics of North America. 33 (6), 1041-1055 (2019).
  33. Citrin, D. E., Mitchell, J. B. Altering the response to radiation: sensitizers and protectors. Seminars in Oncology. 41 (6), 848-859 (2014).
  34. Caragher, S., Chalmers, A. J., Gomez-Roman, N. Glioblastoma’s next top model: Novel culture systems for brain cancer radiotherapy research. Cancers. 11 (1), 44 (2019).
  35. Wang, J. S., Wang, H. J., Qian, H. L. Biological effects of radiation on cancer cells. Military Medical Research. 5 (1), 20 (2018).
  36. Serrano Martinez, P., et al. Mouse parotid salivary gland organoids for the in vitro study of stem cell radiation response. Oral Diseases. 27 (1), 52-63 (2021).
  37. Martin, M. L., et al. Organoids reveal that inherent radiosensitivity of small and large intestinal stem cells determines organ sensitivity. Pesquisa do Câncer. 80 (5), 1219-1227 (2020).
  38. Szabó, E. R., et al. Radiobiological effects and proton RBE determined by wildtype zebrafish embryos. PLoS One. 13 (11), 0206879 (2018).
  39. Hurem, S., et al. Dose-dependent effects of gamma radiation on the early zebrafish development and gene expression. PLoS One. 12 (6), 0179259 (2017).
  40. Lu, B., Hwang, M., Yong, C., Moretti, L. Zebrafish as a model system to screen radiation modifiers. Current Genomics. 8 (6), 360-369 (2007).
  41. Curran, W. . Seminars in radiation oncology. 12 (1), 2-4 (2002).
  42. McAleer, M. F., et al. Novel use of zebrafish as a vertebrate model to screen radiation protectors and sensitizers. International Journal of Radiation Oncology – Biology – Physics. 61 (1), 10-13 (2005).
  43. Bladen, C. L., Lam, W. K., Dynan, W. S., Kozlowski, D. J. DNA damage response and Ku80 function in the vertebrate embryo. Nucleic Acids Research. 33 (9), 3002-3010 (2005).
  44. Geiger, G. A., et al. Zebrafish as a "biosensor"? Effects of ionizing radiation and amifostine on embryonic viability and development. Pesquisa do Câncer. 66 (16), 8172-8181 (2006).
  45. Kelland, L. R. Flavopiridol, the first cyclin-dependent kinase inhibitor to enter the clinic: Current status. Expert Opinion on Investigational Drugs. 9 (12), 2903-2911 (2000).
  46. Prasanna, P. G., et al. Radioprotectors and radiomitigators for improving radiation therapy: The Small Business Innovation Research (SBIR) gateway for accelerating clinical translation. Radiation Research. 184 (3), 235-248 (2015).
  47. Daroczi, B., et al. In vivo radioprotection by the fullerene nanoparticle DF-1as assessed in a zebrafish model. Clinical Cancer Research. 12 (23), 7086-7091 (2006).
  48. Adenan, M. N. H., et al. Radioprotective effects of Kelulut honey in zebrafish model. Molecules. 26 (6), 1557 (2021).
  49. Liu, G., et al. High-throughput preparation of radioprotective polymers via Hantzsch’s reaction for in vivo X-ray damage determination. Nature Communications. 11 (1), 1-11 (2020).
  50. Mohapatra, D., et al. Fluvastatin sensitizes pancreatic cancer cells toward radiation therapy and suppresses radiation- and/or TGF-β-induced tumor-associated fibrosis. Laboratory Investigation. 102 (3), 298-311 (2022).
  51. Chen, Y., Yang, J., Fu, S., Wu, J. Gold nanoparticles as radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 15, 9407-9430 (2020).
  52. Ma, N., et al. Enhanced radiosensitization of gold nanospikes via hyperthermia in combined cancer radiation and photothermal therapy. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (42), 28480-28494 (2016).
  53. Hosen, M. J., et al. Zebrafish models for ectopic mineralization disorders: Practical issues from morpholino design to post-injection observations. Frontiers in Genetics. 4, 74 (2013).
  54. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Developmental Dynamics. 203 (3), 253-310 (1995).
  55. Zhou, R., et al. The effects of x-ray radiation on the eye development of zebrafish. Human & Experimental Toxicology. 33 (10), 1040-1050 (2014).
  56. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: An introduction. Journal of Visualized Experiments. (69), e4196 (2012).
  57. Braunbeck, T., et al. Towards an alternative for the acute fish LC(50) test in chemical assessment: The fish embryo toxicity test goes multi-species — An update. ALTEX. 22 (2), 87-102 (2005).
  58. Nagel, R. DarT: The embryo test with the zebrafish Danio rerio–A general model in ecotoxicology and toxicology. ALTEX. 19, 38-48 (2002).
  59. Aspatwar, A., Hammaren, M. M., Parikka, M., Parkkila, S. Rapid evaluation of toxicity of chemical compounds using zebrafish embryos. Journal of Visualized Experiments. (150), e59315 (2019).
  60. Gence, L., et al. Hypericum lanceolatum Lam. Medicinal plant: Potential toxicity and therapeutic effects based on a zebrafish model. Frontiers in Pharmacology. 13, 832928 (2022).
  61. OECD. Test No. 203: Fish, Acute Toxicity Test. OECD Guidelines for the Testing of Chemicals., Section 2. , (2019).
  62. Li, X., et al. Toxic effects and foundation of proton radiation on the early-life stage of zebrafish development. Chemosphere. 200, 302-312 (2018).
  63. Si, J., et al. Effects of ionizing radiation and HLY78 on the zebrafish embryonic developmental toxicity. Toxicology. 411, 143-153 (2019).
  64. Si, J., et al. Toxic effects of (56)Fe ion radiation on the zebrafish (Danio rerio) embryonic development. Aquatic Toxicology. 186, 87-95 (2017).
  65. Pucci, G., Forte, G. I., Cavalieri, V. Evaluation of epigenetic and radiomodifying effects during radiotherapy treatments in zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 22 (16), 9053 (2021).
  66. Song, Z., et al. Isoliquiritigenin triggers developmental toxicity and oxidative stress-mediated apoptosis in zebrafish embryos/larvae via Nrf2-HO1/JNK-ERK/mitochondrion pathway. Chemosphere. 246, 125727 (2020).
  67. Patton, E. E., Zon, L. I., Langenau, D. M. Zebrafish disease models in drug discovery: From preclinical modelling to clinical trials. Nature Reviews Drug Discovery. 20 (8), 611-628 (2021).
  68. Rosa, J. G. S., Lima, C., Lopes-Ferreira, M. Zebrafish larvae behavior models as a tool for drug screenings and pre-clinical trials: A review. International Journal of Molecular Sciences. 23 (12), 6647 (2022).
  69. Kong, E. Y., Cheng, S. H., Yu, K. N. Biphasic and triphasic dose responses in zebrafish embryos to low-dose 150 kV X-rays with different levels of hardness. Journal of Radiation Research. 57 (4), 363-369 (2016).
check_url/pt/64233?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Mohapatra, A. P., Parida, D., Mohapatra, D., Nayak, U., Swain, R. K., Senapati, S. Zebrafish Larvae as a Model to Evaluate Potential Radiosensitizers or Protectors. J. Vis. Exp. (186), e64233, doi:10.3791/64233 (2022).

View Video