Summary
Le modèle murin Thyroid Hormone Action Indicator a été développé pour permettre la quantification tissulaire spécifique de l’action locale des hormones thyroïdiennes à l’aide de sa machinerie de régulation endogène. Récemment, il a été démontré que le modèle est adapté à la caractérisation des produits chimiques perturbateurs endocriniens interagissant avec l’économie des hormones thyroïdiennes, à la fois par des méthodologies ex vivo et in vivo .
Abstract
Les hormones thyroïdiennes (TH) jouent un rôle essentiel dans le métabolisme cellulaire et la fonction des tissus. L’économie des TH est sensible aux perturbateurs endocriniens (PE) qui peuvent perturber la production ou l’action hormonale. De nombreux polluants environnementaux sont des perturbateurs endocriniens, ce qui représente une menace émergente pour la santé humaine et la production agricole. Cela a entraîné une demande accrue de systèmes d’essai appropriés pour examiner les effets des perturbateurs endocriniens potentiels. Cependant, les méthodologies actuelles se heurtent à des défis. La plupart des systèmes de test utilisent des marqueurs endogènes régulés par de multiples processus de réglementation, souvent complexes, ce qui rend difficile la distinction des effets directs et indirects. De plus, les systèmes d’essai in vitro n’ont pas la complexité physiologique du métabolisme et de la pharmacocinétique des perturbateurs endocriniens chez les mammifères. De plus, l’exposition aux perturbateurs endocriniens environnementaux implique généralement un mélange de plusieurs composés, y compris des métabolites générés in vivo , de sorte que la possibilité d’interactions ne peut être ignorée. Cette complexité rend difficile la caractérisation des perturbateurs endocriniens. La souris THAI (Thyroid Hormone Action Indicator) est un modèle transgénique qui porte un système rapporteur de luciférase sensible à la TH, permettant d’évaluer l’action de la TH spécifique aux tissus. On peut évaluer les effets spécifiques des produits chimiques sur l’action locale de la TH en quantifiant l’expression du rapporteur de la luciférase dans des échantillons de tissus. De plus, grâce à l’imagerie in vivo , le modèle murin THAI permet des études longitudinales sur les effets des PE potentiels chez les animaux vivants. Cette approche fournit un outil puissant pour tester l’exposition à long terme, les structures de traitement complexes ou le retrait, car elle permet d’évaluer les changements dans l’action locale des TH au fil du temps chez le même animal. Ce rapport décrit le processus de mesures d’imagerie in vivo sur des souris THAI. Le protocole discuté ici se concentre sur le développement et l’imagerie de souris hyperthyroïdiennes et hypothyroïdiennes, qui peuvent servir de témoins. Les chercheurs peuvent adapter ou élargir les traitements présentés pour répondre à leurs besoins spécifiques, offrant ainsi une approche fondamentale pour une recherche plus approfondie.
Introduction
La signalisation des hormones thyroïdiennes (TH) est un régulateur fondamental du métabolisme cellulaire, essentiel au développement normal et au fonctionnement optimal des tissus à l’âge adulte1. Dans les tissus, l’action des TH est finement contrôlée par une machinerie moléculaire complexe, permettant le maintien spécifique des niveaux locaux de TH dans les tissus. Cette autonomie des différents tissus par rapport aux niveaux de TH circulants est d’une grande importance 2,3,4.
De nombreux produits chimiques ont le potentiel de perturber les fonctions endocriniennes et se trouvent dans l’environnement sous forme de polluants. On craint de plus en plus que ces molécules puissent entrer dans la chaîne alimentaire par le biais des eaux usées et de la production agricole, ce qui aurait un impact sur la santé du bétail et des humains 5,6,7.
L’un des défis importants pour résoudre ce problème est le grand nombre de composés impliqués, y compris des molécules autorisées et déjà interdites, mais toujours présentes. Ces dernières années, des efforts considérables ont été déployés pour mettre au point des systèmes d’essai permettant de dépister et d’identifier le potentiel perturbateur de divers produits chimiques 8,9,10,11. Bien que ces méthodes excellent dans le criblage à haut débit de milliers de composés et l’identification des menaces potentielles, une analyse détaillée des effets in vivo spécifiques de ces molécules est essentielle pour établir les dangers de l’exposition humaine. Ainsi, une approche multidimensionnelle est nécessaire lors de l’étude et de la caractérisation des perturbateurs endocriniens (PE).
