慢性心脏起搏的平移兔模型

Summary

我们提出了一种长期心脏起搏的微创麻比林模型，可用于临床前研究中的人工起搏和心力衰竭发展。

Abstract

心脏起搏的动物模型有利于测试新型设备，研究人工起搏心律的病理生理学，以及研究心律失常引起的心肌病和随后的心力衰竭。目前，只有少数这样的模型可用，它们大多需要大量资源。我们报告了一种新的小型哺乳动物实验性心脏起搏模型，该模型有可能研究心律失常引起的心力衰竭。

在全身吸入麻醉下的六只新西兰大白兔（平均体重：3.5公斤）中，解剖颈静脉区域，并通过右颈外静脉 插入 单个起搏导线。使用透视引导，导联线进一步推进到右心室心尖，在那里使用被动固定稳定导联。然后将心脏起搏器连接并埋在皮下口袋中。

起搏器植入成功，愈合良好;兔子的解剖结构有利于铅的放置。在间歇起搏随访 6 个月期间，平均感测心肌电位为 6.3 mV（最小值：2.8 mV，最大值：12 mV），测得的平均导联阻抗为 744 Ω（最小值：370 Ω，最大值：1014 Ω）。起搏阈值最初为0.8 V±0.2 V，并在随访期间保持稳定。

本研究首次在小型哺乳动物模型中成功提出经静脉心脏起搏。尽管尺寸和组织脆弱，但经过调整的人体大小的仪器可以安全地用于慢性心脏起搏，因此，这种创新模型适用于研究心律失常引起的心肌病的发展以及随之而来的心力衰竭病理生理学。

Introduction

在心力衰竭研究和心脏起搏开发中，临床前测试经常需要转化模型¹。此外，新型设备、材料和先导化合物改进在临床使用前需要测试其潜在的并发症。因此，心脏起搏模型具有广泛的应用，包括分析人工起搏的心律及其对^{心脏功能的病理}生理影响2^，3。心脏起搏或心动过速诱导的心肌病实验可以利用各种动物大小的模型，在高速起搏的几周内发生心力^衰竭1，³，^4，5。

以前的研究报告了大型动物模型 - 猪，犬和绵羊 - 在这些应用中的使用²，^3，6。然而，这些模型的可用性是有限的，它们需要大量的资源来进行动物手术和处理。相比之下，使用小型哺乳动物可以解决上述问题，因此可以作为最佳和负担得起的研究模型。然而，对小型哺乳动物的心脏起搏研究很少有报道，这可能是由于它们的解剖结构精细、组织脆性以及所需的较高起搏率⁷，⁸，⁹，¹⁰，^11，12。

只有部分植入起搏导联体与外部起搏器¹¹，¹²或无线显微起搏装置⁵，⁷，⁸，⁹的手术模型已用于小型哺乳动物起搏器研究，但据我们所知，迄今为止尚未报告使用完全植入的^，人体大小的经静脉起搏器系统。来波林模型中的先前证据表明，在数周内以快速心率起搏会导致心肌抑制^11，12。本文提出了第一个实际可行的小型哺乳动物模型，展示了人类大小的起搏器在兔子中的成功植入。所描述的方法旨在提出临床相关的心脏起搏模型，并且可以紧密地转化为心动过速或起搏引起的心肌病的人体研究以及随之而来的心力衰竭病理生理学²，^11，12。

Protocol

该实验方案由查理大学第一医学院机构动物专家委员会审查和批准，并根据关于保护动物免受虐待的第246/1992 Coll.号法令，在捷克共和国布拉格查理大学第一医学院生理学系大学实验实验室进行。所有动物均按照美国国家科学院出版社2011年出版的《实验动物护理和使用指南》第8版进行治疗和护理。所有程序均按照标准兽医惯例在有执照的兽医在场和指导下进行。六只新西兰白兔被纳入这一系列实验。在植入心脏起搏器当天，他们的平均体重为3.5公斤±1公斤。所有值均表示为SEM平均值±，如果适用，则表示为最小和最大测量值的范围。 P 值<0.05被认为是显著的。为了成功掌握该技术，动物麻醉和手术的基本技能是必要的;建议有心脏起搏的先前经验，但不是必需的。

1.术前护理

1. 让兔子适应他们的住房设施至少 2 周，并对人类的触摸和操作感到舒适，以促进手术当天动物的处理和管理。
2. 喂动物干草和干草颗粒兔饲料。定期提供淡水。
3. 每天对他们的生命体征（体温、呼吸频率）和整体状况进行简短的检查，包括最佳饮食摄入量和没有痛苦。

