Summary

Nanomanipulation של יחיד RNA מולקולות על ידי מלקחיים אופטיים

Published: August 20, 2014
doi:

Summary

Optical tweezers have been used to study RNA folding by stretching individual molecules from their 5’ and 3’ ends. Here common procedures are described to synthesize RNA molecules for tweezing, calibration of the instrument, and methods to manipulate single molecules.

Abstract

חלק גדול מהגנום האנושי הוא עיבד אבל לא תורגם. בעידן הגנומי הודעה זו, פונקציות רגולטוריות של RNA הוכחו להיות חשוב יותר ויותר. כפונקציה RNA תלויה לעתים קרובות ביכולתה לאמץ מבנים חלופיים, שקשה לחזות מבנים תלת ממדיים RNA ישירות מרצף. מולקולה בודדת גישות פוטנציאלי מופע כדי לפתור את הבעיה של פולימורפיזם מבני RNA על ידי ניטור מבנים מולקולריים מולקולה אחת בכל פעם. עבודה זו מציגה שיטה כדי לתפעל את הקיפול ומבנה של מולקולות RNA בודדות באמצעות פינצטה אופטית בדיוק. ראשית, שיטות לסנתז מולקולות מתאימות לעבודה מכאנית מולקולה בודדת מתוארות. הנהלים הבא, שונים כיול כדי להבטיח את פעילותו התקינה של פינצטה האופטית הם דנו. בשלב הבא, ניסויים שונים מוסברים. כדי להדגים את התועלת של הטכניקה, קיסין תוצאות של סיכות ראש RNA מכאני התגלגלות וRNA בודדמורכב גרם משמשים כראיה. בדוגמאות אלה, טכניקת nanomanipulation שימשה ללמוד קיפול של כל תחום מבני, ובכלל זה משני ושלישוני, באופן עצמאי. לבסוף, המגבלות ויישומים עתידיים של השיטה הם דנו.

Introduction

הפיתוח של טכניקת פינצטה האופטית כבר מלווה ארוך עם היישום שלה במחקר ביולוגי. כאשר השפעת ההשמנה האופטית התגלתה לראשונה, ארתור Ashkin ציין כי חיידקים במים מזוהמים יכולים להיות לכוד במוקד הלייזר 1. מאז, חיידקי השמנה הפכו ניסוי לא מכוון, כיף לדורות של תלמידי ביופיסיקה, כמו גם כלי מחקר רציניים ללמוד פיזיולוגיה של חיידקים 2,3. טכניקת הלכידה האופטית משתמשת בקרן לייזר ממוקדת כדי לשתק אובייקט מיקרוסקופי 1. למעשה, פונקציות מלכודת לייזר כמעיין אופטי, אשר מודד גם כוח (F) על האובייקט שנלכד על ידי עקירתה ממרכז המלכודת (ΔX). בטווח קצר, F = κ x ΔX, בκ הוא קבוע הקפיץ של המלכודת. המלכודת האופטית יכולה לשמש כדי להפעיל כוח בpicoNewton דיוק (PN) למייקרואובייקט copic ולמדוד את עמדתה עם ננומטר דיוק (ננומטר). בשני העשורים האחרונים, פינצטה אופטית הפכה לאחד טכניקות מולקולה בודדת הנפוצות ביותר בביופיזיקה. הטכניקה כבר מועסק ללמוד מתקפל ומכניקה של DNA 4-6, 7-9 RNA, וחלבוני 10,11. פינצטה אופטית יש גם שימשה להתבונן שכפול הדנ"א 12, שעתוק RNA 13, וסינתזה של חלבון 14,15, כמו גם אירועים אחרים רבים biomolecular 16-18.