Dans le contexte de la régulation des TH, la compréhension des conséquences tissulaires spécifiques de l’exposition aux PE nécessite de quantifier l’action locale des TH. Bien que plusieurs modèles in vivo aient été développés à cette fin, la plupart reposent sur des marqueurs endogènes comme mesure de sortie. Bien qu’ils soient physiologiques, ces marqueurs sont soumis à de nombreux mécanismes de régulation, directs et indirects, ce qui rend leur interprétation plus difficile. Par conséquent, la caractérisation des effets des PE sur la régulation des TH au niveau tissulaire reste un défi important12,13.
Pour relever les défis de la mesure de la signalisation TH spécifique aux tissus, le modèle murin de l’indicateur d’action des hormones thyroïdiennes (THAI) a récemment été développé. Ce modèle permet de quantifier spécifiquement les changements dans l’action locale des TH dans des conditions endogènes. Un transgène de la luciférase a été introduit dans le génome de la souris, qui est très sensible à la régulation par l’action14 de TH. Ce modèle a démontré son efficacité pour répondre à diverses questions de recherche qui nécessitent de quantifier les changements dans la signalisation tissulaire locale des TH 14,15,16,17,18.
La reconnaissance d’une utilisation potentielle du modèle THAI est la caractérisation des effets tissulaires spécifiques des EDC sur la signalisation TH. Le modèle a récemment été utilisé avec succès pour étudier les effets spécifiques aux tissus du tétrabromobisphénol A et du diclazuril sur la signalisation TH15. Ici, des protocoles de base sont présentés pour l’utilisation de techniques d’imagerie in vivo sur le modèle THAI comme système de test pour caractériser les PE qui perturbent la fonction TH. Cette méthode tire parti de la nature bioluminescente de la réaction luciférine-luciférase. Essentiellement, l’enzyme luciférase exprimée par transgénique catalyse l’oxydation de la luciférine administrée, générant une lumière luminescente proportionnelle à la quantité de luciférase dans le tissu (Figure 1). Par conséquent, la réponse biologique mesurée est l’activité de la luciférase, qui a été validée comme une mesure appropriée de l’action locale de la TH14. Alors que le modèle THAI est applicable pour quantifier l’action de la TH dans pratiquement tous les tissus, l’imagerie in vivo se concentre principalement sur l’action de la TH dans l’intestin grêle (imagerie ventrale) et le tissu adipeux brun interscapulaire (BAT, imagerie dorsale)14.
Un avantage significatif de la technique d’imagerie in vivo est qu’elle élimine le besoin de sacrifier des animaux pour les mesures. Cela permet aux chercheurs de concevoir des expériences longitudinales et de suivi sous forme d’études autocontrôlées, réduisant ainsi le biais entre les sujets et le nombre d’animaux utilisés. Cet aspect est particulièrement crucial dans la caractérisation des PE, et la force et la polyvalence de la méthode à cette fin ont déjà été démontrées14,15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Le présent protocole a été examiné et approuvé par le Comité du bien-être animal de l’Institut de médecine expérimentale (PE/EA/1490-7/2017, PE/EA/106-2/2021). Les données présentées proviennent de14 souris THAI mâles de 3 mois (n = 3-6/groupe). Les animaux thaïlandais ont tendance à avoir des taches très pigmentées sur leur peau qui peuvent fausser les mesures. Par conséquent, recherchez des taches pigmentées sur la peau de la zone imagée après l’épilation. Les animaux n’ont pas besoin de conditions d’hébergement particulières, sauf si l’expérience l’exige spécifiquement (par exemple, un régime alimentaire spécial).
1. Traitement de l’hyperthyroïdie
REMARQUE : Un protocole général pour induire l’hyperthyroïdie chez la souris est fourni ici. Le guide ATA19 offre des explications détaillées sur le contexte des méthodes et des alternatives mentionnées.
- Dissoudre la T3 (3,5,3'-triiodothyronine, voir le tableau des matières) dans 40 mM de NaOH pour créer une solution mère à une concentration comprise entre 5 et 10 mg/mL.
- Diluer la solution mère avec une solution saline jusqu’à une concentration finale de 0,1 μg/μL.
