Summary

ライム病研究における送信および外因診断法のために動物にダニの摂食

Published: August 31, 2013
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Summary

ライム病は、北米で最も一般的に報告された媒介疾患である。原因物質、 ボレリア·ブルグドルフェリティックマダニによって送信されたスピロヘータ細菌である。動物モデルでの感染の伝播および検出は、我々はここで説明するダニ送り、使用することによって最適化されています。

Abstract

ライム病、 ボレリア·ブルグドルフェリの病原体の伝達は哺乳動物宿主に目盛りマダニ付着および吸血によって起こる。自然界では、この人獣共通細菌性病原体は、リザーバ様々な宿主を使用することができますが、白い足マウス( シロアシマウス 、北米で幼虫と幼虫ダニの主要な貯水池である。人間は最も頻繁にBに感染した付随的な宿主である幼虫の段階でダニに咬まによるドルフェリ。B.ライム病は風土病サイクルを通じて、そのホストに適応するため、これらのスピロヘータの機能や哺乳類宿主への影響を調査する機能は、ダニの摂食を使用する必要があります。また、(検出および感染性物質の回収のための自然なベクターを用いて)外因診断法の技術が不可解な感染症の研究に有用であった。得るために、幼虫は、その港B.ダニライム病 、ダニは、キャピラリーチューブを通して文化の中で生きスピロヘータを与えている。 2つの動物モデルは、マウスおよびヒト以外の霊長類は、最も一般的にはダニ摂食を伴うライム病の研究のために使用される。我々は、これらのダニが上に供給され、感染または外因診断法のいずれかのために動物から回収することができる方法を実証する。

Introduction

2011年には、ライム病は、北米(第6回最も一般的な全国届出疾患だっhttp://www.cdc.gov/lyme/stats/index.html )。B.ライム病は、両方の遺伝的および抗原的に(1に概説されている)、汎用性の高い微生物である。その遺伝子構成は、大規模な(> 900 KB)染色体の分離株の間で様々なプラスミド含有量の21プラスミド(12線形、9円形)、までが含まれています。多くは、プラスミドのオープンリーディングフレームの90%がいずれかの既知の細菌配列2,3とは無関係であるように、このスピロヘータについて学んだことです。B.ライム病は、宿主免疫の潜在的な標的として多種多様な抗原を提示する。しかし、未処理の感染がしばしば持続する。ダニの環境と脊椎動物宿主環境とスピロヘータの相互作用は、Bでの適応が必要となる感染過程を通してブルグドル 。いくつかのプラスミドにコードさ遺伝子が示差的温度、pH、細胞密度およびダニのライフサイクル4-8の偶数段の変化に応答して発現することが知られている。

Bの研究自然経路による感染後のライム病の風土病サイクル全体での適応、および宿主応答は、適切な動物モデルでダニを養うための能力に依存しています。このような研究は、Bを抱くティックを生成する技術的な課題に満たされているライム病 、および効率的な伝送および/ ​​またはモデル·ホスト上のダニの供給を確実にする。また、感染したダニの封じ込めや回収が不可欠である。使用されるモデルの中ではライム病研究の貴重なツールとなって、それぞれがマウスとヒト以外の霊長類であり、。 Bの自然保有宿主である白い足マウスと同様に、 ライム病は 、実験用マウスは、Bで持続感染をサポートし、高度に感受性宿主であるブルグドル 9。 FOLこのようなC3H株として疾患感受性マウスの感染をlowing、スピロヘータは、皮膚、膀胱、筋肉、関節や心臓を含む複数の組織に広める。感染に対する炎症反応は、病気にかかった心臓や関節組織につながる。スピロヘータは、このホストに固執し、感染まま、炎症性病変ではなく、ヒトでのプロセスとは異なり、断続的になることがあります。マウスモデルは、このようB.上の多くの情報を提供している関節炎や心炎を含むライム病誘発性の病理学、および免疫応答を10月12日を開催。ダニベクトル13-21からの送信のためのいくつかは、必要に応じて持っている病原体の観点からは、差動で、哺乳動物の感染時に発現特定の遺伝子は、特徴付けられている。

