Summary

のマウスモデル子宮内で移植

Published: January 27, 2011
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Summary

のマウスモデル<em>子宮内で</em>移植は、胎児の幹細胞移植や遺伝子治療の潜在的な臨床応用を研究するために使用できる多目的なツールです。このプロトコルでは、我々はこの手法を実行する一般的なアプローチを提示

Abstract

子宮内で幹細胞とウイルスの移植は、ヒトの胎児に先天性疾患を治療するための大きな可能性を秘めています。例えば、造血幹細胞の子宮内移植(IUT) 正常いくつかの他の条件で重症複合免疫不全。1,2の患者を治療するために使用されている、しかし、IUTが成功することなく試みられている。3に、これら混合の結果を考えると、可用性が幹細胞移植や遺伝子治療の生物学的後遺症を研究するために効率的なモデル非ヒトからこの分野を前進させることが重要です。我々と他の野生型マウス4-7、遺伝性疾患とのそれら両方の子宮内移植造血幹細胞の生着の成功に影響を及ぼす要因を調べるためにIUTのマウスモデルを使用している。8,9胎児の環境もかなりの利点を提供子宮内遺伝子治療の成功。例えば、アデノウイルス10の配信、アデノ随伴ウイルス10は 、胎児へのレトロウイルス11、およびレンチウイルスベクター12,13は、長期的な遺伝子発現による注射部位から遠く離れた複数の臓器の形質導入をもたらした。 子宮内で遺伝子治療は、したがって、そのような筋ジストロフィーや嚢胞性線維症のような単一遺伝子疾患の可能な治療戦略として考えることができる。 IUTのもう一つの潜在的な利点は、特定の抗原に対する免疫寛容を誘導する能力です。として血友病、この蛋白質に対する耐性の早期開発の成果の第IX因子の導入とマウスで見られる。14

潜在的な人間の治療法を検討する上での使用に加えて、IUTのマウスモデルでは、発達と幹細胞生物学の基本的な質問を研究する強力なツールとなります。例えば、一つの誘導または阻害する特異的な遺伝子発現が定義されて妊娠の段階でと発達経路を操作するための様々な小分子を提供することができます。これらの変化の影響は、最初の移植後の種々の時点で評価することができます。さらに、一つは非照射の幹細胞の分化を研究するために胎児の環境に多能性や系統特異的前駆細胞を移植し、ホスト環境を摂動することができます。

IUTのマウスモデルは、すでに免疫学の分野、及び発達と幹細胞生物学の中で数多くの洞察を提供しています。このビデオベースのプロトコルでは、我々はマウス胎児でIUTを実行するためのステップバイステップのアプローチを説明し、重要なステップと、この技術の潜在的な落とし穴を概説。

Protocol

1。インジェクションピペットの準備ガラスピペットの分離は15秒(キャリブレーションについては、製造元の指示を参照)内で発生するようにピペットプラーをキャリブレーション。ピペットは、それが分離テーパーを持つことになります。 テーパーの初めからピペットの端までの距離が1.05センチメートルに1.04センチメートルになるようにピペットの先端をカット。ピペッ?…

Discussion

50年以上も前、ビリンガム、ブレント、そしてメダウォアは外国のタンパク質に対する免疫寛容を誘導するためにマウスで子宮移植使用されている。16はその時以来、このテクニックのいくつかのバリエーションは、免疫学、幹細胞生物学の問題に対処するために使用されている。

ここで詳細なプロトコルは、IUTのための最もアクセスのいずれか?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

再生医療の臨床フェロー研修グラント()のためのカリフォルニア工科大学、国立科学財団(MW)、アイリーンPerstein賞(TCM)、米国外科学会(TCM)、アメリカ小児外科学会(:私達は私達の資金源に感謝TCM)、およびダイムの月(TCM)。

Materials

Material Name Type Company Catalogue Number Comment
Pipettes   Kimble 71900-100  
Pipette puller   Sutter Instruments Company Model P-30  
Microinjector   Narishige IM-300  
Pipette sharpener   Sutter Instruments Company Model BV-10  