2. 麻醉、术前和监测

1. 禁食 30 分钟后，给予术前治疗：丁丙诺啡 （0.01-0.04 mg/kg IM）、咪达唑仑 （0.3-0.6 mg/kg IM）、美托咪定 （0.03-0.06 mg/kg IM） 和氯胺酮（5-10 mg/kg IM）。
2. 将套管插入边缘耳静脉以进行静脉内药物应用。使用低容量管 （0.5 mL） 收集血液样本进行血液学和生化分析。
3. 使用剃须刀在颈部右侧颈静脉区域（手术部位）和四肢上剃除兔子的皮肤，以连接电极以进行心电图监测。小心剃须，因为兔子的皮肤很容易受到刺激，并且经常看到小眼泪。
4. 将动物放在加热垫上以防止体温过低。
5. 根据麻醉方案，通过脉搏血氧仪监测重要功能，包括心电图、直肠体温和血氧饱和度。
6. 将口罩放在动物的嘴巴和鼻子上，并通过橡胶密封件将其固定在动物的脸上。使用软膏保护动物的眼睛免受干燥。
7. 为了达到足够的镇静作用，通过面膜 为 动物提供异氟醚（与氧气混合）。从 3.5% 的浓度开始，并根据动物在抑制角膜反射和运动性疼痛反应方面的反应根据需要减少。
   注意：为了降低麻醉期间肺损伤的风险，建议自主通气，但必须准备好新生儿手动或自动呼吸机，以防通气不足。
8. 准备所有无菌器械。
9. 将动物放在透视台上。穿戴全套 X 射线个人防护设备。

3.心室导联植入术

1. 找到颈外静脉并标记其在皮肤上的位置。
2. 使用聚维酮碘对整个区域进行消毒，并继续用无菌窗帘覆盖手术部位，并在标记的颈静脉区域上开一个孔。
3. 在皮肤上做一个平行于标记的颈静脉的切口。定位颈外静脉，并与相邻纤维组织和血管束分离 1 cm 的长度。找到颈动脉进行定向并防止其损伤。
4. 在皮下组织中创建一个口袋以容纳起搏器。使用剪刀进行钝性解剖，以防止出血过多和组织损伤。
5. 在隔离血管段的两端使用橡胶扎带固定血管并阻塞血流（图1）。
6. 使用标准的切割技术，用刀片切割大约 1/3 的容器壁周长。
7. 使用血管拨片广泛打开切口，并将单个被动起搏导线引入腔内。
8. 在透视引导下，进一步将其尖端推进到右心室的顶端（图2）。将探针预先塑造成曲线，并用它来引导引线通过三尖瓣环。确保导线的尖端不受探针支撑，以便导线在接触组织时保持柔韧性和非创伤性。
9. 测试起搏参数。心室导联感应信号和阻抗必须稳定，起搏阈值应低。邻近肌肉不应有肌束震颤（图3）。
10. 通过将导线位置缝在保护性橡胶套上到下面的纤维组织上来固定引线位置，并使用丝带密封引线周围的血管腔（图4）。

4. 起搏器植入

1. 将起搏器连接到起搏导线，并使用螺钉固定 IS-1 连接器。如果在随访期间将使用 无创起搏研究功能 （见步骤6），请将起搏器连接到 心房通道插座。
2. 将起搏器和额外的导线长度埋入预先形成的皮下袋中（图5）。
3. 用聚维酮碘冲洗口袋。使用单丝线缝合皮肤伤口。
4. 设置所需的起搏程序并对起搏参数进行最终检查（图3）。

