Summary
El presente protocolo describe un método para establecer un dispositivo rentable basado en una plataforma basculante utilizado para inducir la privación del sueño en ratones. Este dispositivo ha demostrado ser eficaz para causar interrupciones en los patrones de sueño evidenciados por electroencefalograma (EEG), así como para inducir cambios metabólicos y moleculares asociados con la privación del sueño.
Abstract
La alteración del ritmo circadiano se refiere a la desincronización entre el entorno o comportamiento externo y el reloj molecular endógeno, lo que perjudica significativamente la salud. La falta de sueño es una de las causas más comunes de alteración del ritmo circadiano. Se han reportado varias modalidades (por ejemplo, plataformas en el agua, manejo suave, cámaras de barras deslizantes, tambores giratorios, agitadores orbitales, etc.) para inducir la privación del sueño en ratones para investigar sus efectos sobre la salud. El estudio actual presenta un método alternativo para la privación del sueño en ratones. Se diseñó un dispositivo automatizado basado en una plataforma basculante que es rentable e interrumpe eficientemente el sueño en ratones alojados en grupo a intervalos de tiempo ajustables. Este dispositivo induce cambios característicos de privación del sueño con una respuesta mínima al estrés. En consecuencia, este método puede resultar útil para los investigadores interesados en estudiar los efectos y los mecanismos subyacentes de la privación del sueño en la patogénesis de múltiples enfermedades. Además, ofrece una solución rentable, especialmente cuando se requieren varios dispositivos de privación del sueño para funcionar en paralelo.
Introduction
La alteración del ritmo circadiano se refiere a la desincronización entre el entorno o comportamiento externo y el reloj biológico endógeno. Una de las causas más comunes de la alteración del ritmo circadiano es la falta desueño. La falta de sueño no solo afecta negativamente a la salud humana, sino que también aumenta significativamente el riesgo de muchas enfermedades, como el cáncer2 y las enfermedades cardiovasculares3. Sin embargo, los mecanismos subyacentes a los efectos perjudiciales de la privación del sueño siguen siendo en gran medida desconocidos, y el establecimiento de modelos de privación del sueño es esencial para mejorar nuestra comprensión al respecto.
Se han descrito varios métodos para la privación del sueño en ratones, como el uso de plataformas de agua4, manejo suave5, cámaras de barras deslizantes6, tambores giratorios7 y protocolos de agitación de jaulas 5,8,9. Las cámaras de barras deslizantes barren automáticamente las barras a través del fondo de la jaula, lo que obliga a los ratones a caminar sobre ellas y permanecer despiertos. Los protocolos de agitación de jaulas implican la colocación de jaulas en agitadores orbitales de laboratorio, lo que resulta en una interrupción eficiente del sueño. Si bien estos métodos son automáticos y efectivos, pueden ser costosos cuando se requiere que varios dispositivos funcionen en paralelo, especialmente para diseños de estudios específicos que involucran una gran cantidad de ratones privados de sueño necesarios para el perfil genético circadiano. Por otro lado, las plataformas de agua y los protocolos de manejo suave son métodos más baratos y simples que se usan comúnmente para inducir la privación del sueño. Sin embargo, la plataforma de agua no permite el control automático de los ciclos de privación-descanso preespecificados10,11, y el manejo suave requiere una vigilancia continua por parte de los investigadores para perturbar el sueño. Además, otras modalidades, como los tambores giratorios, pueden confundirse con el aislamiento social o el estrés12.
Inspirados en el método basado en agitadores orbitales, nuestro objetivo es introducir un protocolo para establecer un dispositivo basado en una plataforma basculante para la privación del sueño en ratones. Este método es barato, efectivo, mínimamente estresante, controlable y automatizado. El protocolo actual nos permite crear un dispositivo basado en una plataforma basculante a un coste aproximadamente diez veces más barato que el de los agitadores orbitales, en función de nuestra accesibilidad. Este dispositivo interrumpió eficazmente el sueño en ratones alojados en grupos e indujo cambios característicos de privación del sueño con una respuesta mínima al estrés. Será especialmente útil para los investigadores interesados en investigar los efectos y los mecanismos subyacentes de la privación del sueño en la patogénesis de múltiples enfermedades, particularmente cuando el estudio involucra la privación del sueño en múltiples grupos en paralelo.
