Summary
Pour répondre aux besoins urgents de diagnostic de la dengue, nous présentons ici un dispositif d’analyse sur papier Dengue NS1 intégré à une application pour smartphone (DEN-NS1-PAD) pour quantifier la concentration de l’antigène NS1 de la dengue dans les échantillons cliniques de sérum/sang. Cette innovation améliore la gestion de la dengue en aidant à la prise de décision clinique dans divers contextes de soins de santé, même ceux aux ressources limitées.
Abstract
L’infection par le virus de la dengue (DENV), qui est transmise par les moustiques Aedes , est un problème majeur de santé publique dans les pays tropicaux et subtropicaux. Avec une incidence annuelle d’environ 10 millions de cas et 20 000 à 25 000 décès, en particulier chez les enfants, il est urgent de disposer d’outils de diagnostic pratiques. La présence de la protéine non structurelle 1 (NS1) de la dengue au début de l’infection a été liée à la libération de cytokines, aux fuites vasculaires et au dysfonctionnement endothélial, ce qui en fait un marqueur potentiel de la dengue sévère.
Les immunoessais sur papier tels que les tests à flux latéral (LFA) et les dispositifs d’analyse microfluidiques sur papier (PAD) ont gagné en popularité en tant que tests de diagnostic en raison de leur simplicité, de leur rapidité, de leur faible coût, de leur spécificité et de leur facilité d’interprétation. Cependant, les immunotests conventionnels sur papier pour la détection de la dengue NS1 reposent généralement sur une inspection visuelle, ne donnant que des résultats qualitatifs. Pour remédier à cette limitation et améliorer la sensibilité, nous avons proposé un test de détection de la dengue NS1 hautement portable sur un dispositif analytique sur papier (PAD), à savoir DEN-NS1-PAD, qui intègre une application pour smartphone comme lecteur colorimétrique et quantitatif. Le système de développement permet de quantifier directement les concentrations de NS1 dans les échantillons cliniques.
Des échantillons de sérum et de sang prélevés sur les patients ont été utilisés pour démontrer les performances du prototype du système. Les résultats ont été obtenus immédiatement et peuvent être utilisés pour une évaluation clinique, à la fois dans des établissements de santé bien équipés et dans des environnements à ressources limitées. Cette combinaison innovante d’un immunodosage sur papier et d’une application pour smartphone offre une approche prometteuse pour améliorer la détection et la quantification de l’antigène NS1 de la dengue. En augmentant la sensibilité au-delà des capacités de l’œil nu, ce système présente un grand potentiel pour améliorer la prise de décision clinique dans la prise en charge de la dengue, en particulier dans les zones reculées ou mal desservies.
Introduction
L’infection par le virus de la dengue (DENV) est la maladie transmise par les moustiques qui se propage le plus rapidement1, et plus de 390 millions de personnes sont infectées par 96 millions d’infections symptomatiques, 2 millions de cas de maladie grave et plus de 25 000 décès par an surviennent dans le monde 1,2. Selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS), environ 3,9 milliards de personnes sont exposées au risque de dengue ; ~70 % vivent dans les pays d’Asie-Pacifique et principalement en Asie du Sud-Est3. En 2019, le nombre de cas de dengue notifiés à l’OMS était de 4,2 millions, et la Thaïlande a contribué à au moins 136 000 cas de dengue et 144 cas de décès dus à l’infection par la dengue4. L’épidémie de dengue en Thaïlande se produit pendant la saison des pluies, d’avril à décembre, dans les zones urbaines et rurales, en particulier dans la région nord-est.
Les infections à DENV ont différentes manifestations cliniques allant des symptômes subcliniques, de la dengue légère à la dengue hémorragique sévère. La principale caractéristique de l’état sévère de DHF est une perméabilité vasculaire accrue suivie d’un choc et d’un dysfonctionnement des organes1. Comprendre la voie moléculaire qui peut causer la fuite vasculaire est très important pour développer des traitements efficaces contre la dengue. La protéine non structurale 1 (NS1) de la dengue est une glycoprotéine sécrétée au début de l’infection virale 5,6, et elle fonctionne comme un cofacteur pour la réplication de l’ARN viral7. NS1 peut déclencher la libération de cytokines et contribuer à la fuite vasculaire en se liant au récepteur de type Toll 4 (TLR4) et au glycocalyxendothélial 8,9. La recherche in vitro a montré que NS1 interagit avec les cellules endothéliales et induit l’apoptose. Cette condition peut contribuer à un dysfonctionnement endothélial et à une fuite vasculaire10. Les taux d’antigène NS1, corrélés aux taux sériques d’interleukine (IL)-10, ont augmenté de manière significative chez les patients atteints d’une maladie clinique sévère11. La dengue NS1 contribue également à la pathogenèse de la maladie en induisant l’IL-10 et en supprimant les réponses des lymphocytes T spécifiques à la DENV12,13. De plus, la protéine NS1 de la dengue était liée à une maladie clinique grave, et la concentration de NS1 > 600 ng mL-1 au cours des 3 premiers jours de la maladie était associée au développement de DHF14.
