Summary

Mikropipette Aspirasjon av substrat-tilkoblede celler å anslå Cell Stivhet

Published: September 27, 2012
doi:

Summary

Her beskriver vi en rask og enkel metode for å måle celle stivhet. Det generelle prinsipp ved denne tilnærmingen er å måle membran deformasjon i respons til veldefinerte undertrykk påføres gjennom en mikropipette til celleoverflaten. Denne metoden gir et kraftig verktøy for å studere biomekaniske egenskaper substrat-tilkoblede celler.

Abstract

Økende antall studier viser at biomekaniske egenskapene til individuelle celler spiller store roller i flere cellulære funksjoner, inkludert celleproliferasjon, differensiering, migrasjon og celle-celle interaksjoner. De to sentrale parametre av cellulære biomekanikk er cellulær deformerbarhet eller stivhet og evnen av cellene til kontrakt og generere kraft. Her beskriver vi en rask og enkel metode for å anslå celle stivhet ved å måle graden av membranen deformasjon i respons til undertrykk som påføres med en glass mikropipette til celleoverflaten, en teknikk som kalles mikropipette Aspirasjon eller Microaspiration.

Microaspiration utføres ved å trekke et glass kapillær å opprette en mikropipette med en svært liten spiss (2-50 um diameter, avhengig av størrelsen av en celle eller en vevsprøve), som deretter kobles til en pneumatisk trykktransduser og brakt til en nær nærhet av en celle under et mikroskop. Nårpipettetuppen berører en celle, et trinn med undertrykk påføres pipetten ved pneumatiske trykktransduseren genererer veldefinerte press på cellemembranen. I respons til trykk, er membranen aspireres inn i pipetten og progressiv membran deformasjon eller "membran projeksjon" inn i pipetten blir målt som en funksjon av tid. Det grunnleggende prinsipp for denne eksperimentelle tilnærmingen er at graden av membranen deformasjon i respons til en definert mekanisk kraft er en funksjon av membran stivhet. Den stivere membranen er, jo saktere frekvensen av membranen deformasjon og jo kortere steady state aspirasjon length.The teknikken kan utføres på isolerte celler, både i suspensjon og substrat-tilkoblede, store organeller, og liposomer.

Analysen utføres ved å sammenligne maksimal membran deformasjoner oppnådd under et gitt trykk for forskjellige cellepopulasjoner eller eksperimentelle betingelser. En "stivhet koeffisient" er esanslås ved å plotte aspirerte lengden membran deformasjon som en funksjon av det påtrykte trykk. Videre kan dataene bli ytterligere analysert for å estimere Youngs modulus av cellene (E), den vanligste parameteren å karakterisere stivhet av materialer. Det er viktig å merke seg at plasmamembranen i eukaryote celler kan bli sett på som en bi-komponent-system hvor membran lipid bilayer er underlied av sub-membran cytoskjelettet og at det er den cytoskjelettet som utgjør mekaniske stillaset av membranen og dominerer deformerbarhet av den cellulære konvolutten. Denne tilnærmingen derfor tillater sondering de biomekaniske egenskapene til sub-membran cytoskjelettet.

Protocol

1. Trekke Glass Mikropipetter Utstyr: mikropipette Puller, Microforge. Glass: Boroscillicate glass kapillærer (~ 1,5 mm utvendig diameter, ~ 1,4 mm indre diameter). Mikropipetter trekkes med samme grunnleggende tilnærming som brukes til å forberede glass mikroelektroder for elektrofysiologiske innspillinger. Kort, er et glass kapillær oppvarmet i midten og når glasset begynner å smelte de to halv…

Discussion

Microaspiration gir en enkel og meget reproduserbar metode for å estimere celle stivhet / deformerbarhet ved å bruke negative trykk til en cellemembran, og måling membran deformerbarhet i respons til veldefinerte press. Det ble først utviklet av Mitchison og Swann (1954) for å karakterisere de elastiske egenskapene sjø-urchin egg for å gi innsikt i mekanismer for celledeling 21 og deretter å se på de mekaniske egenskapene i røde blodceller en. Denne metoden har vært brukt i flere unders?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Materials