- Injecter la solution de T3 diluée par voie intrapéritonéale (i.p.) à des animaux éveillés à un volume de 10 μL par gramme de poids corporel (bwg). Après 24 h, les animaux seront considérés comme hyperthyroïdiens.
REMARQUE : Le traitement T3 peut être remplacé par tout autre type de traitement. Le traitement n’affecte pas le protocole d’imagerie in vivo .
2. Traitement de l’hypothyroïdie
REMARQUE : Ici, seul un protocole général pour induire l’hypothyroïdie chez la souris est fourni. Le guideATA 19 décrit des explications détaillées sur le contexte des méthodes et des alternatives mentionnées.
- Passer à un régime alimentaire sans iode et ajouter du KClO4 et du méthimazole à l’eau de boisson (0,01 % de méthimazole, 0,05 % de KClO4) (voir tableau des matières).
- Remplacez la solution à boire régulièrement (tous les 2-3 jours) par une solution fraîche car le méthimazole est sensible à la lumière et se dégrade rapidement.
- Maintenez le régime de traitement pendant au moins 2 semaines, pas plus de 4 semaines. Les animaux perdront du poids et montreront de l’inconfort. Si les animaux bougent à peine, ont perdu une grande partie de leurs poils ou sont à peine conscients, utilisez un critère d’évaluation sans cruauté et éliminez-les par n’importe quelle méthode (en suivant les protocoles approuvés par l’institution).
- Poursuivre le traitement de l’hypothyroïdie lorsqu’il est associé à d’autres traitements pour prévenir la guérison potentielle de l’hypothyroïdie.
3. Imagerie in vivo
- Démarrez le logiciel compatible avec le système d’imagerie in vivo (voir Tableau des matériaux).
- Connectez-vous et attendez que le panneau « Assistant d’imagerie » se charge. Il s’agit d’un panneau plus petit en bas à gauche de la fenêtre.
- Sur l’assistant d’imagerie, lancez le refroidissement de l’appareil photo en cliquant sur Initialiser dans le panneau « Assistant d’image ». Cela permet à l’instrument d’exécuter un protocole de configuration, attendez qu’il se termine. Le panneau « Assistant d’imagerie » devient bleu et un voyant vert s’allume dans le panneau lorsque la température de la caméra est suffisamment basse et que l’instrument est prêt.
- Réglez la température du coussin chauffant à 30-37 °C pour garder les animaux mesurés au chaud.
REMARQUE : Continuez le protocole en attendant que la température de la caméra soit optimale. - Ne gardez pas ou ne traitez pas d’animaux à proximité de l’instrument. Évitez que des quantités excessives de cheveux circulent dans l’air autour de l’instrument.
- Anesthésier 1 à 3 animaux avec une injection intraveineuse de kétamine-xylazine (kétamine 50 mg/kg de poids corporel, xylazine 10 mg/kg de poids corporel, voir le tableau des matières). Sinon, si un système d’anesthésie à l’isoflurane est installé, suivez les protocoles approuvés par l’établissement pour utiliser l’anesthésie à l’isoflurane, en remplacement du mélange kétamine-xylazine.
REMARQUE : Les souris hypothyroïdiennes sont plus sensibles à la kétamine-xylazine ; Utilisez une demi-dose. - Utilisez un gel de protection oculaire pendant l’anesthésie.
- Vérifiez le réflexe de la pédale en pinçant les coussinets plantaires. Aucun réflexe de pédale ne confirme l’état de l’anesthésie sur plan chirurgical.
- Une fois l’anesthésie effectuée, retirez la fourrure des parties du corps imagées en utilisant la méthode d’épilation la plus appropriée (épilateur, rasage, crème, etc.). Assurez-vous qu’aucune fourrure n’est laissée sur les parties du corps imagées pour éviter la diffusion de la lumière luminescente.
- Dissoudre la Na-luciférine (voir le tableau des matières) dans 1 solution saline tamponnée au phosphate (PBS) à une concentration de 15 mg/mL. La luciférine est sensible à la lumière ; Évitez l’exposition directe à la lumière. Conservez la solution dans des tubes ambrés ou enveloppez-la dans du papier d’aluminium.
- Traiter les animaux rasés avec une solution de luciférine 10 μL/bwg i.p.
- Placez les animaux dans l’instrument avec le point central de la caméra marqué d’un « + » sur le pad. Assurez-vous d’un placement correct en vérifiant le quadrillage et en confirmant avec une seule capture « Photo » en cas de doute.