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Protocol
Todos los protocolos experimentales con animales de este estudio fueron aprobados por el Comité de Ética de Bienestar de Animales de Laboratorio del Hospital Renji, Facultad de Medicina de la Universidad Jiao Tong de Shanghái. En el estudio se utilizaron ratones machos C57BL/6J, con edades comprendidas entre las 8 y las 10 semanas. Los animales se obtuvieron de una fuente comercial (ver Tabla de Materiales). Las partes principales necesarias para establecer el dispositivo se enumeran en la Figura 1A.
1. Preparación del dispositivo de privación del sueño
- Asegure un extremo de un canal de acero ranurado de 50 cm en el medio de un canal de acero ranurado de 40 cm con tornillos (consulte la Tabla de materiales) para hacer una estructura en forma de T; repita el proceso y haga dos estructuras en forma de T (Figura 1B-a).
- Haga que las dos estructuras en forma de T se coloquen hacia arriba paralelamente a 30 cm de distancia y conecte la parte inferior de las dos estructuras en forma de T con un cilindro de acero compatible con tornillos de 30 cm (consulte la Tabla de materiales) con tornillos (Figura 1B-b).
- Coloque una plataforma rectangular de acero (20 × 25 cm) (ver Tabla de Materiales) entre las dos estructuras en forma de T (Figura 1B-c).
NOTA: Si no se dispone de plataformas rectangulares de acero listas para usar del tamaño especificado, se puede hacer una soldando aceros planos de 2 mm de espesor. - Asegure cada extremo de un cilindro de acero compatible con tornillos de 30 cm fijado en la plataforma a dos cojinetes fijados en cada una de las estructuras en forma de T a 10 cm por debajo de la parte superior (Figura 1B-d).
- Asegure un soporte de motor (consulte la Tabla de materiales) en una de las estructuras en forma de T a 25 cm hacia abajo de la parte superior con tornillos (Figura 1B-e).
NOTA: Alternativamente, se puede usar adhesivo de construcción para asegurar el soporte del motor en la estructura en forma de T en lugar de cuadrillas. - Instale un motor (consulte la Tabla de materiales) en el soporte del motor con tornillos (Figura 1B-f).
- Asegure un ventilador de enfriamiento (consulte la Tabla de materiales) con bandas autoblocantes en la estructura en forma de T debajo del motor (Figura 1B-g).
- Fije el extremo del cojinete de una biela a una esquina de la plataforma que mira hacia el motor con tornillos (Figura 1B-h).
- Fije otro extremo de la biela al eje del motor con tornillos (Figura 1B-i).
- Taladre dos agujeros de 4 mm en cada una de las cuatro esquinas de un recipiente de plástico o de una jaula estándar para animales (véase la Tabla de materiales) con un taladro eléctrico, y taladre dos agujeros de 4 mm y un agujero inferior de 6 mm en el lado izquierdo de la jaula (Figura 1B-j).
- Asegure la jaula en la plataforma rectangular con bandas autoblocantes a través de los orificios de las esquinas (Figura 1B-k).
- Taladre un orificio de 5 mm en la tapa de un tubo de centrífuga de 50 ml con un taladro eléctrico y enchufe el orificio con una boquilla larga equipada con una válvula de bola para evitar fugas de agua.
NOTA: El hidrogel sería una opción alternativa para el suministro de agua si es difícil personalizar las botellas de agua. - Asegure la botella de agua personalizada en el lado izquierdo de la jaula con bandas autoblocantes a través de los dos orificios de 4 mm, con la boquilla pasando por el orificio de 6 mm (Figura 1B-l).
- Conecte los cables eléctricos de salida del adaptador de bloque de alimentación a los dos terminales del motor (Figura 1B-l).
NOTA: No hay ningún requisito de polaridad específico para conectar los cables a los terminales del motor. - Conecte los cables eléctricos de entrada del adaptador de bloque de alimentación al contactor de tiempo (Figura 1B-m).
2. Inducción de la privación del sueño
- Presione los botones de signo más a la derecha en las mitades izquierda y derecha del contactor de tiempo (consulte la Tabla de materiales), respectivamente, hasta que aparezca "M" en los contadores mecánicos de ambos lados (Figura 1C-a).