La persistance de l’antigène NS1 de la dengue chez les patients atteints de DHF pourrait être utilisée comme marqueur de la dengue sévère6. Il existe plusieurs méthodes pour détecter la NS1 dans les échantillons cliniques, telles que le test immuno-enzymatique (ELISA) et le test rapide15. La méthode ELISA est l’étalon-or pour mesurer la concentration de protéines NS1 en milieu clinique. Cependant, la méthode ELISA est coûteuse et nécessite du personnel qualifié et des installations de laboratoire16. Par conséquent, le développement de la technologie de détection et de quantification des protéines NS1 dans le test au point de service (POCT) est toujours en cours. Au cours de la dernière décennie, les immunoessais sur papier tels que les tests à flux latéral (LFA) et les dispositifs d’analyse microfluidique sur papier (μPAD) sont devenus populaires comme tests de diagnostic en raison de leur simplicité, de leur rapidité, de leur faible coût et de leur spécificité 17,18,19. Dans un immunoessai sur papier, plusieurs marqueurs ont été utilisés pour générer des signaux, tels que des nanoparticules d’or (AuNPs)20, des nanoparticules magnétiques21,22, des points quantiques23 et des matériaux de fluorescence24,25. Les AuNP sont les étiquettes les plus couramment utilisées dans les immunoessais sur papier en raison de leur faible coût de production, de leur facilité de fabrication, de leur stabilité et de leur lecture simple. Actuellement, les tests à flux latéral (LFA) pour la dengue NS1 sont utilisés en milieu clinique26,27. Cependant, la détection conventionnelle des étiquettes LFA se fait généralement à l’œil nu et ne fournit que des résultats qualitatifs.
Au cours de la dernière décennie, plus de 5 milliards de smartphones ont été largement utilisés dans le monde, et il existe un potentiel de développement de la détection portable28,29. Les smartphones ont des capacités multifonctionnelles telles que des capteurs physiques intégrés, des processeurs multicœurs, des appareils photo numériques, des ports USB, des ports audio, des logiciels sans fil et des logiciels d’application, ce qui les rend adaptés à une utilisation dans diverses plates-formes de biocapteurs30. De plus, les technologies sans fil permettent d’envoyer rapidement des données et peuvent être utilisées pour une surveillance en temps réel et sur site31. Mudanyali et al. ont combiné le test immunologique sur papier et les smartphones pour développer une plate-forme POCT portable, sans équipement, rapide, peu coûteuse et conviviale pour le paludisme, la tuberculose et le VIH32. Ling et al. ont rapporté un test à flux latéral combiné à l’appareil photo d’un smartphone pour détecter quantitativement l’activité de la phosphatase alcaline dans le lait33. Hou et al. ont également développé un système d’imagerie à double modalité basé sur un smartphone pour les signaux quantitatifs de la couleur ou de la fluorescence dans le test à flux latéral34. De plus, l’utilisation du smartphone comme lecteur colorimétrique et quantitatif peut améliorer la sensibilité alors que l’œil nu ne peut pas signaler avec certitude la présence de la cible35.
Présentant une percée dans le diagnostic de la dengue, le DEN-NS1-PAD 36,37,38 (ci-après dénommé l’appareil) offre une solution portable et efficace. Utilisant une technologie à base de papier microfluidique imprimé à la cire, ce dispositif quantifie NS1 avec une sensibilité et une spécificité élevées grâce au traitement d’image. Pour améliorer encore son utilité, nous avons développé une application conviviale pour smartphone pour la lecture colorimétrique et quantitative. La validation clinique à l’aide d’échantillons de patients provenant d’hôpitaux thaïlandais souligne son impact immédiat sur l’évaluation des patients en temps réel. Notre innovation marque une avancée cruciale dans la gestion rationalisée de la dengue au point d’intervention, promettant de révolutionner les diagnostics dans les paysages de soins de santé aux ressources limitées.
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Protocol
Le comité d’éthique du comité d’examen institutionnel du département médical de l’armée royale thaïlandaise, hôpital Phramongkutklao, Bangkok, Thaïlande (IRBRTA 1218/2562) a accordé son approbation. En réalisant cette étude, nous avons respecté toutes les règles éthiques nécessaires.
1. Fabrication du dispositif d’immunodosage sur papier
REMARQUE : Le dispositif d’immunodosage sur papier a été fabriqué selon les méthodes 36,37 précédemment établies et la demande de brevet thaïlandaise n° 19010081638.
