Summary

Edição de Base Eficiente sem PAM para Modelagem de Zebrafish de Doenças Genéticas Humanas com zSpRY-ABE8e

Published: February 17, 2023
doi:

Summary

Este protocolo descreve como realizar uma edição eficiente da base de adenina sem limitação de PAM para construir um modelo preciso de doença do peixe-zebra usando zSpRY-ABE8e.

Abstract

A tecnologia CRISPR/Cas9 aumentou o valor do peixe-zebra para modelar doenças genéticas humanas, estudar a patogênese de doenças e triagem de drogas, mas as limitações do motivo adjacente do protoespaçador (PAM) são um grande obstáculo para a criação de modelos animais precisos de doenças genéticas humanas causadas por variantes de nucleotídeo único (SNVs). Até agora, algumas variantes SpCas9 com ampla compatibilidade PAM mostraram eficiência em peixes-zebra. A aplicação do editor de base de adenina (ABE) otimizado mediado por SpRY, zSpRY-ABE8e, e gRNA modificado sinteticamente em zebrafish permitiu uma conversão eficiente da base adenina-guanina sem restrição de PAM. Descrito aqui é um protocolo para edição eficiente de base de adenina sem limitação de PAM em zebrafish usando zSpRY-ABE8e. Injetando uma mistura de mRNA zSpRY-ABE8e e gRNA sinteticamente modificado em embriões de zebrafish, um modelo de doença do peixe-zebra foi construído com uma mutação precisa que simulou um sítio patogênico do fator de maturação do ribossomo TSR2 (tsr2). Este método fornece uma ferramenta valiosa para o estabelecimento de modelos de doença precisos para o estudo de mecanismos e tratamentos de doenças.

Introduction

Variantes de nucleotídeo único (SNVs) que causam mutações missense ou nonsense são a fonte mais comum de mutações no genoma humano1. Para determinar se um determinado SNV é patogênico e esclarecer sua patogênese, modelos animais precisos são necessários2. Os peixes-zebra são bons modelos de doenças humanas, exibindo um alto grau de homologia fisiológica e genética com humanos, um ciclo de desenvolvimento curto e forte capacidade reprodutiva, o que é vantajoso para pesquisas de características e mecanismos patogênicos, bem como triagem de drogas3.

O sistema CRISPR/Cas9 tem sido amplamente aplicado na edição do genoma de várias espécies, incluindo zebrafish4. Com a orientação do gRNA, o sistema CRISPR/Cas9 pode gerar quebras de fita dupla de DNA (DSBs) no local alvo, o que permite a substituição de base única por meio da recombinação do local alvo com modelos de DNA do doador por meio da via de reparo direcionado por homologia (HDR). No entanto, a eficiência desse método de substituição de bases é bastante baixa, uma vez que o processo de reparo do DNA celular é realizado principalmente pela via de junção final não homóloga (NHEJ), que geralmente é acompanhada por mutações de inserção e deleção (indel)5. Felizmente, a tecnologia de edição de base única baseada em CRISPR/Cas9 alivia significativamente esse problema usando editores de base, que permitem uma edição de base única mais eficiente sem induzir DSBs. Duas classes principais de editores de base, editores de base de adenina (ABEs) e editores de base de citosina (CBEs), foram desenvolvidas para implementar a edição de substituição de base para A· T a G· C e C·G para T· A, respectivamente 6,7,8,9,10,11. Esses quatro tipos de substituições de base cobrem 30% das variantes patogênicas humanas12. Ambas as classes de editores base, incluindo PmCDA1, sistema BE, CBE4max, ABE7.10 e ABE8e, têm sido relatadas para trabalhar em peixe-zebra, com BE4max e ABE8e especialmente relatados para atingir alta atividade de edição 13,14,15,16,17,18,19.