- Attendez 15 minutes après l’administration du substrat avant de prendre la première mesure. Pendant ce temps, réglez la durée d’imagerie dans le panneau « Image Wizard » sur 3 min pour la luminescence et cochez les cases Photo et Luminescence. La « photo » doit coïncider avec la luminescence pour identifier la source du signal mesuré.
REMARQUE : 15 minutes sont nécessaires pour une absorption optimale du substrat et une distribution tissulaire. Le signal luminescent plafonne 15 à 20 minutes après l’administration de luciférine. Le signal commence à diminuer lentement après le plateau. - Prenez la première mesure en cliquant sur Mesurer dans le panneau « Assistant d’imagerie ».
- Si l’imagerie ventrale et dorsale est effectuée, réorganisez les animaux pour que la deuxième partie du corps soit imagée immédiatement après la fin de la première.
- Une fois l’imagerie terminée, remettez les animaux dans leurs cages et continuez l’expérience avec le prochain groupe d’animaux.
- Laissez les animaux récupérer, ce qui prend généralement 1 à 2 heures au maximum. Placez un tube rempli d’eau tiède près des animaux pour faciliter la récupération et surveillez les signes vitaux tels que la respiration et la perfusion.
- Décidez du sort des animaux mesurés. Dans les données présentées dans cet article, les animaux mesurés ont été euthanasiés selon des protocoles approuvés par l’établissement pour les mesures ex vivo . Cependant, ce n’est pas nécessaire. Demandez-vous si l’euthanasie ou les expériences de suivi sont éthiques.
4. Analyse des données
- Ouvrez le fichier « ClickInfo » dans le logiciel. Un panneau nommé « Palette d’outils » pour l’analyse et l’édition d’images s’ouvrira sur le côté droit de la fenêtre.
- Convertissez l’échelle en luminance dans le coin supérieur gauche de l’image.
- Cliquez sur « Ajuster l’image ».
- Décidez du binning et de l’échelle de couleurs optimaux des images. Faites en sorte que toutes les images utilisent les mêmes paramètres.
- Cliquez sur « Outils de retour sur investissement » dans la « Palette d’outils ».
- Sélectionnez les centres d’intérêt en cliquant sur « Placer le ROI » dans les « outils ROI ». L’utilisation de ROI de même taille ou de tailles différentes peut également être utile selon le plan expérimental.
- Cliquez sur « Mesurer les ROI ». Une nouvelle fenêtre s’ouvrira avec les données des ROI placés. Exportez les données avec la commande Windows ctr + c-ctrl + v dans un logiciel d’organisation ou de statistiques de votre choix.
- Les données peuvent être exportées sous forme de flux total ou de luminance moyenne. Choisissez la variable la plus pertinente dans le cadre expérimental actuel.
- Poursuivre l’analyse des données conformément au plan expérimental. Il est recommandé de calculer individuellement les valeurs (de fond traitées) en tant qu'"effet mesuré chez un animal ».
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
En général, la luminance mesurée varie de magnitudes de 105 à 1010 p /s/s/ cm 2 / sr. Cependant, les valeurs exactes peuvent varier d’un animal à l’autre dans une même image et d’une image à l’autre. Par conséquent, la comparaison de données brutes peut être trompeuse. Il est crucial d’établir des signaux de contrôle et d’arrière-plan dans toutes les expériences, ce qui rend les conceptions autocontrôlées fortement recommandées.
La figure 2 présente des images et des données représentatives des vues ventrales et dorsales dans un dispositif expérimental impliquant des souris hypothyroïdiennes, eu- et hyperthyroïdiennes. Les signaux les plus faibles sont attendus chez les souris hypothyroïdiennes, tombant souvent en dessous de la limite inférieure de l’échelle de couleurs.