5. 术后护理

1. 撤回麻醉剂并仔细观察动物，直到它恢复足够的意识。
2. 给予阿替美唑（0.01-0.03mg / kg IM）以恢复美托咪定的作用。
3. 恢复意识并达到最佳体温后，皮下给予美洛昔康（0.4-0.6mg / kg）以缓解疼痛。如果根据有效的疼痛评估量表（例如，兔鬼脸量表）疼痛缓解不足，则在 6-8 小时后添加丁丙诺啡。
4. 给予甲氧氯普胺（0.5-1mg / kg IV）以防止进一步的胃肠道淤滞并刺激胃动力，并每天持续3次，直到足够的食物摄入和粪便产生恢复。
5. 遵循广谱静脉抗生素治疗方案，直到伤口愈合（恩诺沙星 10-20 mg/kg，每日 2 次，持续 3-7 天）。
6. 将动物转移到舒适和熟悉的环境中并观察它，直到它恢复足够的意识。在兔子完全康复之前，不要将兔子放回其他动物的陪伴下。
7. 维持美洛昔康（0.4-0.6mg / kg SC）每天给药至少5天。
8. 定期监测和包扎伤口，以确保安全和及时的愈合。
9. 完全愈合后，大约 14 天，移除不可吸收的皮肤缝合线。
10. 执行远程询问并定期检查起搏参数（即起搏阈值、心肌感应和导联阻抗）。
    注意：获得的值应遵循稳定的趋势。

6. 起搏协议和数据收集

1. 询问起搏器并通过在“参数”菜单中选择最小基本速率来设置备用起搏模式。
   注意：由于小动物固有的高心率和高变异性，根据指定的要求，可以以 300-400 bpm 的速度实现连续的人工起搏。在每次起搏器询问期间可以实现间歇起搏（按照步骤6.4和 图6操作）。
2. 连续记录起搏导联阻抗;在起搏器编程器 诊断菜单中，启动 数据收集。
3. 连续记录心肌电位，每周通过询问起搏器手动检查;在起搏器编程器 测试菜单 的“ 传感 ”选项卡下，测量 单极 和 双极心肌电位幅度。
4. 通过询问定期（每周）评估起搏阈值。使用无创起搏研究（在测试菜单下选择NIPS）功能以足够的起搏速率测量起搏阈值（图6）。评估各种刺激持续时间（从 0.1 ms 到 1.5 ms）的起搏阈值，并以伏特表示。使用心内心电图或表面心电图来确定起搏刺激输出变为亚阈值时的捕获损失。
5. 根据标准兽医惯例执行所有程序，在完成每项研究时根据机构规定处死动物，并进行尸检。外植起搏器并引出并检查其炎症反应、生物膜形成和纤维化。
   注意：在深度麻醉下给予钾过量以对该方案中的动物实施安乐死。

Representative Results

该研究共纳入了六只动物。在所有动物中，起搏导联线通过颈外静脉 成功 植入右心室尖（补充图S1）。通过透视检查验证该位置，并通过橡胶套将导线缝合到相邻组织上。根据X射线成像，导联线在整个起搏协议期间保持其位置。连接的起搏器在颈部外侧区域可触及，不会对动物造成明显的麻烦。所有的伤口都完全愈合，没有局部并发症。

铅尖配有两个钛铂电极——一个远端半球形环和一个近端圆柱形环电极——电极间距离为 25 mm（图 2）。引线自由地推进到顶点，并通过其硅固定齿被动地连接在那里。这允许从尖端电极进行单极起搏，并在位于右心室的两个电极之间进行双极起搏。

代表性的心室心肌电位感测信号如图 3所示，测得的起搏参数详见表1和 图7。在手术时，平均感测心肌电位为5.6 V±0.8 mV（最小值：2.8 mV，最大值：8 mV），导联阻抗为675 Ω ± 74 Ω（最小值：468 Ω，最大值：951 Ω），起搏阈值为0.8 V±0.26 V（最小值：0.2 V，最大值：2.2 V），刺激持续时间设置为标准0.4 ms。

在间歇起搏随访 3 个月和 6 个月后，平均感测心肌电位分别为 7.4 mV ± 1.2 mV（最小值：4.0 mV，最大值：12.0 mV）和 6.3 mV ± 1.0 mV（最小值：4.2 mV，最大值：10.3 mV）。测得的平均导联阻抗分别为869 Ω ±32 Ω（最小值：760 Ω，最大值：975 Ω）和725 Ω ±96 Ω（最小值：370 Ω，最大值：1014 Ω），起搏阈值更改为1.2 V±0.3 V（最小值：0.2 V，最大值：2.2 V）和1.4 V±0.3 V（最小值：0.5 V，最大值：2.3 V）， 分别。在此期间，所有参数变化均无统计学意义（P > 0.05），双极和单极参数遵循可比趋势（图7 和 表1）。

一例由于部分导线穿透而提前终止，在植入后第二天观察到阻抗突然下降。后来，在随访的第二个月，注意到阈值逐渐增加，高输出的起搏导致肌束震颤。该动物仍然没有症状，但在尸检期间，发现起搏导线的尖端已穿透心肌下壁进入心包，长度约为 3 mm。没有出血，也没有观察到感染的迹象。