Proteínas Cas9 de diferentes espécies, incluindo Staphylococcus aureus, Streptococcus pyogenes e S. canis, têm sido implementadas na edição gênica de zebrafish, sendo o Streptococcus pyogenes Cas9 (SpCas9) o maisutilizado20,21,22,23. No entanto, SpCas9 só pode reconhecer sítios alvo com um motivo adjacente (PAM) do protoespaçador NGG, o que limita sua distribuição editável e pode resultar em nenhuma sequência adequada sendo encontrada perto do sítio patogênico deinteresse24. Para expandir a faixa de destino, uma variedade de variantes SpCas9 foram projetadas para reconhecer diferentes PAMs por meio de evolução direcionada e design guiado por estrutura. No entanto, poucas variantes são eficazes em animais, especialmente em zebrafish, o que limita a aplicação de zebrafish na pesquisa de doenças relacionadas ao SNV25,26,27,28. Recentemente, duas variantes de SpCas9, SpG e SpRY, com restrições menos rigorosas de PAM (NGN para SpG e NNN para SpRY, com maior preferência por NRN do que NYN) foram relatadas exibindo alta atividade de edição em células e plantas humanas 29,30,31,32. Posteriormente, SpG e SpRY, bem como vários de seus editores de base mediada, tais como CBEs mediados por SpRY e ABEs mediados por SpRY, também foram relatados como trabalhando em zebrafish, o que aumentará a aplicação de modelos de zebrafish no estudo mecanístico e triagem de drogas de doenças relacionadas ao SNV 18,33,34,35. Além disso, o i-Silence foi proposto como uma estratégia de nocaute genético eficaz e precisa através da conversão do códon inicial mediada por ABE de ATG para GTG ou ACG36. A combinação da estratégia i-Silence e do editor base mediado por SpRY zSpRY-ABE8e fornece um novo método para modelagem de doenças18. Este protocolo demonstra como realizar a edição gênica usando zSpRY-ABE8e em zebrafish para construir um modelo tsr2 (M1V) usando a estratégia i-Silence. A eficiência de edição e os fenótipos que aparecem nos modelos de zebrafish foram avaliados e analisados.

Protocol

Este estudo foi conduzido em estrita conformidade com as diretrizes do Comitê de Cuidados e Uso da Universidade Normal do Sul da China. 1. Preparação de gRNA sinteticamente modificado e mRNA zSpRY-ABE8e Projetar o gRNA de acordo com publicações anteriores37,38.Selecione preferencialmente NRN como a sequência PAM, pois zSpRY-ABE8e mostra uma preferência maior por NRN PAM do que NYN PAM (onde R ?…

Representative Results

A mutação do TSR2 tem sido relatada como causadora da anemia de Diamond Blackfan (DBA)42. Aqui, um modelo de zebrafish DBA foi construído com uma mutação tsr2 (M1V) usando a estratégia i-Silence. A adenina do códon inicial do zebrafish tsr2 foi convertida com sucesso em guanina usando zSpRY-ABE8e (Figura 3). A análise EditR dos resultados do sequenciamento de Sanger mostrou que havia uma sobreposição A/G…

Discussion

Este protocolo descreve a construção de um modelo de doença do zebrafish usando o editor base zSpRY-ABE8e. Em comparação com o caminho HDR tradicional para substituição de base, este protocolo pode alcançar uma edição de base mais eficiente e reduzir a ocorrência de indels. Ao mesmo tempo, este protocolo envolve a implementação da estratégia recentemente proposta de nocaute genético i-Silence em peixes-zebra. Em conjunto, o zSpRY-ABE8e aumentará a aplicação de modelos de peixe-zebra na pesquisa de doen?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos a Barbara Garbers, PhD, de Liwen Bianji (Edanz) pela edição do texto em inglês de um rascunho deste manuscrito. Este trabalho foi apoiado pelo Programa de Pesquisa e Desenvolvimento da Área-Chave da Província de Guangdong (2019B030335001), pelo Programa Nacional de P&&D da China (2019YFE0106700), pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (32070819, 31970782) e pelo Programa de Fundo de Pesquisa do Laboratório Chave Provincial de Biologia Patogênica e Epidemiologia para Animais Aquáticos (PBEA2020YB05).

Materials

Agarose Sigma-Aldrich A9539 1.5% Agarose used to make an injection plate
Borosilicate Glass Capillaries  Harvard Apparatus BS4 30-0016
Cell culture dishes  Falcon 351029
ClonExpress Ultra One Step Cloning Kit Vazyme C115 Kit for Infusion clone 
Codon optimization service Sangon Biotech
Drummond Microcaps Drummond Microcaps P1299-1PAK Length:32 mm, capacity:0.5 μL
EasyEdit gRNA service GenScript
Fine Forceps Fine Scientific Instrument 11254-20 Used to break meedle
Flaming/Brown Micropipette Puller  Stutter Instrument P-97 Used to pull the glass capillaries
HotStart Taq PCR StarMix Genstar A033-101 Used for PCR reaction
Intelligent artificial climate box TENLIN PRX-1000A Used to culture zebrafish embryos
Methylcellulose Sigma-Aldrich M0512 Used to fix zebrafish when photographing
Microloader pipette tips  Eppendorf 5242956003
mMACHINE kit 
Mut Express II Fast Mutagenesis Kit V2 Vazyme C214-01 Kit for site-directed mutagenesis
Pneumatic Microinjector ZGene Biotech ZGPCP-1500 PLUS
pT3TS-zSpCas9 Addgene 46757
RNeasy FFPE kit  Qiagen 73504 Kit for RNA purification
Sanger Sequencing service Sangon Biotech
Sodium hydroxide, granular Sangon A100173-0500 NaOH used for genome extraction
Stereo Microscope Olympus  SZX10 Used for photograph of phenotype
SZ Series Zoom Stereo Microscope CNOPTEC SZ650
T3 mMESSAGE Ambion AM1348 Kit for in vitro transcription 
TIANprep Mini Plasmid Kit TIANGEN DP103-03 Kit for plasmid extraction kit
TIANquick Mini Purification Kit TIANGEN DP203-02 Kit for purification for linearized plasmid
Tricaine Sigma-Aldrich E10521 Used to anesthetize zebrafish
Tris (hydroxymethyl) aminomethane Sangon A600194-0500 Component of Tris·HCl used for genome extraction
XbaI New England Biolabs R0145S Restriction endonuclease used for plasmid linearization