Les zones dépourvues de fourrure, telles que les coussinets plantaires, la queue et le nez, présentent des signaux basaux relativement élevés. Il est important de noter que le signal de la luciférase est influencé par le statut hormonal thyroïdien (TH), comme l’observe la figure 2. Curieusement, la figure 3 démontre que l’action de la TH est significativement augmentée dans le tissu adipeux brun (BAT) des souris THAI stressées par le froid14. Cependant, ce traitement n’a pas d’impact sur le signal de la luciférase dans les coussinets plantaires et la queue. Cette disparité souligne le potentiel d’actions TH nettement distinctes dans les tissus d’un même organisme. L’exposition au froid déclenche l’activation de la BAT, ce qui nécessite une régulation positive localisée de l’activation de la TH médiée par la déiodinase de type 220,21. Après 24 h d’exposition au froid, les niveaux de TH circulants restent inchangés, ce qui n’entraîne aucun changement de signal dépendant du TH dans les coussinets plantaires et la queue. En revanche, dans le scénario présenté à la figure 2, où des niveaux élevés de TH dans le sang augmentent en conséquence l’action de TH dans le coussinet plantaire, la queue et le BAT.
Les figures 2 et 3 révèlent des signaux robustes dans la région testiculaire. Ceci est attribué à l’expression basale élevée indépendante de la TH du transgène de la luciférase dans les testicules, une caractéristique du modèle THAI. Dans cet organe, le signal de la luciférase n’est pas affecté par les changements dans les niveaux de TH circulants.
Comme mentionné précédemment, les traitements hypo- et hyperthyroïdiens peuvent être remplacés par d’autres interventions, telles que l’analyse des composés perturbateurs endocriniens (PE). La figure 4 montre l’imagerie MTD dans une expérience de suivi de trois semaines impliquant le diclazuril, un médicament vétérinaire ayant un potentiel PE16. Les signaux entre les points temporels sont facilement distinguables et la méthode capture efficacement l’accumulation et la clairance du diclazuril.
Figure 1 : Concept et principes de fonctionnement de la construction THAI. (A) La construction THAI recombinante. Cette figure est adaptée de Mohácsik et al.14. (B) Illustration schématique de l’oxydation de la luciférine catalysée par la luciférase. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Images dorsales et ventrales représentatives de souris THAI hypo, eu- et hyperthyroïdiennes, ainsi qu’un diagramme d’intensité de l’activité de la luciférase. (A) Images représentatives de souris THAI hypo-, eu- et hyperthyroïdiennes. (B) Quantification des signaux en (A). Photon(s) moyen(s) ± MEB (n = 3). *P < 0,05 ; P < 0,001, déterminé par ANOVA à un facteur, suivi d’un test post hoc de Newman-Keuls. Cette figure est adaptée de Mohácsik et al.14. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Signaux de la patte, de la queue et du BAT avant et après le stress dû au froid, ainsi que diagramme de l’intensité lumineuse de l’activité de la luciférase. (A) Images dorsales représentatives des souris témoins et des souris THAI stressées par le froid. (B) Quantification des signaux en (A). Photon(s) moyen(s) ± SEM (n = 4). **P < 0,001, déterminé par le test t de Student. Cette figure est adaptée de Mohácsik et al.14. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Images BAT représentatives d’une étude de suivi de trois semaines sur le diclazuril, accompagnées d’un diagramme d’intensité lumineuse de l’activité de la luciférase. Les souris thaïlandaises ont été traitées par voie orale pendant 2 semaines avec 10 mg/bwkg/jour de diclazuril sous forme de suspension saline, suivies d’une semaine de récupération. (A) Quantification des signaux bioluminescents BAT en (B) avant, pendant et après le traitement au diclazuril. (B) Images dorsales représentatives de souris THAI avant, pendant et après le traitement par diclazuril. n = 4 à 6 souris/groupe ; la figure montre une boîte de Tukey de photon/s, α = 0,05 ; : p < 0,001. Cette figure est adaptée de Sinko et al.15. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Les menaces que représentent les perturbateurs endocriniens (PE) pour la santé humaine sont bien connues ; cependant, la recherche sur les perturbateurs endocriniens se heurte à des défis considérables. Ces défis sont en partie une conséquence de la complexité du système endocrinien. De nombreux perturbateurs endocriniens perturbent simultanément plusieurs systèmes endocriniens22. De plus, dans le contexte de l’économie des hormones thyroïdiennes (TH), il existe une couche supplémentaire de complexité due aux différences tissulaires dans la régulation de l’action des TH. Cette complexité offre une nouvelle perspective pour élargir l’évaluation de la signalisation TH en caractérisant l’action de TH dans divers tissus. Le défi est encore exacerbé par le métabolisme des composés, qui peuvent renforcer ou atténuer leurs effets sur le système endocrinien. Il est important de noter que les méthodes de criblage actuelles pour identifier les composés sont bien établies et fonctionnent avec des performances élevées 8,11. Cependant, il y a encore un manque de systèmes d’essai pour caractériser les effets et les conséquences spécifiques aux tissus des composés identifiés.
