Formación de imágenes en vivo de las células expuestas a la colorante lipófilo FM1-43 permite la determinación precisa de la cinética por el cual las toxinas formadoras de poros son retirados de la membrana plasmática. Este es un ensayo sensible que puede ser utilizado para evaluar las necesidades del Ca 2 +, esfingomielinasa y otros factores en la reparación de la membrana de plasma.
Lesión de la membrana de plasma es un evento frecuente, y las heridas que ser reparado rápidamente para asegurar la supervivencia celular. La afluencia de Ca 2 + es un evento de señalización clave que desencadena la reparación de heridas mecánicas en la membrana plasmática dentro de ~ 30 seg. Estudios recientes revelaron que las células de mamíferos también vuelven a sellar su membrana plasmática después de la permeabilización con formador de poros toxinas en un proceso de 2 +-dependiente de Ca que implica la exocitosis de la esfingomielinasa ácida enzima lisosomal seguido por endocitosis de poro. Aquí se describe la metodología utilizada para demostrar que el resellado de las células permeabilizadas por la toxina estreptolisina O también es rápida y dependiente de Ca 2 + afluencia. El diseño del ensayo permite la sincronización del evento lesión y una medición cinética precisa de la capacidad de las células para restaurar la integridad de la membrana de plasma mediante formación de imágenes y la cuantificación de la medida por la que el colorante liphophilic FM1-43 llega a las membranas intracelulares. Este vivo als ensayoO permite una evaluación sensible de la capacidad de exógenamente añadido factores solubles tales como la esfingomielinasa para inhibir FM1-43 afluencia, que refleja la capacidad de las células para reparar su membrana plasmática. Este ensayo nos permitió demostrar por primera vez que la esfingomielinasa actúa aguas abajo de Ca 2 +-dependiente de la exocitosis, ya que la adición de la enzima extracelular promueve resellado de las células permeabilizadas en ausencia de Ca 2 +.
Se ha sabido durante varias décadas que reparación de la membrana de plasma después de la lesión mecánica es un 1,2 Ca 2 +-dependiente proceso. Estudios posteriores mostraron que el Ca 2 + afluencia a través de la herida desencadena un proceso vigoroso de la exocitosis de las vesículas intracelulares en el sitio de la lesión, que se requiere para volver a sellar 3,4. Se utilizó la tasa de pérdida de un colorante fluorescente cargado en el citoplasma de las células para evaluar la velocidad de la reparación, y llegó a la conclusión de que el resellado se completó dentro de <30 seg después de la lesión 5. Dos modelos fueron propuestos inicialmente para explicar la necesidad de la exocitosis en la reparación de la membrana plasmática: 1) el modelo de "parche", lo que sugiere que el Ca 2 + afluencia través de la lesión desencadena la fusión inicialmente homotípica de vesículas intracelulares, formando un "parche" de gran tamaño que haría a continuación, ser aplicada a la membrana plasmática para volver a sellar la herida 6 y 2) el modelo de reducción de la tensión, que propuso que la membrana Added por Ca 2 +-dependiente de la exocitosis en las proximidades de la herida reduciría de plasma tensión de la membrana, facilitando de resellado de la bicapa de 7. El papel de la Ca 2 +-desencadenó la exocitosis en la reparación de la membrana plasmática se ve reforzada por estudios que muestran que los lisosomas contienen una molécula de Ca 2 + sensor, sinaptotagmina VII, lo que facilita su exocitosis y reparación de la membrana plasmática de las células lesionadas 8,9,10,11 .
Sin embargo, la evidencia adicional ha indicado que la exocitosis por sí sola no era suficiente para promover la reparación de la membrana de plasma. Además de lágrimas mecánicas en la membrana plasmática, una forma frecuente de lesión de las células es la permeabilización por las toxinas formadoras de poros producidos por bacterias o células inmunes 12,13 14,15. A diferencia de las lágrimas mecánicas, proteínas formadoras de poros se insertan en la membrana plasmática que forma un poro estable, proteína forrado de que no se puede volver a cerrarse simplemente mediante la aplicación de un "parche" de la membrana o por reduccióning tensión de la membrana. Curiosamente, los estudios revelaron que las células de mamífero tienen un mecanismo eficiente para reparar su membrana plasmática después de la permeabilización con proteínas formadoras de poros, y este proceso también requiere la presencia de Ca2 + extracelular 12. Este hallazgo plantea la cuestión de si la supresión de poro transmembrana de la superficie celular era también un proceso rápido, como se observa con heridas mecánicas 5. Sorprendentemente, nuestros estudios recientes revelaron que el resellado de las células permeabilizadas con toxinas formadoras de poros tiene propiedades muy similares a la reparación de heridas mecánicas: el proceso requiere extracelular de Ca 2 +, y se completa dentro de ~ 30 seg. La investigación de este proceso con más detalle, recientemente hemos aprendido que, además de Ca 2 +-exocitosis regulada de los lisosomas, reparación de la membrana plasmática implica una forma rápida de la endocitosis, que se activa por la liberación de la enzima lisosomal esfingomielinasa ácida (ASM) y es esencial no sólo para the eliminación de poros transmembrana, sino también para la reparación de heridas mecánicas 16.