גישות מולקולה בודדת מועסקות במחקר מבני RNA בעיקר כדי לחקור את נוף אנרגיית קיפול המחוספס של רנ"א. רצף הרנ"א בדרך כלל יכול לקפל לתוך מבנים יציבים, שוללות מרובים, בשל כללי הרכב כימי וקילוף בסיס הפשוט של רנ"א. זה כבר זמן רב ידוע כי פולימורפיזם מבני RNA, כגון שמתרחש בriboswitches 19,20, ממלא תפקיד חשוב בויסות הגנים. Recenסקר הגנום t גילה כי שינויים בטמפרטורה קטנה כמו כמה מעלות להשפיע סינתזת מבנה וחלבון של חלק גדול מtranscriptome הסלולרי 21 מאוד. דוגמא זו מרמזת כי התפקיד הביולוגי של קיפול RNA החלופי הוא אולי יותר חשוב ונרחב יותר מאשר הניח בעבר. פולימורפיזם מבני, לעומת זאת, מהווה אתגר לגישות ביוכימיות וbiophysical המסורתיים, הבודקות תכונות ממוצעת של מולקולות רבות. לדוגמא, "על" ותצורות "את" של riboswitch אינן יכולות להתקיים. מבנה ממוצע נגזר ממבנים הטרוגנית אינו צפוי להיות דומה גם של conformers הרלוונטי מבחינה ביולוגית. יתר על כן, RNA מתורגם וmRNA בדרך כלל ליצור מבנים. האינטראקציה שלהם עם חלבונים וRNAs הרגולציה נפוצה דורשת התגלגלות של מבנה הקיים, כחלק מהאינטראקציה. לכן, לומד RNA התגלגלות / refolding הופך רלוונטינושא של הביולוגיה RNA. כדי לעמוד באתגר כזה, גישת המולקולה בודדת כבר מועסק לפענח פולימורפיזם מבני RNA על ידי לימוד מולקולה אחת בכל פעם 22-27.

בהשוואה לשיטת הקרינה המולקולה בודדת הפופולרית, פינצטה מבוססת מכאני התגלגלות מציעה יתרון כי תצורות של מולקולות בודדות ניתן להשפיע על ידי כוח ליישם ולמדוד בדייקנות ננומטר. יכולת nanomanipulation זה יכול להיות מנוצל כדי לפקח על התגלגלות / הקיפול של תחומים מבניים אדם כזה שמתקפל ההיררכי של RNA גדול יכול להיות גזור 28. לחלופין, גדיל בודד יכול להיות מופנה אל לקפל לתוך אחד מכמה conformers; או מבנה הקיים יכול להיגרם באופן מכאני ללקפל לתוך קונפורמציה שונה 29. בתנאים ביולוגיים, מבנה RNA ניתן לשנות על שינוי הטמפרטורה או ליגנד מחייב. היכולת של ים מולקולרי ישירות מניפולציהtructure פותח מקום חדש של מחקר המבני RNA. באופן עקרוני, טכניקות מכאניות אחרות, כגון מיקרוסקופ כוח אטומי ופינצטה המגנטית, יכולות לשמש גם כדי ללמוד קיפול של מולקולות RNA בודדות. עם זאת, יישומים אמורים מוגבלים בעיקר בשל הרזולוציה מרחבית הנמוכה יחסית 30.

העסקתו של פינצטה אופטית מאפשרת מבני RNA שפרשו בכוח מכאני.

היתרון של מכאני התגלגלות הוא פי כמה וכמה. כוח יכול לשמש כדי להתפתח מבנים הן משניים ושיישונים, ואילו יונים של מתכות ומתקפלים ליגנד המושרה הם בעיקר מוגבלים למבנים שלישוני. טמפרטורה וdenaturant יכולים להשפיע באופן משמעותי את פעילותם של מים ומומסים. בניגוד לכך, כוח מיושם באופן מקומי כדי להפריע מבנים מולקולריים; ההשפעה של כוח על הסביבה היא זניחה. בנוסף, היתוך תרמי משמש הטוב ביותר ללמוד תרמודינמיקה קיפול של מבני RNA קטנים,ואילו פינצטה אופטית הייתה בשימוש ללמוד מבני RNA בגדלים שונים, הנע בין סיכת ראש tetraloop שבעה בסיס זוג 28 לribozyme 400 נוקלאוטיד 31 ב. יתר על כן, מבני RNA ניתן פרשו באופן מכאני בטמפרטורות מזופיליות. בניגוד לכך, להתפתח RNAs בניסוי היתוך תרמי, הטמפרטורה עולה בדרך כלל הרבה מעל טמפרטורות פיסיולוגיות, אשר מגדילה באופן משמעותי הידרוליזה RNA, במיוחד בנוכחות של יוני Mg 2 +.

