Summary

Die Beurteilung Signaling Eigenschaften von ektodermale Epithel Während Craniofacial Entwicklung

Published: March 24, 2011
doi:

Summary

Dieser Artikel beschreibt ein Gewebetransplantation Technik, die entwickelt, um die Signal-und Strukturierungs-Eigenschaften der Oberfläche cephalica Ektoderm während kraniofazialen Entwicklung Test war.

Abstract

Die Zugänglichkeit der Vogelembryonen hat dazu beigetragen, experimentelle Embryologie verstehen das Schicksal der Zellen während der Entwicklung und der Rolle der Gewebe-Wechselwirkungen, die Strukturierung und Morphogenese von Wirbeltieren (z. B. 1, 2, 3, 4) zu regulieren. Hier zeigen wir eine Methode, die diese Zugänglichkeit nutzt die Signalisierungs-und Strukturierungs-Eigenschaften der ektodermalen Gewebe während Gesichts-Entwicklung zu testen. In diesen Experimenten, schaffen wir Wachtel-Küken 5 oder Maus-chick 6 Chimären durch Transplantation der Oberfläche cephalica Ektoderm, dass der Oberkiefer von Wachteln oder Maus deckt entweder auf der gleichen Region oder einer ektopischen Region Hühnerembryonen. Die Verwendung von Wachteln als Spendergewebe zur Transplantation in chicks wurde entwickelt, um die Vorteile eines nucleolar Marker in Wachteln, aber nicht chick Zellen tragen, sodass Ermittler zu hosten und zu Spendergewebe 7 unterscheiden. Ebenso ist eine sich wiederholende Element in der Maus-Genom und ist ubiquitär exprimiert, das uns erlaubt, Host-und Spendergewebe in Maus-chick Chimären 8 unterscheiden. Die Verwendung von Maus Ektoderm als Spendergewebe wird erheblich erweitern unser Verständnis dieser Gewebe-Wechselwirkungen, denn dies wird es uns ermöglichen, die Signalisierung Eigenschaften des Ektoderms aus verschiedenen mutierten Embryonen zu testen.

Protocol

1. Vorbereiten des Spendergewebe Bereiten Kulturmedien, schärfen Glas Stifte, schärfen Wolfram Nadeln. Sammeln Embryo aus der Schale, in eiskaltem PBS waschen. Mit einer 10 ml-Spritze und eine 18-Gauge-Nadel entfernen 1,0 ml Albumin aus dem spitzen Ende der Eierschale. Machen Sie ein kleines Loch an der Oberseite des Gehäuses mit dem Punkt der Schere, und schneiden Sie dann eine kreisrunde Öffnung, um den Embryo aussetzen Entfernen Sie den Ko…

Discussion

Mit dieser Transplantation Methode konnten wir feststellen, dass die Ektoderm Signalisierung Informationen, die dorsoventrale Polarität und proximodistalen Erweiterung des Oberkiefers regelt enthält. Die Ähnlichkeit der Ergebnisse bei der Verwendung von Wachteln oder Maus Ektoderm, und die Erhaltung der molekularen Signale in diesem Gewebe unter vielen Arten 6,11 bedeutet, dass eine hoch konservierte Signalisierung Zentrum unter den Wirbeltieren ist. Darüber hinaus haben andere Forscher ähnliche Technike…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde von R01-R01-DE018234 und DE019638 finanziert.

Materials

Material Name Type Company Catalogue Number Comment
1x PBS   TEK TEKZR114  
DMEM   UCSF CCFDA003  
BSA   SIGMA A7906  
Dispase   GIBCO 17105-041  
35×10 mm Petri dish   Falcon 1008  
No. 5 Dumont forceps   Fine Science Tools 11252-20  
Scissors   Fine Science Tools 14058-11  
Spring Scissors   Fine Science Tools 15010-11  
Needle holder   Fine Science Tools 26016-12  
Tungsten Needle   Fine Science Tools 26000  
Microcapillary tube   Drummond Scientific Company 3-000-225-G  
Pasteur Pipets   Fisher 13-678-6B  
Spring scissors   Fine Science Tools 15010-11  
Blade holder   Fine Science Tools 10052-11  
Razor blade   Fine Science Tools 10050-00  

References

  1. Noden, D. M. The Role of the Neural Crest in Patterning of Avian Cranial Skeletal, Connective, and Muscle Tissues. Developmental Biology. 96, 144-144 (1983).
  2. Bronner-Fraser, M., Stern, C. Effects of Mesodermal Tissues on Avian Neural Crest Cell Migration. Developmental Biology. 143, 213-213 (1991).
  3. Schneider, R. A. Neural crest can form cartilages normally derived from mesoderm during development of the avian head skeleton. Developmental Biology. 208, 441-441 (1999).
  4. Couly, G. Interactions between Hox-negative cephalic neural crest cells and the foregut endoderm in patterning the facial skeleton in the vertebrate head. Development. 129, 1061-1061 (2002).
  5. Evans, D. J., Noden, D. M. Spatial relations between avian craniofacial neural crest and paraxial mesoderm cells. Dev Dyn. , (2006).
  6. Hu, D., Marcucio, R., Helms, J. A. A zone of frontonasal ectoderm regulates patterning and growth in the face. Development. 130, 1749-1749 (2003).
  7. Hu, D., Marcucio, R. S. Unique organization of the frontonasal ectodermal zone in birds and mammals. Dev Biol. 325, 200-200 (2009).
  8. Le Lièvre, C. S., Le Douarin, N. M. Mesenchymal derivatives of the neural crest: analysis of chimaeric quail and chick embryos. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 34, 125-125 (1975).
  9. Bollag, R. J. Use of a repetitive mouse B2 element to identify transplanted mouse cells in mouse-chick chimeras. Exp Cell Res. 248, 75-75 (1999).
  10. Korn, M. J., Cramer, K. S. Windowing chicken eggs for developmental studies. J Vis Exp. , (2007).
  11. Eames, B. F., Schneider, R. A. Quail-duck chimeras reveal spatiotemporal plasticity in molecular and histogenic programs of cranial feather development. Development. 132, 1499-1499 (2005).
  12. Odent, S. Expression of the Sonic hedgehog (SHH ) gene during early human development and phenotypic expression of new mutations causing holoprosencephaly. Hum Mol Genet. 8, 1683-1683 (1999).
  13. Szabo-Rogers, H. L. Novel skeletogenic patterning roles for the olfactory pit. Development. 136, 219-219 (2009).

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Cite This Article
Hu, D., Marcucio, R. S. Assessing Signaling Properties of Ectodermal Epithelia During Craniofacial Development. J. Vis. Exp. (49), e2557, doi:10.3791/2557 (2011).

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