- Presione los botones centrales del signo más en las mitades izquierda y derecha del contactor de tiempo hasta que aparezca "5M" en los contadores mecánicos a ambos lados (Figura 1C-b).
- Presione el botón del signo más a la izquierda en la mitad izquierda del contactor de tiempo hasta que aparezca "15M" en el contador mecánico izquierdo (Figura 1C-c).
NOTA: El contactor de tiempo estará encendido durante 15 minutos y apagado durante 5 minutos en modo cíclico. - Pon a los ratones en la jaula con agua y comida ad libitum.
- Suministre energía al contactor de tiempo y al ventilador de refrigeración.
NOTA: La plataforma ahora se balanceará a 10 rpm. - Pesa cada ratón a la hora Zeitgeber 0 (ZT0) todos los días.
NOTA: La luz está encendida desde las 8 a.m. (ZT0) hasta las 8 p.m. (ZT12).
3. Prueba de tolerancia oral a la glucosa
- Mida los niveles de glucosa en ayunas en ratones en ayunas tomando muestras de sangre de las venas de la cola.
- Inyectar solución de glucosa en cada ratón (2 g/kg de peso corporal) por vía intraperitoneal utilizando jeringas de 1 ml.
- Recoja muestras de sangre a través de la vena de la cola y mida la glucosa en sangre a los 15 minutos, 30 minutos, 60 minutos y 120 minutos después de la inyección de glucosa, respectivamente.
- Vuelva a colocar a los ratones en la jaula con la comida y el agua ad libitum después de la prueba.
4. Recolección de los tejidos cerebrales
- Decapitar a los ratones después de una anestesia adecuada exponiéndolos a isoflurano (2%) durante 3-5 minutos.
- Exponga el cráneo y haga un corte vertical de 1 cm en el cráneo con unas tijeras quirúrgicas.
- Extirpar el cráneo usando hemostáticos de mosquitos (ver Tabla de Materiales) para exponer el tejido cerebral.
- Mueva suavemente todo el cerebro fuera de la cavidad craneal con pinzas curvas.
NOTA: El tejido cerebral debe extirparse de acuerdo con las políticas locales. - Lavar el tejido cerebral con solución salina fría tamponada con fosfato (1x PBS, 4 °C).
- Congele el tejido cerebral intacto en nitrógeno líquido y transfiera el tejido a -80 °C para su almacenamiento a largo plazo.
NOTA: Cuando se almacena a -80 °C, el tejido cerebral ultracongelado es estable durante al menos 6 meses.
5. Detección de la expresión génica mediante reacción en cadena de la polimerasa (PCR)
- Descongelar los tejidos cerebrales a 4 °C o con hielo.
- Transfiera el tejido a un tubo de microcentrífuga de 1,5 ml y extraiga el ARN total utilizando el método basado en TRIzol13.
- Mida la concentración de ARN con un espectrofotómetro (consulte la Tabla de materiales) después de la extracción de ARN.
- Realizar la transcripción inversa del ARN total (1 μg) en ADN complementario (ADNc) utilizando un kit comercial14.
- Medir los niveles de expresión génica mediante la reacción en cadena de la polimerasa con transcriptasa inversa en tiempo real15.
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Representative Results
El dispositivo establecido para la privación del sueño en ratones se muestra en la Figura 1D. Al día 7 después del inicio de la privación del sueño, el electroencefalograma (EEG) y la electromiografía (EMG)16 indicaron que el dispositivo redujo significativamente la duración del sueño y aumentó la duración de la vigilia en ratones (Figura 2A-D). Mientras tanto, el protocolo actual aumentó significativamente la acumulación de adenosina y los niveles de ARNm de Homer1a en el cerebro (Figura 2E, F), que son marcadores de privación exitosa del sueño17. Utilizando un kit ELISA18, observamos que los niveles séricos de corticosterona no se modificaron significativamente con el protocolo actual de privación del sueño (Figura 2G). Después de la privación del sueño durante 7 días, el peso corporal y del timo disminuyó significativamente (Figura 3A-D), lo que concuerda con informes previos19. Además, la tolerancia a la glucosa se vio significativamente afectada en los ratones después de la privación del sueño (Figura 3E,F). Para investigar los cambios en la expresión génica del reloj, se recolectaron tejidos cerebrales cada 4 h durante un día. Observamos que los patrones de expresión de los genes del reloj en el cerebro cambiaron significativamente después de la privación del sueño (Figura 3G y Tabla 1), lo que sugiere una interrupción del reloj molecular20.