いくつかの動物種は22ライム病研究するために使用されてきたが、アカゲザルに最も近いヒト疾患23の多臓器文字を模倣する。他とは異なり、動物モデルは、例えば、遊走性紅斑、心炎、関節炎、および末梢および中枢神経系の神経障害などの疾患症状の幅は、マカクで観察される。 B.用マウスにおいて、リザーバホスト初期および後期-広め症状が9珍しくありながらライム病、疾患は、マウス系統、年齢24によって異なります。また、他のげっ歯類、ウサギ、イヌとは、全てのB.神経疾患を示すことができないドルフェリ感染症25。重要なのは、マカクはライムボレリア、すなわち、早期ローカライズされ、早期普及、および後期ライム病26〜28 3段階に特徴的な兆候を示す。遊走性紅斑(EM)は、ヒトの場合29の70〜80%に起こると考えられており、また、アカゲザル28,30に見られる。感染後、スピロヘータは、複数の臓器に接種部位から発信。スピロヘータDNAは、骨格ムーで検出されているscles、心臓、膀胱、末梢神経や神経叢のほか、中枢神経系(大脳、脳幹や小脳、脊髄および硬膜)31。

マウスを食べダニ貯水能力で32〜36を研究 、Bの研究で、ダニのコロニーの増殖のために、私たちや他の研究チームによって利用されていますドルフェリ病因37〜40。この技術は、マウス41-44に外因診断法およびワクチンの有効性を試験するために使用されている。我々は、供給されたマダニはモデル開発28、ワクチンの有効性45の研究のため、および永続性抗生物質投与後の処置46の評価において外因診断法のためにヒト以外の霊長類にダニがある。その港B.ティックライム病はスピロヘータがライフステージを介して送信されるように、感染したマウスに幼虫を供給し、研究のためのニンフを使って、自然の地方病のサイクルを維持することができる。本報告書で、我々は、野生型または変異型Bで感染ダニを生成する方法について指示するライム病 、毛細管送りを用いて、これはまた、マイクロインジェクション47によって、浸漬48によって達成することができる。 Bの人工導入の目的マダニにブルグドルフェリは 、その透過率は不明である変異株を研究するために、高い感染率とのダニ群を生成するために、すっきりとし、そうでなければ、非感染ダニのコロニーを維持することにより、エラーの可能性を低減することができる。封じ込め及び充満マダニの回収を確実にするように加えて、我々は、マウスおよびヒト以外の霊長類を餌ティ​​ックを示す。ダニ供給の使用は、Bに対する免疫応答の将来の研究のために不可欠であるライム病感染、潜在的なライムワクチンの有効性、およびオカルト感染の検出のための外因診断法。

Protocol

ライム病の研究のための動物の際ダニ接種および給餌の実験的な概要を図1に示されている。 1。 Bと接種幼虫マダニティックキャピラリーチューブの供給を使用して、 ドルフェリ ダニとの操作を行う際には、弾性スリーブ、手袋、使い捨てフワフワキャップ白い白衣を着用されています。 我々の技術は、ブ?…

Representative Results

これらは、送信のために動物に供給される前に、毛管供給終了後、ダニは通常、2〜3週間、23℃で休息している。毛管給技術を用いて、我々は摂食の90%が港B.ダニことを見出したブルグドル。正ダニの割合は、洗浄することにより決定され、その後マイクロチューブ形乳棒で滅菌PBSでそれらを破砕、過酸化物及びエタノールに刻みます。スライド上に固定し、FITCコンジュゲート?…

Discussion

その港Bのティック得るために、下流の研究のためのライム病 、ダニ、(1)幼虫期に感染したマウスに与え、(2)Bに浸漬し幼虫や幼虫の段階48のいずれかでのライム病の文化、(3)Bに顕微注入47 ドルフェリ 、または(4)毛細管葉B.ブルグドル49。これらの方法の各々は、ダニの大部分が感染ハーバーB.に使用さ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者は、技術的なサポートのためにニコールHasenkampfとアマンダタルドのに感謝したいと思います。我々はまた、博士に感謝します。キャピラリー供給方法の指示のためのリンデン胡とアドリアーナマルケスLeFlapの封じ込め装置の推薦のために、博士リセGern。この作品は、NIH / NCRRグラント8 P20 GM103458-09(MEE)によりおよび研究資源のための国民の中心および付与P51OD011104/P51RR000164を通じて国立衛生研究所の研究基盤プログラムの事務所(のoriP)によってサポートされていました。