Name of reagent Company Catalog/Model Number Comments
Sutter pipette puller Sutter Instruments P-97  
Microforge Narishige MF-830  
Inverted Fluorescent Microscope Zeiss Axiovert 200M The microscope should be preferably equipped with 3D/deconvolution capabilities.
Videocamera Zeiss AxioCam MRm  
Image Acquisition sotware Zeiss AxioVision  
Pneumatic Pressure Transducer BioTek DPM-1B DPM1B Pneumatic Transducer Tester can now be found by FLUKE.
Pipette glass Richland Customized glass Pipettes were customized with a 1.2 inner diameter and 1.6 outer diameter.
DiI Dye Invitrogen D282 Dissolves well in DMSO

References

  1. Rand, R. P., Burton, A. C. Mechanical properties of the red cell membrane. I. Membrane stiffness and intracellular pressure. Biophys. J. 4, 115-135 (1964).
  2. Discher, D. E., Mohandas, N., Evans, E. A. Molecular maps of red cell deformation: hidden elasticity and in situ connectivity. Science. 266, 1032-1035 (1994).
  3. Schmid-Schönbein, G. W., Sung, K. L., Tözeren, H., Skalak, R., Chien, S. Passive mechanical properties of human leukocytes. Biophys. J. 36, 243-256 (1981).
  4. Guilak, F., Tedrow, J. R., Burgkart, R. Viscoelastic properties of the cell nucleus. Biochem. Biophys. Re.s Commun. 269, 781-786 (2000).
  5. Needham, D., Nunn, R. S. Elastic deformation and failure of lipid bilayer membranes containing cholesterol. Biophys. J. 58, 997-1009 (1990).
  6. Sato, M., Theret, D. P., Wheeler, L. T., Ohshima, N., Nerem, R. M. Application of the micropipette technique to the measurement of cultured porcine aortic endothelial cell viscoelastic properties. Journal of Biomechanical Engineering. 112, 263-268 (1990).
  7. Theret, D. P., Levesque, M. J., Sato, F., Nerem, R. M., Wheeler, L. T. The application of a homogeneous half-space model in the analysis of endothelial cell micropipette measurements. J. of Biomechanical Engineering. 110, 190-199 (1988).
  8. Hochmuth, R. M. Micropipette aspiration of living cells. J. Biomech. 33, 15-22 (2000).
  9. Lim, C. T., Zhou, E. H., Quek, S. T. Mechanical models for living cells–a review. Journal of Biomechanics. 39, 195 (2006).
  10. Zhao, R., Wyss, K., Simmons, C. A. Comparison of analytical and inverse finite element approaches to estimate cell viscoelastic properties by micropipette aspiration. Journal of Biomechanics. 42, 2768 (2009).
  11. Chien, S., Sung, K. L., Skalak, R., Usami, S., Tozeren, A. Theoretical and experimental studies on viscoelastic properties of erythrocyte membrane. Biophys. J. 24, 463-487 (1978).
  12. Evans, E., Kuhan, B. Passive material behavior of granulocytes based on large deformation and recovery after deformation tests. Blood. 64, 1028-1035 (1984).
  13. Sato, M., Levesque, M. J., Nerem, R. M. Micropipette aspiration of cultured bovine aortic endothelial cells exposed to shear stress. Arteriosclerosis. 7, 276-286 (1987).
  14. Byfield, F., Aranda-Aspinoza, H., Romanenko, V. G., Rothblat, G. H., Levitan, I. Cholesterol depletion increases membrane stiffness of aortic endothelial cells. Biophys. J. 87, 3336-3343 (2004).
  15. Byfield, F. J., Hoffman, B. D., Romanenko, V. G., Fang, Y., Crocker, J. C., Levitan, I. Evidence for the role of cell stiffness in modulation of volume-regulated anion channels. Acta. Physiologica. 187, 285-294 (2006).
  16. Byfield, F. J., Reen, R. K., Shentu, T. -. P., Levitan, I., Gooch, K. J. Endothelial actin and cell stiffness is modulated by substrate stiffness in 2D and 3D. Journal of Biomechanics. 42, 1114 (2009).
  17. Evans, E., Needham, D. Physical properties of surfactant bilayer membranes: thermal transitions, elasticity, rigidity, cohesion and colloidal interactions. Journal of Physical Chemistry. 91, 4219-4228 (1987).
  18. Sun, M., Northup, N., Marga, F., Huber, T., Byfield, F. J., Levitan, I., Forgacs, G. The effect of cellular cholesterol on membrane-cytoskeleton adhesion. J. Cell. Sci. 120, 2223-2231 (2007).