术前、术后第1天和术后第7天，平均白细胞计数分别为5.9×10⁹/L、7.37 ×^{10 9}/L和7.42 ×^{10 9}/L，平均血红蛋白水平分别为105 g/L、113 g/L和110 g/L，平均血小板计数分别为317 ×^{10 9}/L， 分别为 274 × 10⁹/L 和 219 ×^{10 9}/L。实验室值在手术后第一周没有显示显着变化（P > 0.05）。在显微镜评估下，起搏铅硅表面被纤维组织覆盖（厚度约为100μm），但没有发现细胞（图8）。

图1：外科颈静脉夹层。 皮肤切开后，形成皮下袋，颈静脉暴露，远端结扎，近端用蓝色橡皮筋支撑。 请点击此处查看此图的大图。

图 2：起搏器导联植入期间的透视检查。 通过颈外静脉 引入 起搏导联，并使用预成型的探针，导联线推进到右心室尖，在那里通过其硅齿被动固定固定。连接的起搏器埋在颈部区域的皮下袋中。箭头指向远端半球形环（绿色）和近端圆柱形环（红色）电极。 请点击此处查看此图的大图。

图 3：感测心室心肌电位的代表性测量值。 心室感应及其振幅测量值显示在起搏导联定位后的急性期（左）和起搏器植入后（右）。 请点击此处查看此图的大图。

图 4：固定起搏导联线。 通过橡胶套（箭头）上的两条不可吸收的缝合线将引线固定在下面的组织上，将其固定到位并防止其脱位。 请点击此处查看此图的大图。

图 5：起搏器的位置。 起搏器埋入皮下袋中，用聚维酮碘冲洗。 请点击此处查看此图的大图。

图 6：起搏阈值测量。 使用起搏器的无创起搏研究功能，以高于原始心率的速度进行起搏。起搏刺激用P标记。起搏阈值通过不同的激励输出进行评估。（A） 显示了心室捕获心内膜电位的代表性示例，输出为 0.8 V，在 0.4 ms 时，（B） 但在 0.4 ms 时输出降低到 0.6 V 时，可以看到捕获丢失。 请 点击此处查看此图的大图。

图 7：来波林心脏起搏模型起搏参数的随访。 绘制了所有受试者的（A）起搏阈值，（B）起搏阻抗和（C）心肌感应的趋势。平均单极值（全线）和双极值（虚线）以粗体显示。 请点击此处查看此图的大图。

图 8：外植起搏导联样本。 心室部分切开外植的起搏导联线。（A）用甲苯胺蓝染色的宏观图像和（B）显微图像揭示了被一层纤维组织覆盖的硅表面。比例尺 = （A ）1 厘米，（B） 10 μm。 请点击此处查看此图的大图。

图 9：心室感应和导联阻抗趋势。 （A） 连续稳定的心室心肌感应和 （B） 心室导联阻抗趋势在 236 天的随访中的代表性例子。 请点击此处查看此图的大图。

图10：室性心内膜心肌电图。起搏器询问感测到的心室电位与（A）单极和（B）双极连接相图。单极连接时T波电位更明显，但不会导致过感。请点击此处查看此图的大图。

单极的	围手术期			跟进
				3个月			6个月
感测心肌电位 [mV]	5.6 ± 0.8			7.4 ± 1.2			6.3 ± 1.0
起搏阈值 [0.4 ms 时为 V]	0.8 ± 0.3			1.2 ± 0.3			1.4 ± 0.3
引线阻抗 [Ω]	675±74			869 ± 32			725±96

表1：来波林心脏起搏模型起搏参数的随访。 感测心肌电位、起搏阈值和导联阻抗的值表示为 3 个月和 6 个月随访± SEM 平均值。

补充图S1：在兔子中植入人体大小的经静脉起搏系统的示意图。请点击此处下载此文件。

Discussion

尽管存在特定的限制，但小型哺乳动物模型为临床研究提供了优势¹³。通过既定的方法，心脏起搏模型可以为模拟各种心血管疾病和循环病理状态^7，14 提供最佳平台，与大型动物模型或临床试验相比，资源需求显着降低。本文提出了一种创新的、微创的家兔持久心脏起搏模型。通过遵循该协议，在小型哺乳动物模型中使用完全植入的全尺寸人类起搏器系统（包括全长起搏导联线）是可行的。