Materials

Reagent
BSK-H Sigma B-8291
Ketamine HCl
Tangle Trap coating Paste Ladd research T-131
SkinPrep Allegro Medical Supplies 177364
LeFlap, 3″ x 3″ Monarch Labs
Hypafix tape Allegro Medical Supplies 191523
SkinBond Allegro Medical Supplies 554536
UniSolve Allegro Medical Supplies 176640
Biatane Foam, adhesive 4″x4″ Coloplast 3420
DuoDerm CGF Dressing – 4″ x 4″, (3/4)” adhesive border Convatec 187971
Nonhuman primate jackets with flexible 2″ back panels; add drawstrings at top and bottom Lomir Biomedical Inc.
EQUIPMENT
Pipet puller David Kopf Instruments Model 700C
Dark field microscope Leitz Wetzlar Dialux
Dissecting microscope Leica Zoom 2000
Mouse caging Allentown caging

References

  1. Porcella, S. F., Schwan, T. G. Borrelia burgdorferi and Treponema pallidum: a comparison of functional genomics, environmental adaptations, and pathogenic mechanisms. Journal of Clinical Investigation. 107, 651-656 (2001).
  2. Fraser, C. M., et al. Genomic sequence of a Lyme disease spirochaete, Borrelia burgdorferi. Nature. 390, 580-586 (1997).
  3. Casjens, S., et al. A bacterial genome in flux: the twelve linear and nine circular extrachromosomal DNAs in an infectious isolate of the Lyme disease spirochete Borrelia burgdorferi. Molecular Microbiology. 35, 490-516 (2000).
  4. Carroll, J. A., Garon, C. F., Schwan, T. G. Effects of environmental pH on membrane proteins in Borrelia burgdorferi. Infection & Immunity. 67, 3181-3187 (1999).
  5. Gilmore, R. D., Mbow, M. L., Stevenson, B. Analysis of Borrelia burgdorferi gene expression during life cycle phases of the tick vector Ixodes scapularis. Microbes & Infection. 3, 799-808 (2001).
  6. Ramamoorthy, R., Philipp, M. T. Differential expression of Borrelia burgdorferi proteins during growth in vitro. Infection & Immunity. 66, 5119-5124 (1998).
  7. Ramamoorthy, R., Scholl-Meeker, D. Borrelia burgdorferi proteins whose expression is similarly affected by culture temperature and pH. Infection & Immunity. 69, 2739-2742 (2001).
  8. Schwan, T. G., Piesman, J. Temporal Changes in Outer Surface Proteins A and C of the Lyme Disease-Associated Spirochete, Borrelia burgdorferi, during the Chain of Infection in Ticks and Mice. J. Clin. Microbiol. 38, 382-388 (2000).
  9. Barthold, S. W., de Souza, M. S., Janotka, J. L., Smith, A. L., Persing, D. H. Chronic Lyme borreliosis in the laboratory mouse. Am. J. Pathol. 143, 959-971 (1993).
  10. Barthold, S. W., de Souza, M. Exacerbation of Lyme arthritis in beige mice. Journal of Infectious Diseases. 172, 778-784 (1995).
  11. Barthold, S. W., Feng, S., Bockenstedt, L. K., Fikrig, E., Feen, K. Protective and arthritis-resolving activity in sera of mice infected with Borrelia burgdorferi. Clin. Infect. Dis. 25, S9-S17 (1997).
  12. Miller, J. C., Ma, Y., Crandall, H., Wang, X., Weis, J. J. Gene expression profiling provides insights into the pathways involved in inflammatory arthritis development: Murine model of Lyme disease. Experimental and Molecular Pathology. 85, 20-27 (2008).
  13. Purser, J. E., Norris, S. J. Correlation between plasmid content and infectivity in Borrelia burgdorferi. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97, 13865-13870 (2000).
  14. Grimm, D., et al. Outer-surface protein C of the Lyme disease spirochete: a protein induced in ticks for infection of mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101, 3142-3147 (2004).
  15. Zhang, J. R., Norris, S. J. Kinetics and in vivo induction of genetic variation of vlsE in Borrelia burgdorferi. Infection & Immunity. 66 (1), 3689-3697 (1999).
  16. Hodzic, E., Feng, S., Freet, K. J., Borjesson, D. L., Barthold, S. W. Borrelia burgdorferi population kinetics and selected gene expression at the host-vector interface. Infection & Immunity. 70, 3382-3388 (2002).