Referências

  1. Eichler, E. E., et al. Completing the map of human genetic variation. Nature. 447 (7141), 161-165 (2007).
  2. Koukouli, F., et al. Nicotine reverses hypofrontality in animal models of addiction and schizophrenia. Nature Medicine. 23 (3), 347-354 (2017).
  3. Kalueff, A. V., Stewart, A. M., Gerlai, R. Zebrafish as an emerging model for studying complex brain disorders. Trends in Pharmacological Sciences. 35 (2), 63-75 (2014).
  4. Anzalone, A. V., Koblan, L. W., Liu, D. R. Genome editing with CRISPR-Cas nucleases, base editors, transposases and prime editors. Nature Biotechnology. 38 (7), 824-844 (2020).
  5. Sander, J. D., Joung, J. K. CRISPR-Cas systems for editing, regulating and targeting genomes. Nature Biotechnology. 32 (4), 347-355 (2014).
  6. Komor, A. C., Kim, Y. B., Packer, M. S., Zuris, J. A., Liu, D. R. Programmable editing of a target base in genomic DNA without double-stranded DNA cleavage. Nature. 533 (7603), 420-424 (2016).
  7. Nishida, K., et al. Targeted nucleotide editing using hybrid prokaryotic and vertebrate adaptive immune systems. Science. 353 (6305), (2016).
  8. Gaudelli, N. M., et al. Directed evolution of adenine base editors with increased activity and therapeutic application. Nature Biotechnology. 38 (7), 892-900 (2020).
  9. Liu, Z., et al. Highly efficient RNA-guided base editing in rabbit. Nature Communications. 9, 2717 (2018).
  10. Levy, J. M., et al. Cytosine and adenine base editing of the brain, liver, retina, heart and skeletal muscle of mice via adeno-associated viruses. Nature Biomedical Engineering. 4 (1), 97-110 (2020).
  11. Liu, Z., et al. Efficient generation of mouse models of human diseases via ABE- and BE-mediated base editing. Nature Communications. 9, 2338 (2018).
  12. Landrum, M. J., et al. ClinVar: Public archive of interpretations of clinically relevant variants. Nucleic Acids Research. 44, 862-868 (2016).
  13. Qin, W., et al. Precise A•T to G•C base editing in the zebrafish genome. BMC Biology. 16 (1), 139 (2018).
  14. Tanaka, S., et al. In vivo targeted single-nucleotide editing in zebrafish. Scientific Reports. 8, 11423 (2018).
  15. Carrington, B., Weinstein, R. N., Sood, R. BE4max and AncBE4max are efficient in germline conversion of C:G to T:A base pairs in zebrafish. Cells. 9 (7), 1690 (2020).
  16. Zhang, Y., et al. Programmable base editing of zebrafish genome using a modified CRISPR-Cas9 system. Nature Communications. 8, 118 (2017).
  17. Rosello, M., et al. Precise base editing for the in vivo study of developmental signaling and human pathologies in zebrafish. eLife. 10, 65552 (2021).
  18. Liang, F., et al. SpG and SpRY variants expand the CRISPR toolbox for genome editing in zebrafish. Nature Communications. 13, 3421 (2022).
  19. Qin, W., Lu, X., Lin, S. Programmable base editing in zebrafish using a modified CRISPR-Cas9 system. Methods. 150, 19-23 (2018).
  20. Feng, Y., et al. Expanding CRISPR/Cas9 genome editing capacity in zebrafish using SaCas9. G3. 6 (8), 2517-2521 (2016).
  21. Liu, Y., et al. Genome editing in zebrafish by ScCas9 recognizing NNG PAM. Cells. 10 (8), 2099 (2021).
  22. Kleinstiver, B. P., et al. Engineered CRISPR-Cas9 nucleases with altered PAM specificities. Nature. 523 (7561), 481-485 (2015).
  23. Liu, K., Petree, C., Requena, T., Varshney, P., Varshney, G. K. Expanding the CRISPR toolbox in zebrafish for studying development and disease. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 13 (2019).
  24. Jinek, M., et al. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science. 337 (6096), 816-821 (2012).