- Conception et dessin de modèle : Concevez l’appareil d’analyse du papier (Figure 1A,B) avec 18 modèles de cire PAD sur un ordinateur.
REMARQUE : La conception est spécifique et destinée au papier de format A5. Le nombre de PAD est lié à la taille du papier, selon les besoins de l’utilisateur. - Imprimez le motif conçu sur le papier cellulosique à l’aide d’une imprimante à cire (Table des matériaux).
- Faire fondre le papier imprimé à la cire dans un four de laboratoire pendant 75 s à 150 °C. Par la suite, conservez-le dans une boîte en silice jusqu’à ce qu’il soit nécessaire pour les étapes suivantes.
- Appliquer 0,5 μL de poly-L-lysine (PLL) à 0,025 % sur les zones d’essai et de contrôle. Incuber à température ambiante (RT) pendant 2 min dans une boîte de silice puis chauffer au four à 65 °C pendant 5 min.
- Appliquer 0,5 μL de 1 μg μL-1 d’anticorps IgG anti-souris de chèvre sur la zone témoin et 0,5 μL de 1 μg μL-1 d’anticorps de capture sur la zone d’essai. Laissez sécher les gouttes dans une boîte de gel de silice à RT pendant 30 min.
- Appliquez 2 μL de tampon bloquant sur la zone de l’échantillon, 3 μL sur la zone conjuguée et 2 μL sur la zone de détection. Laissez sécher les gouttes à RT dans une boîte de gel de silice pendant 30 min.
- Appliquer 2 μL de solution complexe nanoparticule-anticorps d’or (AuNPs-Ab) sur la zone conjuguée et laisser sécher dans une boîte de gel de silice à RT pendant 30 min.
2. Assemblage de l’immunoessai sur papier
- Retirez délicatement le film protecteur au verso de la carte de support en plastique adhésive pour exposer l’adhésif.
- Alignez le papier cellulosique traité avec la carte de support en plastique adhésif et appuyez fermement sur les deux couches ensemble.
REMARQUE : Évitez de toucher le champ hydrophile pour minimiser le risque de contamination ou d’endommagement de l’appareil. - Appliquez un film plastique pour enduire le papier et pressez-les ensemble.
- Coupez le morceau d’appareils souhaité à l’aide de ciseaux dans des feuilles d’appareils entièrement assemblés.
- Les DEN-NS1-PAD (Figure 1C) sont maintenant prêts à l’emploi. Pour une stabilité à long terme, stockez-les à 4 °C.
3. Préparation du conjugué AuNPs-Ab
NOTE : Les AuNPs-Ab ont été préparés comme décrit précédemment par Prabowo et al.36.
- Combiner 10 μL d’anticorps anti-NS1 de 1 mg mL−1 dans du PBS, 1 mL de colloïde AuNPs à 40 nm et 0,1 mL de tampon de borate 0,1 M (pH 8,5).
- Faites tourner le mélange à 50 tr/min pendant 60 min et incubez à RT.
- Appliquer 0,1 mL de BSA à 10 mg mL−1 dans le BBS, tourner à 50 tr/min et incuber à RT pendant 15 min.
- Centrifuger la solution à 20 187 × g et 4 °C pendant 30 min.
- Pipeter soigneusement et séparer le surnageant des AuNPs-Ab précipités.
- Remettre en suspension les AuNPs-Ab dans 500 μL de BBS et les disperser par sonication.
- Répéter la centrifugation à 20 187 × g et 4 °C pendant 30 min.
REMARQUE : Répétez les processus de dispersion et de centrifugation 3 fois. - Ajouter 50 μL de tampon conjugué à la suspension, la rendant prête à être appliquée sur la zone conjuguée.
4. Développement d’applications mobiles
- Développement de traitement d’images et d’apprentissage automatique
- Rassemblez un ensemble de données pour un modèle d’image supervisé en collectant plus de 900 images à mise au point automatique des DEN-NS1-PAD, en capturant diverses conditions telles que différentes concentrations, marques de caméra (12-13 mégapixels), rotations (90° et 180°) et paramètres d’éclairage. Visez 30 images dans chaque condition spécifique.
- Étiquetez la vérité terrain en identifiant et en annotant deux régions d’intérêt comme zones de test et de contrôle dans les images collectées pour l’apprentissage supervisé.
- Concevez un algorithme pour identifier la bande d’arrière-plan. Localisez la ligne médiane entre les régions de test et de contrôle, calculez son point médian et établissez une région carrée proportionnelle à la taille moyenne des deux régions principales tout en conservant la même orientation de rotation.
- Créez un modèle de segmentation d’image à l’aide du jeu de données et des étiquettes de vérité terrain des étapes 4.1.1 et 4.1.2 pour entraîner un modèle de segmentation d’image pour identifier les régions d’intérêt.
