L'imagerie in vivo des parasites Leishmania transgéniques dans un hôte en direct
Summary
Une<em> In vivo</em> Système d'imagerie est utilisée pour générer des mesures quantitatives de l'infection murin avec le protozoaire trypanosomatides<em> Leishmania</em>. C'est une méthode non invasive et non létales pour la détection des parasites exprimant la luciférase dans de nombreux tissus tout au long de chroniques<em> Leishmania</em> Spp. l'infection.
Abstract
Espèces distinctes de<em> Leishmania,</em> Un parasite protozoaire de la famille<em> Trypanosomatidae</em>, Causent généralement différentes manifestations de la maladie humaine. Les formes les plus courantes de maladie sont la leishmaniose viscérale (LV) et la leishmaniose cutanée (LC). Des modèles murins de la leishmaniose sont largement utilisés, mais la quantification des charges parasites lors de la maladie nécessite des souris murin d'être euthanasiés à différents moments après l'infection. Charges parasitaires sont ensuite mesurées soit par microscopie, en limitant la dilution d'essai, ou d'amplification PCR quantitative de l'ADN parasitaire. L'<em> In vivo</em> Système d'imagerie (IVIS) a un logiciel intégré qui permet la détection d'un signal bioluminescent associés à des cellules dans les organismes vivants. Tant pour minimiser l'utilisation d'animaux et de suivre l'infection longitudinalement dans les individus, dans des modèles in vivo pour l'imagerie<em> Leishmania</em> Spp. provoquant VL ou CL ont été établis. Les parasites ont été conçues pour exprimer la luciférase, et ces souris ont été introduites dans deux intradermique ou intraveineuse. Les mesures quantitatives de la bioluminescence de la luciférase de la conduite du transgénique<em> Leishmania</em> Parasites dans la souris ont été faites en utilisant IVIS. Souris individuelles peuvent être imagées à plusieurs reprises au cours des études longitudinales, nous permettant d'évaluer la variation inter-animal dans l'inoculum parasitaire expérimentale initiale, et d'évaluer la multiplication des parasites dans les tissus de la souris. Les parasites sont détectés avec une grande sensibilité dans les endroits cutanés. Bien qu'il soit très probable que le signal (photons / seconde / parasite) est plus faible dans les organes viscéraux profond que la peau, mais les comparaisons quantitatives des signaux dans superficielle par rapport sites profonds n'ont pas été faites. Il est possible que le nombre de parasites entre les sites de l'organisme ne peut pas être directement comparés, bien que la charge parasitaire dans les mêmes tissus peuvent être comparés entre les souris. Exemples d'une espèce visceralizing (<em> L. infantum chagasi</em>) Et une espèce causant la leishmaniose cutanée (<em> L. mexicana</em>) Sont affichés. La procédure IVIS peut être utilisé pour surveiller et analyser les modèles de petits animaux d'une grande variété de<em> Leishmania</em> Espèces causant des différentes formes de leishmaniose humaine.
Protocol
Discussion
Le système d'imagerie in vivo (IVIS) fournit une méthode pour l'imagerie des animaux entiers ou dans des modèles d'imagerie in vivo l'infection expérimentale de différentes formes de leishmaniose. 18,16 Le spp Leishmania. parasites peuvent être modifiées pour exprimer la luciférase de luciole à un niveau qui est détectée in vivo avec la technologie d'imagerie IVIS. Un des principaux avantages de cette méthode est qu'elle…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été financé en partie par une subvention d'examen du mérite du ministère des Anciens Combattants, par des subventions du NIH AI045540, AI067874, AI076233-01 et AI080801 (MEW), et par AI29646 (SMB). Le travail a été effectué en partie au cours de financement du CT et JG par le NIH T32 AI07511.
Materials
| Material Name | Type | Company | Catalogue Number | Comment |
|---|---|---|---|---|
| D-Luciferin Potassium Salt | Reagent | Caliper LifeSciences (Formerly Xenogen) | 122796 | |
| IVIS Imaging System 200 Series | Equipment | Caliper LifeSciences | Other IVIS models that can be used include: Lumina II, Lumina XR, Kinetic, and Spectrum. |
References
- Capul, A. A., Barron, T., Dobson, D. E., Turco, S. J., Beverley, S. M. Two functionally divergent UDP-Gal nucleotide sugar transporters participate in phosphoglycan synthesis in Leishmania major. J Biol Chem. 282, 14006-14017 (2007).