  25. Hu, J. H., et al. Evolved Cas9 variants with broad PAM compatibility and high DNA specificity. Nature. 556 (7699), 57-63 (2018).
  26. Nishimasu, H., et al. Engineered CRISPR-Cas9 nuclease with expanded targeting space. Science. 361 (6408), 1259-1262 (2018).
  27. Endo, M., et al. Genome editing in plants by engineered CRISPR-Cas9 recognizing NG PAM. Nature Plants. 5, 14-17 (2019).
  28. Li, J., et al. Plant genome editing using xCas9 with expanded PAM compatibility. Journal of Genetics and Genomics. 46 (5), 277-280 (2019).
  29. Ren, Q., et al. PAM-less plant genome editing using a CRISPR-SpRY toolbox. Nature Plants. 7, 25-33 (2021).
  30. Xu, Z., et al. SpRY greatly expands the genome editing scope in rice with highly flexible PAM recognition. Genome Biology. 22 (1), 6 (2021).
  31. Walton, R. T., Christie, K. A., Whittaker, M. N., Kleinstiver, B. P. Unconstrained genome targeting with near-PAMless engineered CRISPR-Cas9 variants. Science. 368 (6488), 290-296 (2020).
  32. Li, J., et al. Genome editing mediated by SpCas9 variants with broad non-canonical PAM compatibility in plants. Molecular Plant. 14 (2), 352-360 (2021).
  33. Vicencio, J., et al. Genome editing in animals with minimal PAM CRISPR-Cas9 enzymes. Nature Communications. 13, 2601 (2022).
  34. Rosello, M., et al. Disease modeling by efficient genome editing using a near PAM-less base editor in vivo. Nature Communications. 13, 3435 (2022).
  35. Cornean, A., et al. Precise in vivo functional analysis of DNA variants with base editing using ACEofBASEs target prediction. eLife. 11, 72124 (2022).
  36. Wang, X., et al. Efficient gene silencing by adenine base editor-mediated start codon mutation. Molecular Therapy. 28 (2), 431-440 (2020).
  37. Hanna, R. E., Doench, J. G. Design and analysis of CRISPR-Cas experiments. Nature Biotechnology. 38 (7), 813-823 (2020).
  38. Doench, J. G., et al. Optimized sgRNA design to maximize activity and minimize off-target effects of CRISPR-Cas9. Nature Biotechnology. 34 (2), 184-191 (2016).
  39. Kossack, M. E., Draper, B. W. Genetic regulation of sex determination and maintenance in zebrafish (Danio rerio). Current Topics in Developmental Biology. 134, 119-149 (2019).
  40. Crossley, B. M., et al. Guidelines for Sanger sequencing and molecular assay monitoring. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 32 (6), 767-775 (2020).
  41. Kluesner, M. G., et al. EditR: A method to quantify base editing from Sanger sequencing. The CRISPR Journal. 1 (3), 239-250 (2018).
  42. Gripp, K. W., et al. Diamond-Blackfan anemia with mandibulofacial dystostosis is heterogeneous, including the novel DBA genes TSR2 and RPS28. American Journal of Medical Genetics Part A. 164 (9), 2240-2249 (2014).
  43. Kim, S., Kim, D., Cho, S. W., Kim, J., Kim, J. S. Highly efficient RNA-guided genome editing in human cells via delivery of purified Cas9 ribonucleoproteins. Genome Research. 24 (6), 1012-1019 (2014).
  44. Ramakrishna, S., et al. Gene disruption by cell-penetrating peptide-mediated delivery of Cas9 protein and guide RNA. Genome Research. 24 (6), 1020-1027 (2014).
  45. Fu, Y., Reyon, D., Joung, J. K. Targeted genome editing in human cells using CRISPR/Cas nucleases and truncated guide RNAs. Methods in Enzymology. 546, 21-45 (2014).
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Citar este artigo
Zheng, S., Liang, F., Zhang, Y., Fei, J., Qin, W., Liu, Y. Efficient PAM-Less Base Editing for Zebrafish Modeling of Human Genetic Disease with zSpRY-ABE8e. J. Vis. Exp. (192), e64977, doi:10.3791/64977 (2023).

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