- Algorithme d’application
- Appliquez le modèle de segmentation d’image entraîné à de nouvelles images pour localiser automatiquement les régions de test, de contrôle et d’arrière-plan.
- Utilisez des techniques de traitement d’image de base pour obtenir une valeur d’intensité unique pour chacune des trois régions d’intérêt (test, contrôle et arrière-plan).
- Transformez l’image en une représentation matricielle 3D (canal y, x) pour accéder aux valeurs des pixels.
- Convertissez l’image en niveaux de gris en faisant la moyenne des valeurs RVB et appliquez l’inversion avec la formule (255-x).
- Normalisez les valeurs de la zone de test et de contrôle en soustrayant la valeur de la zone d’arrière-plan.
- Utilisez la courbe d’étalonnage préétablie pour calculer la concentration de NS1.
- Classez les résultats comme positifs ou négatifs en fonction d’une valeur seuil de 0,1103 dérivée des intensités normalisées en niveaux de gris37.
5. Courbe d’étalonnage et sensibilités
- Préparer l’échantillon de NS1 dans le sérum humain pour l’étalonnage avec des concentrations de 0, 0,1, 0,2, 0,4, 0,6, 0,8 et 1,0 μg mL-1.
- Déposez 50 μL de chaque concentration sur la zone de l’échantillon et effectuez des mesures en trois exemplaires.
- Laissez les échantillons s’évacuer complètement dans l’appareil, ce qui peut prendre 20 à 30 minutes pour obtenir des résultats.
- Capturez des images de l’appareil à l’aide d’un appareil photo numérique ou d’un smartphone après 5 min d’incubation.
- Analysez les zones de test et de contrôle à l’aide d’ImageJ et d’une application mobile personnalisée.
- Construisez la courbe d’étalonnage à partir des données d’ImageJ et de l’application mobile.
- Calculer la limite à blanc (LOB), la limite de détection (LOD) et la limite de quantification (LOQ) à l’aide des équations (1-3) ci-dessous :
LOB = Moyenne des données vierges + 1:645* ð (écart type des données vierges) (1)
LD = LOB +1:645*ð (écart-type des données de concentration les plus faibles) (2)
LOQ = Moyenne des données vierges + 10*ð (écart-type des données vides) (3)
6. Réalisation d’un immunodosage sur papier avec des échantillons cliniques
- Prélever et traiter 300 μL de sang périphérique de 30 patients le premier jour de l’hospitalisation dans des tubes EDTA violets, conformément aux bonnes pratiques cliniques.
- Centrifuger le sang à 2 884 × g et 4 °C pendant 20 min.
- Transférez le composant liquide (plasma) dans un tube en polypropylène propre à l’aide d’une pipette.
- Conservez immédiatement le plasma au congélateur à −20 °C pour une analyse ultérieure.
- Appliquez 20 μL de plasma sur la zone de l’échantillon sur le dessus de l’appareil. Ensuite, ajoutez 30 μL de tampon de lavage (0,05 % v/v Tween 20 dans 1x solution saline tamponnée au phosphate).
- Laissez l’échantillon pénétrer complètement dans l’appareil, ce qui peut prendre 20 à 30 minutes pour obtenir les résultats.
- Capturez des images de l’appareil à l’aide d’un appareil photo numérique ou d’un smartphone après 5 minutes d’incubation à température ambiante.
- Analysez les zones de test et de contrôle à l’aide d’ImageJ et d’une application mobile personnalisée.
7. Quantification avec application mobile
REMARQUE : L’intensité du dosage immunologique sur papier est analysée dans l’application mobile (Figure 2).
- Ouvrez l’application mobile développée sur le smartphone.
- Sélectionnez Utiliser l’appareil photo ou Télécharger depuis la galerie pour choisir ou télécharger la source de données. Pour ce faire, capturez l’appareil photo ou sélectionnez une image dans la galerie de l’appareil.
- Accédez à la section analytique et appuyez sur le bouton Analyser à l’écran.
- Attendez que l’application analyse les données et affiche les résultats.
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Representative Results
Le choix d’une méthode de fabrication est essentiel pour garantir des performances de test reproductibles dans les dispositifs d’immunodosage sur papier. Dans notre étude, nous avons exploré divers procédés et matériaux de fabrication dans le contexte de la démonstration d’un immunoessai sur papier. La méthode que nous avons choisie utilise un système d’impression à la cire pour créer des barrières hydrophobes dans des dispositifs microfluidiques à base de papier. Cette approche se distingue par sa simplicité, sa rapidité et ses résultats cohérents. Il est à noter qu’il offre l’avantage d’éviter l’utilisation de produits chimiques photorésistants, qui ont le potentiel d’interférer avec l’adsorption des protéines et d’augmenter l’hydrophobicité du papier cellulosique. De plus, l’impression à la cire garantit des dimensions constantes des canaux fluidiques, contribuant à des performances de test reproductibles.