- LeBowitz, J. H., Coburn, C. M., McMahon-Pratt, D., Beverley, S. M. Development of a stable Leishmania expression vector and application to the study of parasite surface antigen genes. Proc Natl Acad Sci U S A. 87, 9736-9740 (1990).
- Mureev, S., Kushnir, S., Kolesnikov, A. A., Breitling, R., Alexandrov, K. Construction and analysis of Leishmania tarentolae transgenic strains free of selection markers. Mol Biochem Parasitol. 155, 71-83 (2007).
- Chakkalath, H. R. Priming of a beta-galactosidase (beta-GAL)-specific type 1 response in BALB/c mice infected with beta-GAL-transfected Leishmania major. Infect Immun. 68, 809-814 (2000).
- Sacks, D. L., Perkins, P. V. Identification of an infective stage of Leishmania promastigotes. Science. 223, 1417-1419 (1984).
- da Silva, R., Sacks, D. L. Metacyclogenesis is a major determinant of Leishmania promastigote virulence and attenuation. Infect Immun. 55, 2802-2806 (1987).
- Spath, G. F., Beverley, S. M. A lipophosphoglycan-independent method for isolation of infective Leishmania metacyclic promastigotes by density gradient centrifugation. Exp Parasitol. 99, 97-103 (2001).
- Scott, P., Caspar, P., Sher, A. Protection against Leishmania major in BALB/c mice by adoptive transfer of a T cell clone recognizing a low molecular weight antigen released by promastigotes. J Immunol. 144, 1075-1079 (1990).
- Belkaid, Y. The role of interleukin (IL)-10 in the persistence of Leishmania major in the skin after healing and the therapeutic potential of anti-IL-10 receptor antibody for sterile cure. J Exp Med. 194, 1497-1506 (2001).
- Wilson, M. E. Local suppression of IFN-gamma in hepatic granulomas correlates with tissue-specific replication of Leishmania chagasi. J Immunol. 156, 2231-2239 (1996).
- McElrath, M. J., Murray, H. W., Cohn, Z. A. The dynamics of granuloma formation in experimental visceral leishmaniasis. J Exp Med. 167, 1927-1937 (1988).
- Ato, M. Loss of dendritic cell migration and impaired resistance to Leishmania donovani infection in mice deficient in CCL19 and CCL21. J Immunol. 176, 5486-5493 (2006).
- Ahmed, S. Intradermal infection model for pathogenesis and vaccine studies of murine visceral leishmaniasis. Infect Immun. 71, 401-410 (2003).
- Kamala, T. Hock immunization: a humane alternative to mouse footpad injections. J Immunol Methods. 328, 204-214 (2007).
- Lang, T., Goyard, S., Lebastard, M., Milon, G. Bioluminescent Leishmania expressing luciferase for rapid and high throughput screening of drugs acting on amastigote-harbouring macrophages and for quantitative real-time monitoring of parasitism features in living mice. Cell Microbiol. 7, 383-392 (2005).
- Brittingham, A., Miller, M. A., Donelson, J. E., Wilson, M. E. Regulation of GP63 mRNA stability in promastigotes of virulent and attenuated Leishmania chagasi. Mol Biochem Parasitol. 112, 51-59 (2001).
- Roy, G. Episomal and stable expression of the luciferase reporter gene for quantifying Leishmania spp. infections in macrophages and in animal models. Mol Biochem Parasitol. 110, 195-206 (2000).
- Contag, C. H. Photonic detection of bacterial pathogens in living hosts. Mol Microbiol. 18, 593-603 (1995).
- Hardy, J., Margolis, J. J., Contag, C. H. Induced Biliary Excretion of Listeria monocytogenes. Infect. Immun. 74, 1819-1827 (2006).
- Lecoeur, H. Optimization of Topical Therapy for Leishmania major Localized Cutaneous Leishmaniasis Using a Reliable C57BL/6 Model. PLoS Negl Trop Dis. 1, e34-e34 (2007).
- Lang, T., Lecoeur, H., Prina, E. Imaging Leishmania development in their host cells. Trends Parasitol. 25, 464-473 (2009).