חשוב לציין כי ההשפעה המכנית של כוח תלויה איך הוא מוחל למבנה. הכח ליישם מטה נוף האנרגיה מתקפל. לדוגמא, כאשר הכוח מוחל על סיכת ראש, זוגות בסיסיהם ברצף שבורים, אחד בכל פעם (איור 1 א). המזלג קורע מתקדם לאורך ציר הסליל, שהוא ניצב לכח ליישם. בניגוד לכך, כאשר מורכב נשיקות מינימליות הוא תחת מתח, שתי נשיקותזוגות בסיסים, אשר מקבילים לכח המונע, חולקים את כוח העומס (איור 1b). הגיאומטריות השונות של סיכת הראש ויחסית מורכבים לנשק לתוצאת הכוח ליישם בתגובה המכנית השונות שלהם, שיכול להיות מנוצל כדי להבחין קיפול שניוני ושלישונית 28,32. ההיבט התיאורטי של מכאני התגלגלות נבדק בעבר 8,9,30. עבודה זו מתארת ​​את הגישות הבסיסיות להקמה ולבצע assay התגלגלות מכאני מולקולה בודדת.

התקנה ניסיונית. 7 בניסוי מושך המכני שלנו, מדגם RNA לtweezing מורכב מרנ"א של עניין וצדיו שתי ידיות פעמיים תקועים DNA / RNA (איור 2). כל המולקולה יכולה להיות קשורה לשני חרוזים מצופים משטח בגודל מיקרון (Spherotech) באמצעות streptavidin ביוטין ואינטראקציות נוגדן digoxigenin-אנטי digoxigenin, בהתאמה. חרוז אחד מוחזק על ידי TR האופטי למדידת כוחap, ואילו האחרים מוחזק על קצה micropipette. המרחק היחסי בין חרוזים ניתן לשנות על ידי מי מנווט את המלכודת או העברת micropipette. שימוש בגישה זו, מולקולת RNA חד קשירת חרוזים יכולה להיות מתוחה ורגועה.

הכנת דוגמאות. הסינתזה של דגימות RNA לtweezing כוללת כמה צעדים (איור 3). ראשית, רצף DNA המתאים לRNA של עניין הוא משובט ראשון בוקטור פלסמיד. בשלב בא, שלוש תגובות PCR מבוצעות כדי ליצור שתי ידיות ותבנית לשעתוק. תבנית השעתוק מקיפה את אזורי הידית ורצפים שהוכנסו. RNA באורך המלא הוא מסונתז על ידי שעתוק במבחנה. אחרון, RNA וידיות שינוי כימי הם מרותקים יחד כדי ליצור מולקולות למריטות חוזרות ונשנה.

כיול והפעלה של מלקחיים. העיצוב הבסיסי של שימוש Minitweezersד בעבודה זו נובע כי בפינצטה האופטית כפול קורה 33. עם שיפורים רבים, Minitweezers להציג יציבות יוצאת דופן בהשוואה לפינצטה האופטית הדור הראשון. מספר קבוצות מחקר בכמה מדינות להשתמש Minitweezers במחקר המולקולה בודדת שלהם 14,15,34-37. הפרטים של בנייה, כיול, והפעלה של המכשיר, כוללים קטעי וידאו הדרכה, זמינים באתר האינטרנט של "המעבדה מלקטת" (http://tweezerslab.unipr.it). הנה, שיפורים ונהלי כיול שצריך להתבצע על בסיס יומי מתוארים בפירוט.

Protocol

.1 הכנת RNA המולקולות לtweezing מולקולה בודדת שיבוט הרצף של עניין. לשכפל את רצף DNA התואם את מבנה RNA לוקטור. סינתזה וטיהור של תבנית השעתוק. לסנתז תבנית שעתוק על ידי PCR. [שולחן מקום 1 כאן] הבא, לטהר מוצרי …

Representative Results

מוגבלת על ידי מרחב, nanomanipulation של מולקולות RNA יחידה באה לידי ביטוי בהצגת דוגמאות רק מכאניות התגלגלות של סיכות ראש RNA וRNA עם מבנה שלישוני. מניפולציות מולקולות בודדת מכבנה ברגע שרצועה שנו…

Discussion

שינוי ופתרון בעיות בהכנת דוגמאות tweezing

בחירה של שיבוט וקטור. על אף שהתכנית הכללית שתוארה כאן (איור 3) אינה דורש וקטור שיבוט מיוחד, הווקטור הוא העדיף שלא צריך T7 הפנימי או אמרגן T3 עבור קלות השעתוק כזה שאמרגן …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by an NSF grant (MCB-1054449) and a collaborative interdisciplinary Pilot Research Program award from The RNA Institute at University at Albany to PTXL.