Para determinar la cinética de resellado celular después de la permeabilización con proteínas formadoras de poros, en nuestro laboratorio hemos adaptado una metodología de formación de imágenes en vivo que se había utilizado previamente para evaluar el resellado de las fibras musculares aisladas de láser-heridos 17. Este ensayo se basa en las propiedades del colorante lipófilo FM1-43, que se intercala de manera estable en el prospecto exterior de las bicapas de lípidos que aumentan en intensidad de fluorescencia. Cuando la membrana bicapa de plasma se interrumpe ganancias de tinte extracelular acceso a membranas intracelulares, proporcionando un ensayo sensible para detectar lesión de la membrana plasmática y reparar 18,16,19,20. Para adaptar este ensayo para la evaluación de resellado celular después de la permeabilización con proteínas formadoras de poros, que las células pre-incubaron a 4 ° C con la toxina bacteriana estreptolisina O (SLO), que se une al colesterol de la membrana 21. Celular síncronopermeabilización puede entonces lograrse fácilmente moviendo las células de hielo para calentar medio en una platina de microscopio calentado, que activa la oligomerización y cambio en la conformación que conduce a la formación de poros transmembrana. Una ventaja de este enfoque, en los ensayos previamente publicados utilizando heridas láser, es que un mayor número de células puede analizarse simultáneamente en un campo microscópico, proporcionando una mejor toma de muestras de la población celular. Dadas las similitudes mecánicas entre el proceso de resellado de células visto después de la lesión mecánica y la permeabilización con toxinas formadoras de poros, el ensayo como se describe aquí proporciona un método muy versátil y potente para factores implicados en el proceso fundamental de la reparación de la membrana de plasma de disección. Como un ejemplo, se muestra que es posible usar este ensayo para identificar los pasos de Ca 2 + dependientes e independientes del proceso de reparación.
Los primeros estudios sobre el daño y la membrana plasmática de reparación mecánica se basó en diversos mecanismos de las células hiriendo, que van desde dejar caer bolas de cristal, micropipeteo, esquila, rayaduras o arañazos. La lectura de todos estos ensayos fue de tipo cualitativo más que cuantitativo, y no dio información precisa sobre la cinética del mecanismo de reparación. La capacidad de las células para volver a sellar su membrana plasmática después de estas formas de lesión se midió por la pre…
The authors have nothing to disclose.
Este trabajo fue apoyado por subvenciones del NIH R37 AI34867 y R01 GM064625 a NWA Agradecemos al Dr. R. Tweten de la Universidad de Oklahoma para el plásmido de expresión de SLO.
Reagent | |||
HeLa 229 cell line | ATCC | CCL2-1 | |
DMEM High Glucose | Invitrogen | 11965 | |
DMEM High Glucose No Calcium | Invitrogen | 20168 | |
FM1-43 | Invitrogen | T3163 | |
Optimem Reduced Serum | Invitrogen | 31985 | |
Lipofectamine RNAiMax | Invitrogen | 13778 | |
Control medium GC content RNAi oligo | Invitrogen | 12935300 | |
SMPD1 RNAi oligo | Invitrogen | HSS143988 | |
Fetal Bovine Serum Heat-inactivated | Gemini-Bioproducts | 100-106 | |
Sphingomyelinase from Bacillus cereus | Sigma | S7651 | |
35 mm-glass bottom dishes | MatTek | P35G-0-14 | |
Material | |||
Inverted microscope | Nikon | Eclipse Ti | |
Camera | Hamamatsu Photonics | C9100-50 | |
Spinning disk confocal microscope | PerkinElmer | UltraViewVoX | |
Software analysis software | PerkinElmer | Volocity Suite | |
Environmental chamber | Pathology Devices | LiveCell System Chamber |