Figura 1: Establecimiento del dispositivo basado en la plataforma basculante. (A) Ilustraciones que representen las principales piezas necesarias para ensamblar el dispositivo basado en la plataforma basculante. (B) Pasos detallados que demuestren el montaje del dispositivo de privación del sueño. (C) Imágenes que muestran la configuración de los parámetros en el contactor de tiempo. (D) Fotografía de la cámara de agitación completamente ensamblada. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Evaluación de la alteración del sueño y de los niveles séricos de corticosterona en ratones. (A) Diagrama esquemático que ilustra el registro de EEG/EMG en ratones durante la privación del sueño. (B) Registros representativos de EEG/EMG trazados en ratones. (C) Formas de onda representativas de EEG/EMG en ratones durante la vigilia, NREM y REM. (D) Porcentaje de duración de la vigilia, duración de NREM y duración REM registrada en ratones con trastornos del sueño y ratones de control (n = 4 ratones/grupo). *P < 0,05, ***P < 0,001. El análisis estadístico se realizó mediante una prueba t no pareada. Abreviaturas: CTR, grupo control; NREM, Movimiento ocular no rápido; REM, Movimiento ocular rápido; SD: grupo de privación de sueño. (E) Niveles de ARNm de Homer1a en tejidos cerebrales medidos en ratones con trastornos del sueño y ratones de control (n = 4 ratones / grupo). *P < 0,05, el análisis estadístico se realizó mediante una prueba t no apareada. Abreviaturas: CTR, grupo control; Homer1a, proteína 1a del andamiaje de Homer; SD: grupo de privación de sueño. (F) Contenido de adenosina en el tejido cerebral medido en ratones con trastornos del sueño y ratones de control (n = 4 ratones / grupo) utilizando un kit ELISA. *P < 0,05, el análisis estadístico se realizó mediante la prueba t no apareada en cada punto de tiempo. Abreviaturas: CTR, grupo control; SD: grupo de privación de sueño. (G) Concentración sérica de corticosterona medida en ratones con trastornos del sueño y ratones de control (n = 4 ratones por punto de tiempo/grupo). El análisis estadístico se realizó mediante análisis de varianza de dos vías. Abreviaturas: CTR, grupo control; SD: grupo de privación de sueño. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Cambios fisiopatológicos después de la privación del sueño en ratones. (A) Imágenes representativas que muestren los tamaños de los ratones en los grupos indicados. Abreviaturas: CTR, grupo control; SD: grupo de privación de sueño. (B) Cambios en el peso corporal después del inicio de la privación del sueño en los grupos indicados (n = 24 ratones por grupo). **P < 0,001, el análisis estadístico se realizó mediante una prueba t no apareada. Abreviaturas: CTR, grupo control; SD: grupo de privación de sueño. (C) Imágenes representativas que muestren los tamaños del timo en los grupos indicados. Abreviaturas: CTR, grupo control; SD: grupo de privación de sueño. (D) Comparación de las proporciones de peso del timo al peso corporal entre los dos grupos (n = 24 ratones por grupo). **P < 0,001, el análisis estadístico se realizó mediante una prueba t no pareada. Abreviaturas: CTR, grupo control; SD: grupo de privación de sueño. (E) Resultados de la prueba de tolerancia intraperitoneal a la glucosa en los grupos indicados (n = 5 por grupo). *P < 0,01; **P < 0,001, el análisis estadístico se realizó mediante una prueba t no apareada. Abreviaturas: CTR, grupo control; SD: grupo de privación de sueño. (F) Comparación del área bajo la curva (AUC) de la prueba de tolerancia a la glucosa intraperitoneal entre el grupo de privación de sueño y el grupo control (n = 5 por grupo). **P < 0,001, el análisis estadístico se realizó mediante una prueba t no apareada. Abreviaturas: CTR, grupo control; SD: grupo de privación de sueño. (G) Se midieron los patrones de expresión circadiana de los genes reloj (Bmal1, Dbp, Cry1, Cry2, Nr1d1, Nr1d2, Per1 y Per2) en los tejidos cerebrales en el grupo de privación del sueño y en el grupo de control (n = 4 ratones por punto de tiempo/grupo). Los datos se compararon mediante regresión cosinor no lineal