Après la formation de barrières hydrophobes, les réactifs nécessaires à l’immunoessai ont été appliqués sur la surface du papier cellulosique. Avec l’adsorption électrostatique, la PLL a aidé à l’immobilisation des biomolécules en interagissant à la fois avec la charge positive des groupes fonctionnels amines et l’anticorps chargé négativement. Cette étape facilite la modification et l’immobilisation des anticorps et l’application de conjugués marqueur-anticorps au cours des processus de fabrication. Il est important de noter que cette étape peut être menée en parallèle. L’assemblage des dispositifs d’immunodosage papier (DEN-NS1-PAD, comme le montre la figure 1A) est complété par l’empilement du papier modifié sur une carte de support en plastique adhésif et le laminage avec un film plastique.
L’objectif principal de cette étude est de développer une méthode conviviale utilisant un smartphone pour mesurer les concentrations de NS1. Cette approche pourrait être utilisée comme dispositif de test au point de service (POCT) à domicile et en milieu clinique. Compte tenu de la large gamme de concentrations de NS1 dans le sérum des patients, des modèles linéaires simples ont été utilisés sur la base des résultats de ces expériences. Pour chaque concentration de NS1, un ensemble de données comprenant trois dispositifs d’essai a été préparé. Les photos des appareils ont été capturées à l’aide d’un smartphone dans des paramètres standard et des conditions d’éclairage optimales, éliminant ainsi le besoin d’une boîte noire. La zone de test des PAD contient des anticorps monoclonaux NS1 contre la dengue de souris, tandis que la zone de contrôle contient des anticorps IgG anti-souris de chèvre. Avec un format d’essai sandwich, des concentrations plus élevées de NS1 dans les échantillons correspondent à une intensité accrue de la couleur rouge dans la zone d’essai. En revanche, l’intensité des couleurs dans la zone de contrôle reste relativement constante. La figure 1B présente des images de smartphone non traitées, qui offrent une observation visuelle avantageuse sans nécessiter d’équipement spécialisé.
À l’aide d’une application mobile dédiée, nous avons normalisé les intensités et calculé des modèles linéaires simples pour les concentrations de NS1 dopées dans les échantillons de sérum - la corrélation de coefficient (r2) obtenue à partir de l’application mobile. La corrélation des coefficients (r2) obtenue à partir de l’application mobile était de 0,92 (Figure 3), ce qui correspond aux attentes. Cette approche basée sur smartphone a surpassé l’observation à l’œil nu, améliorant considérablement la sensibilité de 178 %. De plus, la limite de blanc (LoB), la limite de détection (LoD) et la limite de quantification (LoQ) ont été calculées pour les intensités normalisées, comme indiqué dans le tableau 1.
Des échantillons cliniques réels ont été utilisés pour démontrer la fonctionnalité pratique des DEN-NS1-PAD en milieu clinique. L’immunodosage sur papier a produit des lectures qualitatives des couleurs en 20 à 30 minutes, permettant une détermination visuelle des résultats négatifs ou positifs. Des échantillons de sérum de patients suspectés de dengue ont été soumis à l’appareil. La figure 4 illustre et compare les résultats obtenus à la fois avec l’appareil et avec un test de diagnostic rapide (TDR) commercial. Le tableau 2 résume les résultats des lectures visuelles et du système basé sur smartphone. Le TDR commercial et l’appareil ont donné des résultats similaires, avec sept résultats positifs et 23 négatifs de la lecture visuelle. En revanche, le système de lecture basé sur smartphone appliqué exclusivement à l’appareil a rapporté neuf résultats positifs et 21 négatifs à partir d’échantillons cliniques.