  17. Hodzic, E., Feng, S., Freet, K. J., Barthold, S. W. Borrelia burgdorferi population dynamics and prototype gene expression during infection of immunocompetent and immunodeficient mice. Infection & Immunity. 71, 5042-5055 (2003).
  18. Liang, F. T., Nelson, F. K., Fikrig, E. Molecular adaptation of Borrelia burgdorferi in the murine host. Journal of Experimental Medicine. 196, 275-280 (2002).
  19. Samuels, D. S. Gene Regulation in Borrelia burgdorferi. Annual Review of Microbiology. 65, 479-499 (1146).
  20. Gilmore, R. D., et al. The bba64 gene of Borrelia burgdorferi, the Lyme disease agent, is critical for mammalian infection via tick bite transmission. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 7515-7520 (2010).
  21. Fisher, M. A., et al. Borrelia burgdorferi σ54 is required for mammalian infection and vector transmission but not for tick colonization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102, 5162-5167 (2005).
  22. Barthold, S. W. Animal models for Lyme disease. Laboratory Investigation. 72, 127-130 (1995).
  23. Pachner, A. R. Early disseminated Lyme disease: Lyme meningitis. American Journal of Medicine. 98, 30S-37S (1995).
  24. Barthold, S. W., Beck, D. S., Hansen, G. M., Terwilliger, G. A., Moody, K. D. Lyme Borreliosis in Selected Strains and Ages of Laboratory Mice. Journal of Infectious Diseases. 162, 133-138 (1990).
  25. Philipp, M. T., Johnson, B. J. Animal models of Lyme disease: pathogenesis and immunoprophylaxis. Trends in Microbiology. 2, 431-437 (1994).
  26. Roberts, E. D., et al. Pathogenesis of Lyme neuroborreliosis in the rhesus monkey: the early disseminated and chronic phases of disease in the peripheral nervous system. Journal of Infectious Diseases. 178, 722-732 (1998).
  27. Roberts, E. D., et al. Chronic lyme disease in the rhesus monkey. Laboratory Investigation. 72, 146-160 (1995).
  28. Philipp, M. T., et al. Early and early disseminated phases of Lyme disease in the rhesus monkey: a model for infection in humans. Infection & Immunity. 61, 3047-3059 (1993).
  29. Steere, A. C., Sikand, V. K., 348, T. r. e. a. t. m. e. n. t. .. N. .. E. n. g. l. .. J. .. M. e. d. .. The Presenting Manifestations of Lyme Disease and the Outcomes of Treatment. N. Engl. J. Med. 348, 2472-2474 (2003).
  30. Pachner, A. R., Delaney, E., O’Neill, T., Major, E. Inoculation of nonhuman primates with the N40 strain of Borrelia burgdorferi leads to a model of Lyme neuroborreliosis faithful to the human disease. Neurology. 45, 165-172 (1995).
  31. Cadavid, D., O’Neill, T., Schaefer, H., Pachner, A. R. Localization of Borrelia burgdorferi in the nervous system and other organs in a nonhuman primate model of lyme disease. Laboratory Investigation. 80, 1043-1054 (2000).
  32. Mather, T. N., Wilson, M. L., Moore, S. I., Ribiero, J. M. C., Spielman, A. Comparing the Relative Potential of Rodents as Reservoirs of the Lyme Disease Spirochete (Borrelia Burgdorferi).. American Journal of Epidemiology. 130, 143-150 (1989).
  33. Mather, T. N., Telford, S. R., Moore, S. I., Spielman, A. Borrelia burgdorferi and Babesia microti: Efficiency of transmission from reservoirs to vector ticks (Ixodes dammini). Experimental Parasitology. 70 (90), 55-61 (1990).
  34. Telford, S. R., Mather, T. N., Adler, G. H., Spielman, A. Short-tailed shrews as reservoirs of the agents of Lyme disease and human babesiosis. Journal of Parasitology. 76, 681-683 (1990).
  35. Mather, T. N., Fish, D., Coughlin, R. T. Competence of dogs as reservoirs for Lyme disease spirochetes (Borrelia burgdorferi). J. Am. Vet. Med. Assoc. 205, 186-188 (1994).
  36. Telford, S. R., Mather, T. N., Moore, S. I., Wilson, M. L., Spielman, A. Incompetence of deer as reservoirs of the Lyme disease spirochete. Am. J. Trop. Med. Hyg. 39, 105-109 (1988).