References

  1. Flake, A. W. Treatment of X-linked severe combined immunodeficiency by in utero transplantation of paternal bone marrow. N Engl J Med. 335, 1806-1810 (1996).
  2. Wengler, G. S. In-utero transplantation of parental CD34 haematopoietic progenitor cells in a patient with X-linked severe combined immunodeficiency (SCIDXI). Lancet. 348, 1484-1487 (1996).
  3. Flake, A. W., Zanjani, E. D. in utero hematopoietic stem cell transplantation: ontogenic opportunities and biologic barriers. Blood. 94, 2179-2191 (1999).
  4. Merianos, D. J. Maternal alloantibodies induce a postnatal immune response that limits engraftment following in utero hematopoietic cell transplantation in mice. J Clin Invest. 119, 2590-2600 (2009).
  5. Peranteau, W. H., Endo, M., Adibe, O. O., Flake, A. W. Evidence for an immune barrier after in utero hematopoietic-cell transplantation. Blood. 109, 1331-1333 (2007).
  6. Kim, H. B., Shaaban, A. F., Yang, E. Y., Liechty, K. W., Flake, A. W. Microchimerism and tolerance after in utero bone marrow transplantation in mice. J Surg Res. 77, 1-5 (1998).
  7. Durkin, E. T., Jones, K. A., Rajesh, D., Shaaban, A. F. Early chimerism threshold predicts sustained engraftment and NK-cell tolerance in prenatal allogeneic chimeras. Blood. 112, 5245-5253 (2008).
  8. Mackenzie, T. C., Shaaban, A. F., Radu, A., Flake, A. W. Engraftment of bone marrow and fetal liver cells after in utero transplantation in MDX mice. J Pediatr Surg. 37, 1058-1064 (2002).
  9. Hayashi, S. Mixed chimerism following in utero hematopoietic stem cell transplantation in murine models of hemoglobinopathy. Exp Hematol. 31, 176-184 (2003).
  10. Bouchard, S. Long-term transgene expression in cardiac and skeletal muscle following fetal administration of adenoviral or adeno-associated viral vectors in mice. J Gene Med. 5, 941-950 (2003).
  11. Meza, N. W. Rescue of pyruvate kinase deficiency in mice by gene therapy using the human isoenzyme. Mol Ther. 17, 2000-2009 (2009).
  12. MacKenzie, T. C. Efficient transduction of liver and muscle after in utero injection of lentiviral vectors with different pseudotypes. Mol Ther. 6, 349-358 (2002).
  13. MacKenzie, T. C. Transduction of satellite cells after prenatal intramuscular administration of lentiviral vectors. J Gene Med. 7, 50-58 (2005).
  14. Sabatino, D. E. Persistent expression of hF.IX After tolerance induction by in utero or neonatal administration of AAV-1-F.IX in hemophilia B mice. Mol Ther. 15, 1677-1685 (2007).
  15. Mellor, A. L., Munn, D. H. Immunology at the maternal-fetal interface: lessons for T cell tolerance and suppression. Annu Rev Immunol. 18, 367-391 (2000).
  16. Billingham, R. E., Brent, L., Medawar, P. B. Actively acquired tolerance of foreign cells. Nature. 172, 603-606 (1953).
  17. Endo, M. Gene transfer to ocular stem cells by early gestational intraamniotic injection of lentiviral vector. Mol Ther. 15, 579-587 (2007).
  18. Waddington, S. N. Long-term transgene expression by administration of a lentivirus-based vector to the fetal circulation of immuno-competent mice. Gene Ther. 10, 1234-1240 (2003).
  19. Schachtner, S., Buck, C., Bergelson, J., Baldwin, H. Temporally regulated expression patterns following in utero adenovirus-mediated gene transfer. Gene Ther. 6, 1249-1257 (1999).
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Cite This Article
Nijagal, A., Le, T., Wegorzewska, M., MacKenzie, T. C. A Mouse Model of in Utero Transplantation. J. Vis. Exp. (47), e2303, doi:10.3791/2303 (2011).

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