Figure 1 : Images de DEN-NS1-PAD conçu et fabriqué. (A,B) Un seul canal de la barrière hydrophobe à motif de cire est conçu et représenté dans trois états (C) avant et (D,E) après l’introduction de la solution d’échantillon dans la zone désignée et montrant les résultats (D) négatifs et (E) positifs, respectivement. La solution de l’échantillon passe par le canal (voir la flèche étiquetée), interagissant avec les composants aux endroits clés - AuNPs-Ab dans la zone conjuguée, anticorps anti-NS1 dans la zone de test (indiquant un résultat positif pour la dengue NS1) et IgG anti-souris dans la zone témoin. Les résultats sont facilement observables à l’œil nu et peuvent être quantifiés par traitement d’image à l’aide d’un scanner à plat ou d’un appareil photo de smartphone. Abréviation : AuNPs-Ab = conjugué nanoparticules d’or-anticorps. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Captures d’écran de l’écran du téléphone à partir de l’application mobile (A) Écran utilisateur de l’application Android exécutée sur le téléphone mobile, (B) affichage de l’écran de l’application, (C) menu principal de l’application que les utilisateurs peuvent sélectionner pour utiliser l’appareil photo ou télécharger une image à partir de la galerie, (D) affichage d’une image connexe pour les tests, (E) affichage du compte à rebours à analyser, (F) l’affichage des résultats des tests, y compris l’intensité de la zone de test et de contrôle, la décision d’infection (positive/négative) et la concentration de NS1 dans l’échantillon. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Courbe d’étalonnage linéaire pour la détection de NS1 dans le sérum. L’appareil a été utilisé et les images interprétées par traitement via une application basée sur les données du smartphone. Les barres d’erreur indiquent ±1 écart-type, n = 3. Abréviations : T = zone d’essai ; C = zone de contrôle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Image de DEN-NS1-PAD provenant de l’essai clinique sur échantillons. Le sérum (50 μL) a été utilisé dans un essai immunologique sur papier. (A) Exemple de résultat négatif, (B) résultats positifs, (C) résultats globaux et comparaison du TDR par rapport à l’immunodosage sur papier. Abréviations : TDR = Test de diagnostic rapide ; Pos = positif ; Neg = négatif. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Paramètre | À l’œil nu | Application mobile |
| Limite de blanc (LoB) | - | 43,15 ng mL-1 |
| Limite de détection (LoD) | 200 ng mL-1 | 112,19 ng mL-1 |
| Limite de quantification (LoQ) | - | 373,58 ng mL-1 |
Tableau 1 : LoB, LoD et LoQ d’ImageJ et de l’application mobile sur la norme d’étalonnage des données NS1 dans le sérum. Abréviations : LoB = limite de blanc ; LoD = limite de détection ; Limite de quantification = limite de quantification.
| Patient No. | Yeux nus | Application pour smartphone | ImageJ | |
| RDT | Immunodosage sur papier | |||
| 1 | - | - | - | - |
| 2 | - | - | - | - |
| 3 | - | - | - | - |
| 4 | - | - | - | - |
| 5 | - | - | - | - |
| 6 | - | - | - | - |
| 7 | - | - | - | - |
| 8 | - | - | - | - |
| 9 | + | + | + | + |
| 10 | - | - | + | + |
| 11 | - | - | - | - |
| 12 | + | + | + | + |
| 13 | - | - | - | - |
| 14 | - | - | - | - |
| 15 | - | - | - | - |
| 16 | + | + | + | + |
| 17 | + | + | + | + |
| 18 | - | - | - | - |
| 19 | - | - | - | - |
| 20 | - | - | - | - |
| 21 | + | + | + | + |
| 22 | + | + | + | + |
| 23 | - | - | - | - |
| 24 | + | + | + | + |
| 25 | - | - | - | - |
| 26 | - | - | - | - |
| 27 | - | - | - | - |
| 28 | - | - | - | - |
| 29 | - | - | - | - |
| 30 | - | - | + | + |
Tableau 2 : Comparaison des résultats de la lecture visuelle et du système de lecture sur smartphone pour les échantillons de sérum. (+) et (-) indiquent des interprétations positives et négatives des résultats, respectivement.
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Discussion
L’un des paramètres de conception importants d’un système de lecture basé sur smartphone est la capacité à fournir un traitement d’image reproductible des échantillons. Dans cette étude, pour plus de simplicité et de commodité, les images ont été capturées à partir de trois marques de smartphones différentes avec des appareils photo de 12-13 MP sans utiliser de boîtier d’imagerie ou d’accessoires. Les conditions variables de capture d’image, telles que la résolution de la caméra, le temps de capture d’image, les conditions d’éclairage et l’environnement, peuvent influencer l’intensité des couleurs des points de test et de contrôle sur l’appareil. L’impact des différents temps de capture d’image sur l’éclairage et le séchage du PAD sur les intensités de signal des dispositifs a été minimisé en utilisant les intensités de signal normalisées, qui sont restées cohérentes entre les images capturées à différents moments36. La soustraction du signal de fond est apparue comme une stratégie pour améliorer la précision des mesures d’intensité des couleurs, atténuant efficacement l’influence des conditions d’éclairage. Notre résultat s’aligne sur des recherches antérieures soulignant l’efficacité des techniques de soustraction de base ou de fond pour minimiser les effets environnementaux39,40.