y las curvas de expresión de los genes reloj se ajustaron mediante el paquete R CircaCompare. Los valores p se proporcionan como se indica. Abreviaturas: A, amplitud; Bmal1, cerebro y músculo tipo Arnt 1; Cry1, regulador circadiano 1 del criptocromo; Cry2, regulador circadiano 2 de criptocromo; CTR: grupo control; Dbp: proteína de unión al sitio D; M, mesor; Nr1d1, subfamilia de receptores nucleares 1 miembro del grupo D 1; Nr1d2, subfamilia de receptores nucleares 1 miembro 2 del grupo D; P, fase; Per1, regulador circadiano del período 1; Per2, regulador circadiano del período 2; SD: grupo de privación de sueño. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Genes reloj | Bmal | Dbp | Llorar1 | Llorar2 | Nr1d1 | Nr1d2 | Per1 | Per2 | |
| Ritmicidad | Control | P < 0,05 | P < 0.01 | P < 0,001 | P < 0,05 | P < 0,001 | P < 0.01 | P < 0,001 | P < 0,001 |
| Privación del sueño | P < 0,05 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | P < 0,001 | |
| Acrofase (tiempo Zeitgeber) | Control | 22 | 12 | 17 | 15 | 11 | 14 | 14 | 16 |
| Privación del sueño | 10 | 24 | 4 | 3 | 22 | 0 | 1 | 1 | |
| Estimación de Mesor | Control | 0.933 | 2.242 | 1.136 | 1.171 | 1.799 | 1.41 | 1.289 | 1.033 |
| Privación del sueño | 0.826 | 2.101 | 1.094 | 1.155 | 1.756 | 1.399 | 0.999 | 0.888 | |
| Estimación de amplitud | Control | 0.099 | 0.746 | 0.305 | 0.131 | 0.494 | 0.314 | 0.294 | 0.341 |
| Privación del sueño | 0.108 | 0.866 | 0.342 | 0.168 | 0.503 | 0.323 | 0.388 | 0.305 | |
Tabla 1: La presencia de la ritmicidad, la estimación del mesor, la estimación de la amplitud y la acrofase para los genes del reloj probados en cada grupo.
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Discussion
Los modelos murinos de privación del sueño son esenciales para estudiar los efectos de la interrupción del sueño en diversas enfermedades, incluidas las enfermedades cardiovasculares21, las afecciones psiquiátricas22 y los trastornos neurológicos23. Entre las estrategias de privación de sueño existentes en ratones, los abordajes físicos que implican la interrupción repetitiva del sueño a corto plazo son los más utilizados 5,7,12. Estos enfoques físicos incluyen el uso de plataformas de agua4, manejo suave5, cámaras de barras deslizantes 6,24, tambores giratorios7 o agitadores orbitales 8,9,25,26.
Para inducir la privación del sueño en ratones de manera efectiva, los métodos ideales deben despertar a los ratones con un estímulo no estresante. El dispositivo elegido también debe estar automatizado y ser fácilmente controlable para ajustar los ciclos de privación-descanso. Entre los métodos mencionados, la cámara de barra deslizante cumple con la mayoría de estos requisitos. Sin embargo, es caro y ocasionalmente puede dañar a los ratones. Otro método eficaz y mínimamente estresante es el protocolo basado en un agitador orbital 7,8,9,25, en el que se coloca una jaula en un agitador orbital de laboratorio estándar conectado a un controlador de tiempo, lo que provoca una interrupción repetitiva del sueño. Sin embargo, cuando los diseños de estudios específicos requieren que varios agitadores orbitales funcionen en paralelo, el costo puede llegar a ser prohibitivo para algunos grupos de investigación.
Inspirado en los métodos de agitadores orbitales, el presente estudio presenta un protocolo detallado paso a paso para establecer un equipo de privación del sueño basado en una plataforma basculante. Su costo es de aproximadamente una décima parte de los agitadores orbitales de laboratorio, lo que lo hace más accesible. Se validó que el dispositivo introducido era eficaz en la privación del sueño en ratones, como lo indican los datos de monitoreo de EEG / EMG que mostraron una duración del sueño significativamente más corta y un aumento de los marcadores de privación del sueño. Además, este dispositivo basado en una plataforma basculante no alteró significativamente los niveles séricos de corticosterona en ratones. En general, hemos introducido un nuevo dispositivo automatizado de privación del sueño que es económico, eficaz, mínimamente estresante y controlable.