在植入起搏器时，我们能够将导联线放置在所有动物右心室顶点的稳定最佳位置。侵入性测量的起搏参数在正常范围内，类似于大型动物实验或人类医学中常见的值^2，3。右兔心室中测得的平均心肌电位为 6.5 mV ± 1.9 mV，标准植入式起搏器可以清楚地识别。测得的最大起搏阈值为2.5 V，刺激持续时间为0.4 ms，随访期间阻抗保持在正常范围内。总体而言，这些代表最佳起搏参数。

在随访期间，通过询问植入的起搏器非侵入性地验证起搏参数，这些参数总结在 图7、 图9和 表1中。心室感应和导联阻抗在6个月内未显示任何显着变化。尽管所有受试者的平均起搏阈值呈上升趋势，但没有观察到显着变化，从而在整个研究中安全地进行起搏。起搏参数的微小波动可归因于局部炎症反应或纤维化，可以通过使用类固醇洗脱材料来减轻。为了用于长期起搏研究，应经常监测和调整起搏参数。

血液分析未显示植入后第一周的全身炎症或贫血。手术前血小板计数增加的趋势可归因于动物处理和镇静引起的急性应激，因为在随访期间该值保持稳定。起搏器植入的一个令人恐惧的并发症是导线穿透。特别是对于小型哺乳动物组织的脆弱性，当起搏参数突然变化时，应怀疑穿透，并且必须强调应始终小心地将铅操纵到其适当位置。X 射线图像可以确认导线穿透。急性心脏植入式电子设备 （CIED） 相关的细菌感染是另一种潜在的严重并发症，可显著降低死亡率和发病率¹⁵。因此，研究新型材料、起搏技术和铅改进以降低感染率并延长起搏系统的耐用性非常重要。所提出的方法为这种重要的实验研究提供了适当的动物模型。

Ryu等人使用手术植入的心房起搏导联线和外部脉冲发生器¹²诱导进行性心力衰竭的心肌病。同样，Freeman等人得出结论，持续的心室起搏会导致兔子在3-4周内出现心肌抑制¹¹。由于小动物的高原生心率，起搏器必须能够在 300-400 bpm 左右起搏频率，以保持完全起搏的节奏。由于这些较高的起搏频率导致第¹¹，¹² 周的进行性心力衰竭^，因此所提出的来波林模型最适合发展和研究由此产生的心肌病。考虑到它们的大小，这些小型模型非常适合特定应用，例如评估体液或心肌组织变化^11，16。超声心动图可进一步用于评估来波林心脏的尺寸和收缩力^12，17。相比之下，较大的心力衰竭动物模型具有其他优点，例如可以进行详细的侵入性血流动力学评估，包括冠状动脉循环或压力 - 容量评估²。

用于起搏研究的来波林模型的具体选择基于其多种优势。兔子对手术的耐受性很好，是最小的哺乳动物之一，可以证明接受人类大小的起搏器系统的能力，并且需要比其他大型动物部署更少的资源。一些作者¹⁸认为小型哺乳动物的生理学可能无法反映人类的生理学，但我们发现在这些小型哺乳动物中观察到的起搏参数与在人类或^{大型动物中看到}的起搏参数非常相似1，²，^3，19，这意味着它们可以很容易地用于转化研究。

在这个小型哺乳动物模型中放置导线和植入起搏器的过程中，我们遇到了与之前大型动物模型中的实验的相似之处，但应指出显着差异。来孢林组织脆弱，血管和心室壁薄。在整个过程中需要轻柔的操作;引线尖端应始终不受探针的支撑，因此具有灵活性。特别是在穿过三尖瓣环并将导线尖端定位到右心室顶点时，必须格外小心地进行操作，并在透视引导下进行，以避免受伤。也可以将吸头放置在其他位置。我们已经用最佳的围手术期参数测试了正确的心耳和心室流出道位置，但导联稳定性可能有限，目前的数据无法支持其他起搏部位。兔的颈外静脉大小合适，以便插入单个起搏导联线。如果打算植入多个导线，则可能建议使用较大的动物。

心肌小梁中的铅固定是被动完成的，导线尖端有硅齿。根据我们的经验，必须避免使用螺旋旋入薄心肌层的主动固定，以防止由于填塞或胸出血引起的组织损伤。尽管兔子右心室的尺寸很小，但一对间隔为 25 mm 的起搏电极允许单极和双极感应和起搏配置（图 10）。这可以为心脏起搏研究提供多功能性。