Le débat en cours autour de la supériorité de l’utilisation d’un boîtier d’imagerie ou d’une méthode sans accessoire a des implications pour le traitement de l’image39,41. Un boîtier d’imagerie peut améliorer la robustesse des résultats de traitement d’imageen minimisant les variations des conditions d’imagerie 41,42,43. Dans cette étude, nous avons utilisé une application mobile basée sur l’apprentissage automatique dans le cloud pour le traitement d’images. Cette approche exploite l’apprentissage automatique au sein d’une plateforme basée sur le cloud pour classer, extraire et enrichir automatiquement les données d’image. L’application a identifié et traité efficacement la région d’intérêt dans les images, englobant les zones d’arrière-plan, de test et de contrôle. Cette étape a été cruciale pour différencier ces zones38. Des recherches antérieures suggèrent que le traitement d’images impliquant l’apprentissage automatique permet une classification supérieure entre les résultats pour les échantillons de contrôle et les échantillons de test 43,44,45. Dans cette étude, l’utilisation de l’emplacement fixe et de la soustraction de l’arrière-plan a généré un signal de fond cohérent à partir des μPAD de cellulose, améliorant la cohérence et la précision de la classification des lectures fournies par l’application mobile40,43.
En ce qui concerne les performances constantes dans la démonstration d’un immunoessai sur papier, la méthode de fabrication joue un rôle important. Dans une étude précédente36, plusieurs conditions d’optimisation de la méthode de conception et de fabrication de DEN-NS1-PAD, telles que les concentrations de PLL, de substance bloquante et d’anticorps NS1, ont été étudiées. L’appareil a testé avec succès NS1 dans le tampon, la culture cellulaire et le sérum humain à la fois qualitativement et quantitativement.
Les effets de matrice provenant des composants du sérum peuvent interférer avec la limite de détection du dispositif lors du test des échantillons de sérum. Cependant, les résultats indiquent que l’immunoessai mis au point a permis de détecter avec succès les concentrations de NS1 dans les échantillons de sérum, produisant des résultats comparables à ceux du TDR commercial (tableau 2). Les résultats apparents obtenus à l’aide de l’inspection visuelle et de l’application mobile (figure 4) ont été observés, soulignant l’efficacité du test pour les tests sériques. Bien que la viscosité plus élevée du sérum puisse affecter les temps d’analyse, elle n’entrave pas l’interprétation des résultats36. L’utilisation d’une application mobile peut fournir des résultats plus positifs pour les tests d’échantillons, car l’utilisation d’une application mobile améliore considérablement la sensibilité des tests d’échantillons46. Il convient de noter que d’autres comparaisons avec des tests moléculaires tels que RT-PCR 15,47,48 pour la dengue NS1 sont nécessaires pour déterminer les résultats potentiels faux positifs ou faux négatifs.
Une limite notable de cette étude survient lorsque l’on considère une matrice d’échantillon plus complexe telle que le sang. Les composants présents dans le sang pourraient en effet interférer avec la limite de détection de l’appareil. Dans de tels cas, l’utilisation de tampons absorbants supplémentaires pour améliorer l’absorption du tampon de fonctionnement représente une solution potentielle. Cette modification peut favoriser la coagulation sanguine, en tirant parti des propriétés hémostypiques de la cellulose en influençant les plaquettes sanguines49. Une autre approche consiste à appliquer des gouttes salines à 4 % (p/v) sur le tampon d’échantillon pour améliorer la coagulation sanguine. Des recherches antérieures ont démontré que des sels tels que le chlorure de calcium et le chlorure de sodium induisent la coagulation des globules rouges (GR)50,51. Le Na+ peut déstabiliser la suspension des globules rouges dans le sang en supprimant la double couche électrique à la surface des globules rouges et en réduisant la répulsion de charge entre les globules rouges. De plus, une forte concentration de sel induit également une agrégation sanguine52. De plus, la charge de valence contre-ionique du Na+ supprime l’épaisseur de la double couche chargée de globules rouges, conduisant à l’agrégation des globules rouges dégonflés. L’ajout d’une solution saline (NaCl) à 4 % (p/v) facilite la séparation du plasma sur papier cellulosique51. Cependant, une optimisation minutieuse de la concentration de solution saline est nécessaire pour éviter d’induire des effets indésirables sur l’agrégation sanguine et l’agrégation des nanoparticules d’or53,54.
Les imprimantes à cire commerciales offraient une combinaison idéale de coût et de simplicité de prototypage. Comme ces imprimantes ont été abandonnées en 2016, d’autres méthodes de fabrication étaient nécessaires, telles que l’impression à jet d’encre55, la sérigraphie56 et la photolithographie57. Une imprimante de toner de bureau est un bon candidat pour la fabrication de μPAD. La résine polyester contenue dans le toner crée des motifs hydrophobes à 200 °C pendant 60 min avec différents motifs58.