Le modèle murin THAI a été développé pour relever les défis de la caractérisation de l’économie des hormones thyroïdiennes spécifiques aux tissus. Son potentiel a été démontré dans diverses circonstances 14,15,16,18. Le modèle THAI offre un avantage dans la caractérisation des produits chimiques qui perturbent les hormones thyroïdiennes. Il est important de noter que le modèle n’est pas destiné au criblage rapide des composés, mais à fournir des informations sur les mécanismes de perturbation dans un modèle de mammifère in vivo.
Dans cet article, un protocole est présenté décrivant comment la souris THAI peut être utilisée pour des études d’imagerie in vivo . Cette méthode permet de tester des traitements affectant l’axe hypothalamus-hypophyse-thyroïde (HPT) et/ou l’action des hormones thyroïdiennes chez l’animal. Le protocole prend en charge les études autocontrôlées et les conceptions de suivi. De plus, le protocole peut être utilisé pour générer des animaux témoins avec divers états d’hormones thyroïdiennes, servant de références dans des contextes expérimentaux. Les traitements hypo- et hyperthyroïdiens présentés peuvent être remplacés, prolongés et combinés à d’autres traitements si nécessaire. Cette polyvalence est précieuse pour évaluer l’économie tissulaire des hormones thyroïdiennes, en particulier pour la caractérisation des perturbateurs endocriniens (EDC).
Les signaux d’imagerie in vivo sur la face dorsale proviennent du tissu adipeux brun (BAT), tandis que les signaux ventraux proviennent de l’intestin grêle14. Ainsi, la méthode caractérise principalement ces tissus, et la mesure d’autres parties du corps peut être difficile. Surmonter ces limitations techniques par l’exposition aux organes nécessite un examen attentif des implications éthiques et techniques.
La combinaison de l’imagerie in vivo avec des études ex vivo sur le modèle THAI permet d’évaluer la signalisation des hormones thyroïdiennes dans divers tissus et régions du cerveau14. Par exemple, la qPCR peut étendre et spécifier les effets observés dans l’imagerie in vivo . Cependant, cela sacrifie le suivi et les conceptions autocontrôlées, de sorte que les coûts et les avantages doivent être évalués. La combinaison de l’imagerie in vivo avec des mesures ex vivo est recommandée pour une investigation complète.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par le projet no. Le RRF-2.3.1-21-2022-00011, intitulé Laboratoire national de neurosciences translationnelles, a été mis en œuvre avec le soutien de la Facilité pour la reprise et la résilience de l’Union européenne dans le cadre du Programme Széchenyi Plan Plus.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3,5,3'-triiodothyronine (T3) | Merck | T2877 | |
| Animals, mice | THAI mouse | ||
| Eye protection gel | Oculotect | 1000 IU/g | |
| Falcon tube | Thermo Fisher Scientific | 50 mL volume | |
| Iodine-free chow diet | Research Diets | custom | |
| IVIS Lumina II in vivo imaging system | Perkin Elmer | - | |
| Ketamine | Vetcentre | E1857 | |
| Living Image software 4.5 | Perkin Elmer | - | provided with the instrument |
| Measuring cylinder | 250 mL | ||
| methimazole | Merck | M8506 | |
| Microfuge tubes | Eppendorf | For diluting treatment materials | |
| NaClO4 | Merck | 71852 | |
| Na-luciferin, substrate | Goldbio | 103404-75-7 | |
| NaOH | Merck | 101052833 | |
| Phoshphate buffer saline | Chem Cruz | sc-362302 | |
| Pipette | Gilson | For diluting treatment materials | |
| Pipette tips | Axygen | For diluting treatment materials | |
| Shaving cream/epilator/shaver | Personal preference | ||
| Syringe | B Braun | 1 mL volume | |
| Syringe needle | B Braun | 0.3 x 12 mm | |
| Xylazine | Vetcentre | E1852 |
References
- Larsen, P. R., Davies, T. F., Hay, I. D. Williams Textbook of Endocrinology. Wilson, J. D., Foster, D. W., Kronenberg, H. M., Larsen, P. R. , W.B. Saunders Co. 389-515 (1998).