  19. Shentu, T. P., Titushkin, I., Singh, D. K., Gooch, K. J., Subbaiah, P. V., Cho, M., Levitan, I. oxLDL-induced decrease in lipid order of membrane domains is inversely correlated with endothelial stiffness and network formation. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 299, 218-229 (2010).
  20. Norman, L. L., Oetama, R. J., Dembo, M., Byfield, F., Hammer, D. A., Levitan, I., Aranda-Espinoza, H. Modification of Cellular Cholesterol Content Affects Traction Force, Adhesion and Cell Spreading. Cell Mol. Bioeng. 3, 151-162 (2010).
  21. Mitchinson, J. M., Swann, M. M. The Mechanical Properties of the Cell Surface: I. The Cell Elastimeter. J. of Experimental Biology. 31, 443-460 (1954).
  22. Byfield, F. J., Tikku, S., Rothblat, G. H., Gooch, K. J., Levitan, I. OxLDL increases endothelial stiffness, force generation, and network formation. J. Lipid Res. 47, 715-723 (2006).
  23. Ohashi, T., Ishii, Y., Ishikawa, Y., Matsumoto, T., Sato, M. Experimental and numerical analyses of local mechanical properties measured by atomic force microscopy for sheared endothelial cells. Biomed. Mater. Eng. 12, 319-327 (2002).
  24. Solon, J., Levental, I., Sengupta, K., Georges, P. C., Janmey, P. A. Fibroblast adaptation and stiffness matching to soft elastic substrates. Biophysical Journal. 93, 4453 (2007).
  25. Kowalsky, G. B., Byfield, F. J., Levitan, I. oxLDL facilitates flow-induced realignment of aortic endothelial cells. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 295, 332-340 (2008).
  26. Ketene, A. N., Schmelz, E. M., Roberts, P. C., Agah, M. The effects of cancer progression on the viscoelasticity of ovarian cell cytoskeleton structures. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology and Medicine. , (2011).
  27. Kole, T. P., Tseng, Y., Huang, L., Katz, J. L., Wirtz, D. Rho kinase regulates the intracellular micromechanical response of adherent cells to rho activation. Mol. Biol. Cell. 15, 3475-3484 (2004).
  28. Hall, A. Rho GTPases and the Actin Cytoskeleton. Science. 279, 509-514 (1998).
  29. Okajima, T. Atomic Force Microscopy for the Examination of Single Cell Rheology. In. Methods Mol. Biol. 736, 303-329 (2011).
  30. Wang, N., Butler, J. P., Ingber, D. E. Mechanotransduction across the cell surface and through the cytoskeleton. Science. 260, 1124-1127 (1993).
  31. Fabry, B., Maksym, G. N., Butler, J. P., Glogauer, M., Navajas, D., Fredberg, J. J. Scaling the microrheology of living cells. Physical Review Letters. 87, 148102 (2001).
  32. Park, C. Y., Tambe, D., Alencar, A. M., Trepat, X., Zhou, E. H., Millet, E., Butler, J. P., Fredberg, J. J. Mapping the cytoskeletal prestress. American Journal of Physiology – Cell Physiology. 298, C1245-C1252 (2010).
  33. Munevar, S., Wang, Y., Dembo, M. Traction force microscopy of migrating normal and H-ras transformed 3T3 fibroblasts. Biophys. J. 80, 1744-1757 (2001).
  34. Wirtz, D. Particle-tracking microrheology of living cells: principles and applications. Annu. Rev. Biophys. 38, 301-326 (2009).
  35. Shin, D., Athanasiou, K. Cytoindentation for obtaining cell biomechanical properties. J. Orthop. Res. 17, 880-890 (1999).
  36. Ou-Yang, H. D., Wei, M. T. Complex fluids: probing mechanical properties of biological systems with optical tweezers. Annu. Rev. Phys. Chem. 61, 421-440 (2010).
  37. Hosu, B. G., Sun, M., Marga, F., Grandbois, M., Forgacs, G. Eukaryotic membrane tethers revisited using magnetic tweezers. Phys. Biol. 4, 67-78 (2007).
check_url/3886?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Oh, M., Kuhr, F., Byfield, F., Levitan, I. Micropipette Aspiration of Substrate-attached Cells to Estimate Cell Stiffness. J. Vis. Exp. (67), e3886, doi:10.3791/3886 (2012).

View Video