L’anticorps NS1 de sérotype deux, tel que spécifié par la société, a été utilisé dans cette recherche. Cependant, nous avons constaté que cet anticorps interagit également avec tous les sérotypes36,37. Les sensibilités pour la détection du DENV-4 sont plus faibles (87,5 %) que celles des autres sérotypes. La sensibilité de DENV-1 et DENV-2 est d’environ 88,89 %, et celle de DENV-3 est de 100 %37. Ces résultats concordent avec ceux de recherches antérieures, qui ont également fait état d’une sensibilité plus faible du TDR au DENV-4 par rapport aux autres sérotypes59. La sensibilité globale de l’appareil est de ~88,89 %, avec une spécificité d’environ 86,67 %. Il convient de noter que la sensibilité réelle du DEN-NS1-PAD peut dépasser celle du TDR commercial. Cependant, le TDR démontre une valeur prédictive positive (VPP) de 84,62 % et une précision de 87,67 %. Notamment, le DEN-NS1-PAD a mieux détecté l’infection par la dengue dans les 5 à 6 premiers jours, alors que le TDR n’est efficace que dans les 5 premiers jours37.
En résumé, la combinaison d’un immunodosage portable sur papier (DEN-NS1-PAD) avec une application pour smartphone est très prometteuse pour la mesure de la dengue NS1. L’application mobile améliore considérablement la sensibilité et l’efficacité de la quantification de NS1 dans les échantillons de sérum par rapport à l’observation à l’œil nu. Les avantages de l’application mobile comprennent un temps d’analyse réduit, une convivialité et une compatibilité avec divers smartphones, positions et conditions d’éclairage. Cependant, d’autres améliorations sont nécessaires pour améliorer la sensibilité et les performances. Parallèlement, la modification de l’immunodosage sur papier est nécessaire pour améliorer ses performances lors du traitement d’échantillons de sang. De plus, des évaluations complètes sont nécessaires pour détecter la dengue à l’aide d’un nombre plus important de sérotypes de primo-infection et d’échantillons sélectionnés prélevés sur divers patients (enfants et adultes).
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Acknowledgments
M.H.P. remercie l’Universitas Islam Indonesia (UII) pour le fonds de recherche de bourses. Les auteurs expriment leur gratitude à M. Nutchanon Ninyawee pour son expertise et son aide précieuses tout au long du développement de l’application mobile et de ses contributions au manuscrit. En outre, les auteurs apprécient le soutien financier apporté par Thailand Science Research and Innovation (TSRI), Fonds de recherche fondamentale : Exercice 2023 (projet no. FRB660073/0164) dans le cadre du programme Smart Healthcare de l’Université de technologie du roi Mongkut, Thonburi.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Materials | |||
| 0.1 M phosphate-buffered saline (PBS, pH 7.2) | |||
| BBS containing 0.1% Tween 20, 10% sucrose, and 1% casein | the conjugate area treatment and blocking buffer | ||
| Borate buffered saline (BBS) (25 mM sodium borate and 150 mM sodium chloride at pH 8.2) supplemented with 1% BSA | the washing buffer during the conjugation process AuNPs with the antibody | ||
| Boric acid | Merck | 10043-35-3 | |
| Bovine serum albumin fraction V (BSA) | PAA Lab GmbH (Germany) | K41-001 | |
| Casein | Merck | 9005-46-3 | |
| Chromatography paper Grade 2 | GE Healthcare | 3002-911 | |
| Clear laminate film | 3M (Stationery shops) | ||
| Disodium hydrogen phosphate | Merck | 7558-79-4 | |
| Double tape side | Stationery shops | ||
| Goat anti-mouse IgG antibody | MyBiosource (USA) | MBS435013 | |
| Gold nanoparticles (40 nm) | Serve Science Co., Ltd. (Thailand) | ||
| Human IgG polyclonal antibody | Merck | AG711-M | |
| Mouse dengue NS1 monoclonal antibody | MyBiosource (USA) | MBS834415 | |
| Mouse dengue NS1 monoclonal antibody | MyBiosource (USA) | MBS834236 | |
| NS1 serotype 2 antigens | MyBiosource (USA) | MBS 568697 | |
| PBS 1X containing 0.1% Tween 20 was used as t | elution buffer | ||
| Plastic backing card 10x30 cm | Pacific Biotech Co., Ltd. (Thailand) | ||
| Poly-L-lysine (PLL) | Sigma Aldrich | P4832 | |
| Potassium Chloride | Merck | 104936 | |
| Potassium monophosphate | Merck | 104877 | |
| Sodium Chloride | Merck | 7647-14-5 | |
| Sodium tetraborate | Sigma Aldrich | 1303-96-4 | |
| Sucrose | Merck | 57-50-1 | |
| Tween 20 | Sigma Aldrich | 9005-64-5 | |
| Instruments | |||
| CytationTM 5 multimode reader | BioTek | ||
| Mobile phones | Huawei Y7, iPhone 11, Samsung a20 | ||
| Photo scanner | Epson Perfection V30 | ||
| Oven | Memmert | ||
| Wax printer | Xerox ColorQube 8880-PS | ||
| Software | |||
| Could AutoML Vision Object Detection documentation | Google Cloud | ||
| ImageJ | National Institute of Health, Bethesda, MD, USA | ||
| Inkscape 0.91 Software |
References
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