  37. Lin, T., et al. Analysis of an Ordered, Comprehensive STM Mutant Library in Infectious Borrelia burgdorferi: Insights into the Genes Required for Mouse Infectivity. PLoS ONE. 7, e47532 (2012).
  38. Lin, T., et al. Central Role of the Holliday Junction Helicase RuvAB in vlsE Recombination and Infectivity of Borrelia burgdorferi. PLoS Pathog. 5, e1000679 (2009).
  39. Jacobs, M. B., Norris, S. J., Phillippi-Falkenstein, K. M., Philipp, M. T. Infectivity of the Highly Transformable BBE02- lp56- Mutant of Borrelia burgdorferi, the Lyme Disease Spirochete, via Ticks. Infection and Immunity. 74, 3678-3681 (2006).
  40. Jacobs, M. B., Purcell, J. E., Philipp, M. T. Ixodes scapularis ticks (Acari: Ixodidae) from Louisiana are competent to transmit Borrelia burgdorferi, the agent of Lyme borreliosis. J. Med. Entomol. 40, 964-967 (2003).
  41. Bockenstedt, L., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S., Fish, D. Detection of Attenuated, Noninfectious Spirochetes in Borrelia burgdorferi-Infected Mice after Antibiotic Treatment. The Journal of Infectious Diseases. 186, 1430-1437 (2002).
  42. Barthold, S. W., et al. Ineffectiveness of tigecycline against persistent Borrelia burgdorferi. Antimicrobial Agents & Chemotherapy. 54, 643-651 (2010).
  43. de Silva, A. M., Telford, S. R., Brunet, L. R., Barthold, S. W., Fikrig, E. Borrelia burgdorferi OspA is an arthropod-specific transmission-blocking Lyme disease vaccine. Journal of Experimental Medicine. 183, 271-275 (1996).
  44. Fikrig, E., et al. Vaccination against Lyme disease caused by diverse Borrelia burgdorferi. Journal of Experimental Medicine. 181, 215-221 (1995).
  45. Philipp, M. T., et al. The outer surface protein A (OspA) vaccine against Lyme disease: efficacy in the rhesus monkey. Vaccine. 15, 1872-1887 (1997).
  46. Embers, M. E., et al. Persistence of Borrelia burgdorferi in Rhesus Macaques following Antibiotic Treatment of Disseminated Infection. PLoS ONE. 7, e29914 (2012).
  47. Kariu, T., Coleman, A. S., Anderson, J. F., Pal, U. Methods for Rapid Transfer and Localization of Lyme Disease Pathogens Within the Tick Gut. J. Vis. Exp. , e2544 (2011).
  48. Policastro, P. F., Schwan, T. G. Experimental infection of Ixodes scapularis larvae (Acari: Ixodidae) by immersion in low passage cultures of Borrelia burgdorferi. J. Med. Entomol. 40, 364-370 (2003).
  49. Broadwater, A. H., Sonenshine, D. E., Hynes, W. L., Ceraul, S., de Silva, A. M. Glass Capillary Tube Feeding: A Method for Infecting Nymphal Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) with The Lyme Disease Spirochete Borrelia burgdorferi. Journal of Medical Entomology. 39, 285-292 (2002).
  50. Hodzic, E., Feng, S., Holden, K., Freet, K. J., Barthold, S. W. Persistence of Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice. Antimicrob Agents Chemother. 52, 1728-1736 (2008).
  51. Bockenstedt, L. K., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S. W., Fish, D. Detection of attenuated, noninfectious spirochetes in Borrelia burgdorferi-infected mice after antibiotic treatment. Journal of Infectious Diseases. 186, 1430-1437 (2002).
  52. Schwan, T. G., Burgdorfer, W., Garon, C. F. Changes in infectivity and plasmid profile of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi, as a result of in vitro cultivation. Infection and Immunity. 56, 1831-1836 (1988).

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Embers, M. E., Grasperge, B. J., Jacobs, M. B., Philipp, M. T. Feeding of Ticks on Animals for Transmission and Xenodiagnosis in Lyme Disease Research. J. Vis. Exp. (78), e50617, doi:10.3791/50617 (2013).

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