由于小型哺乳动物¹⁸的高原生心率，可以通过植入式起搏器的定制编程来实现连续起搏。或者，可以使用对常见的人类认证的起搏系统进行简单的内部修改的方法来获得高速率起搏频率，如前面详细描述的^2，20。使用非侵入性起搏研究功能评估捕获损失，这是一种独特的方法，即使在高原生心率的条件下也可以进行测试。定期测量报告的起搏参数。植入式起搏器能够自动连续地记录心肌电位和导联阻抗的感应，但由于原生心率高，必须手动测量起搏阈值。因此，如果需要连续起搏，建议经常评估以防止捕获丢失。

Gutruf等人此前报道了在小动物模型中使用高度小型化，无线，无电池的起搏器⁷。与他们的研究相比，这里描述的植入人类大小的起搏器代表了一种不同的方法，为创新的先导测试、与临床研究的密切转化以及普遍可用的材料的广泛应用提供了可能性。Zhou等人介绍了一种微型心脏起搏器的开发，该起搏器旨在经皮植入胎儿心脏以治疗房室传导阻滞。他们报告使用成年兔实验来确认这种装置的可行性⁹。其他人之前已经报道了兔插管在侵入性手术中的优势。根据我们的经验，使用口鼻面罩保持自主呼吸的方法对于这种短程序有更多好处，因为它最大限度地减少了由气道操纵引起的并发症的风险。此外，压力性肺损伤也可以预防。

尽管研究方案是精心准备的，并且纳入的动物总数是足够的，但必须指出一些局限性。兔子右心室的小尺寸不允许多次放置导联线。虽然我们尝试测试导线尖端在右心室流出道中的位置，但我们对其稳定性的了解有限，预计它相当有限。起搏阻抗趋势在引线放置后的第一周内出现下降。这可能是由于局部炎症和轻度纤维化，但不久之后，铅阻抗恢复，并持续保持稳定趋势。本研究使用了单腔起搏系统。在未来的研究中，还应研究通过单侧颈静脉推进一对起搏导联。虽然这在这项研究中没有经过测试，但我们相信可以在右心房引入并稳定第二个导联。

一般来说，心脏起搏的动物模型在心血管研究中有许多应用。首先，如先前报道的那样，在几周内以非生理性高频起搏会导致心动过速诱发的心肌病，并允许研究慢性心力衰竭的病理生理学和治疗²，³，^11，12。此外，对精制材料和技术的研究可以利用所提出的来波林模型，该模型可以建议用于中期起搏研究。据我们所知，这项研究首次证明了这种小型哺乳动物模型对复杂心脏起搏实验的好处²¹。总之，通过所描述的方法，尽管组织脆弱和解剖结构精细，但人类大小的起搏系统可以成功地植入小型哺乳动物中。经过训练，该技术易于重现，为起搏性心动过速模型提供了基础，在心血管研究中具有广泛的应用。

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Medication
atipamezole	Eurovet Animal Health, B.V.	Atipam	anesthetic
buprenorphine	Vetoquinol	Bupaq	analgetic
enrofloxacin	Krka	Enroxil	antibiotic
isoflurane	Baxter	Aerrane	anesthetic
ketamine hydrochloride	Richter Gedeon	Calypsol	anesthetic
medetomidine	Orion Corp.	Domitor	anesthetic
meloxicam	Cymedica	Melovem	analgetic
povidone iodine	Egis Praha	Betadine	disinfection
Silver Aluminium Aerosol	Henry Schein	9003273	tincture
Surgical materials
2-0 Perma-Hand Silk	Ethicon	A185H	silk tie suture
2-0 Vicryl	Ethicon	V323H	absorbable braided suture
4-0 Monocryl	Ethicon	MCP494G	monofilament
BearHugger	3M	BearHugger	heating pad
cauterizer
Metzenbaum scissors, lancet with #22 blade, DeBakey forceps, needle driver			basic surgical equipment
sterile drapes
Diagnostic devices
Acuson VF10-5	Siemens Healthcare		sonographic vascular probe
Acuson x300	Siemens Healthcare		ultrasound system
ESP C-arm	GE Healthcare	ESP	X-ray fluoro C-arm
Pacing devices
400	Medico	CAT400	bipolar pacing lead
Effecta DR	Biotronic	371199	implantable pacemaker
ERA 3000	Biotronic	128828	external pacemaker
ICS 3000	Biotronic	349528	pacemaker programmer