A pesar de sus ventajas, el protocolo actual tiene algunas limitaciones. En primer lugar, a diferencia de los dispositivos listos para usar disponibles en el mercado, el dispositivo de privación del sueño que se presenta aquí requiere el montaje por parte de los experimentadores. Sin embargo, se han proporcionado protocolos e ilustraciones detallados paso a paso para simplificar el proceso. En segundo lugar, no todos los materiales necesarios para el establecimiento del dispositivo están disponibles comercialmente, y puede ser necesaria cierta personalización de los materiales en función de las especificaciones proporcionadas en este trabajo. En tercer lugar, las botellas de agua convencionales utilizadas con la plataforma basculante pueden experimentar fugas, lo que requiere el uso de botellas de agua personalizadas para evitar este problema.
En conclusión, este estudio presenta un método rentable y eficiente para establecer un dispositivo alternativo para inducir la privación del sueño en ratones alojados en grupo. Este protocolo puede ayudar a los investigadores a investigar los efectos y los mecanismos subyacentes de la privación del sueño en una amplia gama de condiciones de salud.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo contó con el apoyo de subvenciones de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (82230014, 81930007, 82270342), el Programa de Líderes Académicos Sobresalientes de Shanghái (18XD1402400), la Comisión de Ciencia y Tecnología de la Municipalidad de Shanghái (22QA1405400, 201409005200, 20YF1426100), el Programa de Talento Pujiang de Shanghái (2020PJD030), SHWSRS (2023-62), el Centro de Investigación Clínica de Shanghái para el Envejecimiento y la Medicina (19MC1910500) y el Programa de Innovación de Postgrado de la Facultad de Medicina de Bengbu (Byycxz21075).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 mL microcentrifuge tube | Axygen | MCT-150-C-S | |
| 50 mL centrifuge tube | NEST | 602002 | |
| Adenosine ELISA kit | Ruifan technology | RF8885 | |
| Animal cage | ZeYa tech | MJ2 | |
| Blood glucose meter | YuYue | 580 | |
| C57BL/6J Mice | JieSiJie Laboratory Animal | N/A | Age: 8-10 weeks |
| Connecting rod | ShengXiang Tech | N/A | Length: 20 cm |
| Cooling fan | LiMing | EFB0805VH | Supply voltage: 5 V; Power consumption: 1.2 W; Air flow: 26.92 cfm; Dimensions: 40 mm * 40 mm * 56 mm |
| Corticosterone ELISA kit | Elabscience | E-OSEL-M0001 | |
| EEG/EMG recording and analysis system | Pinnacle Technology | 8200-K1-iSE3 | |
| Isoflurane | RWD | 20071302 | |
| mosquito hemostats | FST | 13011-12 | Surgical instrument |
| Motor and motor mount | MingYang | MY36GP-555 | Supply voltage: 24 V dc; Shaft diameter: 8 mm; Maximum output torque: 100 Kgf.cm; Maximum output speed: 10 rpm |
| NanoDrop 2000c | Thermo Scientific | NanoDrop 2000c | |
| Power brick adapter | MingYang | QiYe-0243 | Input voltage: 110-220V ac; Output voltage: 24 V dc; Outputcurrent: 2 A; Cable length: 2 m |
| qPCR commercial kit | Vazyme | Q711-02 | |
| qPCR measurement equipment | Roche | 480 | |
| Rectangle platform attached with a screw-compatible steel cylinder | Customized | N/A | Width: 20 cm; length: 25 cm; length of the cylinder: 30 cm, thickness: 2 mm |
| Reverse RNA to cDNA commercial kit | Vazyme | R323-01 | |
| Screw and nut | Guwanji | N/A | Inner diameter: 6 mm, 12 mm |
| Screw-compatible steel cylinder | Customized | N/A | Length: 300 mm |
| Slotted steel channels | Customized | N/A | Length: 400 mm or 500 mm, thickness: 2 mm |
| Time contactor | LiXiang | DH48S-S | Supply voltage: 110-220 V ac; Units measured: hours, minutes, seconds; Contact configuration: DPDT |
| TRIzol | Vazyme | R401-01 |
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