- Gereben, B., et al. Cellular and molecular basis of deiodinase-regulated thyroid hormone signaling. Endocr Rev. 29 (7), 898-938 (2008).
- Fekete, C., Lechan, R. M. Central regulation of hypothalamic-pituitary-thyroid axis under physiological and pathophysiological conditions. Endocr Rev. 35 (2), 159-194 (2014).
- Bianco, A. C., et al. Paradigms of Dynamic Control of Thyroid Hormone Signaling. Endocr Rev. 40 (4), 1000-1047 (2019).
- Zoeller, R. T. Endocrine disrupting chemicals and thyroid hormone action. Adv Pharmacol. 92, 401-417 (2021).
- Guarnotta, V., Amodei, R., Frasca, F., Aversa, A., Giordano, C. Impact of chemical endocrine disruptors and hormone modulators on the endocrine system. Int J Mol Sci. 23 (10), 5710 (2022).
- La Merrill, M. A., et al. Consensus on the key characteristics of endocrine-disrupting chemicals as a basis for hazard identification. Nat Rev Endocrinol. 16 (1), 45-57 (2020).
- Fini, J. B., et al. An in vivo multiwell-based fluorescent screen for monitoring vertebrate thyroid hormone disruption. Environ Sci Technol. 41 (16), 5908-5914 (2007).
- Mughal, B. B., Fini, J. B., Demeneix, B. A. Thyroid-disrupting chemicals and brain development: an update. Endocr Connect. 7 (4), 160-186 (2018).
- Dong, M., Li, Y., Zhu, M., Li, J., Qin, Z. Tetrabromobisphenol a disturbs brain development in both thyroid hormone-dependent and -independent manners in xenopus laevis. Molecules. 27 (1), 249 (2021).
- Beck, K. R., Sommer, T. J., Schuster, D., Odermatt, A. Evaluation of tetrabromobisphenol A effects on human glucocorticoid and androgen receptors: A comparison of results from human- with yeast-based in vitro assays. Toxicology. 370, 70-77 (2016).
- Li, J., Li, Y., Zhu, M., Song, S., Qin, Z. A multiwell-based assay for screening thyroid hormone signaling disruptors using thibz expression as a sensitive endpoint in xenopus laevis. Molecules. 27 (3), 798 (2022).
- Myosho, T., et al. Preself-feeding medaka fry provides a suitable screening system for in vivo assessment of thyroid hormone-disrupting potential. Environ Sci Technol. 56 (10), 6479-6490 (2022).
- Mohacsik, P., et al. A Transgenic mouse model for detection of tissue-specific thyroid hormone action. Endocrinology. 159 (2), 1159-1171 (2018).
- Sinko, R., et al. Tetrabromobisphenol A and diclazuril evoke tissue-specific changes of thyroid hormone signaling in male thyroid hormone action indicator Mice. Int J Mol Sci. 23 (23), 14782 (2022).
- Sinko, R., et al. Different hypothalamic mechanisms control decreased circulating thyroid hormone levels in infection and fasting-induced non-thyroidal illness syndrome in male thyroid hormone action indicator mice. Thyroid. 33 (1), 109-118 (2023).
- Salas-Lucia, F., et al. Axonal T3 uptake and transport can trigger thyroid hormone signaling in the brain. Elife. 12, 82683 (2023).
- Liu, S., et al. Triiodothyronine (T3) promotes brown fat hyperplasia via thyroid hormone receptor alpha mediated adipocyte progenitor cell proliferation. Nat Commun. 13 (1), 3394 (2022).
- Bianco, A. C., et al. American thyroid association guide to investigating thyroid hormone economy and action in rodent and cell models. Thyroid. 24 (1), 88-168 (2014).
- Silva, J. E., Larsen, P. R. Adrenergic activation of triiodothyronine production in brown adipose tissue. Nature. 305 (5936), 712-713 (1983).
- Bianco, A. C., Silva, J. E. Intracellular conversion of thyroxine to triiodothyronine is required for the optimal thermogenic function of brown adipose tissue. J Clin Invest. 79 (1), 295-300 (1987).
- Caporale, N., et al. From cohorts to molecules: Adverse impacts of endocrine disrupting mixtures. Science. 375 (6582), 8244 (2022).