Materials

Minitweezers Steven B. Smith Engineering http://tweezerslab.unipr.it
Data acquisition card National Instruments USB-6351
Video card National Instruments PCI-1407
Labview programming software National Instruments
NI Vision Builder National Instruments
Laser engraver Epilogue laser systems Zing-16
PCR purification kit Qiagen 28104
MEGAscript T7 kit Life Technologies AM1334
MEGAclear kit Life Technologies AM1908
Biotin-11-UTP Thermo Fisher FERR0081
T4 DNA polymerase New England Labs M0203
Streptavidin coated microsphere Spherotech SVP-20-5
Antidigoxigenin coated microsphere Spherotech DIGP-20-2
Size standard microspheres Spherotech PPS-6K
Kapton tape Kaptontape.com KPPTDE-1
No. 2 cover glass Thermo Fisher 12-543D

References

  1. Ashkin, A. Optical trapping and manipulation of neutral particles using lasers. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94, 4853-4860 (1997).
  2. Maier, B. Using laser tweezers to measure twitching motility in Neisseria. Current opinion in microbiology. 8, 344-349 (2005).
  3. Wang, S., Arellano-Santoyo, H., Combs, P. A., Shaevitz, J. W. Measuring the bending stiffness of bacterial cells using an optical trap. Journal of visualized experiments JoVE. , (2010).
  4. Smith, S. B., Cui, Y., Bustamante, C. . Overstretching B-DNA the elastic response of individual double-stranded and single-stranded DNA molecules. 271, 795-799 (1996).
  5. Strick, T. R., Allemand, J. F., Bensimon, D., Bensimon, A., Croquette, V. . The elasticity of a single supercoiled DNA molecule. 271, 1835-1837 (1996).
  6. Bryant, Z., et al. Structural transitions and elasticity from torque measurements on DNA. Nature. 424, 338-341 (2003).
  7. Liphardt, J., Onoa, B., Smith, S. B., Tinoco, I., J, C., Bustamante, . Reversible unfolding of single RNA molecules by mechanical force. 292, 733-737 (2001).
  8. Li, P. T. X., Vieregg, J., Tinoco, I. How RNA unfolds and refolds. Annu Rev Biochem. 77 (27), 21-24 (2008).
  9. Woodside, M. T., Garcia-Garcia, C., Block, S. M. Folding and unfolding single RNA molecules under tension. Current opinion in chemical biology. 12, 640-646 (2008).
  10. Cecconi, C., Shank, E. A., Bustamante, C., Marqusee, S. . Direct observation of the three-state folding of a single protein molecule. 309, 2057-2060 (2005).
  11. Shank, E. A., Cecconi, C., Dill, J. W., Marqusee, S., Bustamante, C. The folding cooperativity of a protein is controlled by its chain topology. Nature. 465, 637-640 (2010).
  12. Morin, J. A., et al. Active DNA unwinding dynamics during processive DNA replication. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109, 8115-8120 (2012).
  13. Larson, M. H., Landick, R., Block, S. M. Single-molecule studies of RNA polymerase one singular sensation every little step it takes. Molecular cell. 41, 249-262 (2011).
  14. Wen, J. D., et al. Following translation by single ribosomes one codon at a time. Nature. 452, 598-603 (2008).
  15. Qu, X., et al. The ribosome uses two active mechanisms to unwind messenger RNA during translation. Nature. 475, 118-121 (2011).
  16. Pease, P. J., et al. . Sequence-directed DNA translocation by purified FtsK. 307, 586-590 (2005).
  17. Dumont, S., et al. RNA translocation and unwinding mechanism of HCV NS3 helicase and its coordination by ATP. Nature. 439, 105-108 (2006).
  18. Greenleaf, W. J., Woodside, M. T., Block, S. M. High-resolution, single-molecule measurements of biomolecular motion. Annual review of biophysics and biomolecular structure. 36, 171-190 (2007).
  19. Serganov, A., Nudler, E. A decade of riboswitches. Cell. 152, 17-24 (2013).
  20. Breaker, R. R. Prospects for riboswitch discovery and analysis. Molecular cell. 43, 867-879 (2011).
  21. Wan, Y., et al. Genome-wide measurement of RNA folding energies. Molecular cell. 48, 169-181 (1016).
  22. Dalgarno, P. A., et al. Single-molecule chemical denaturation of riboswitches. Nucleic acids research. 41, 4253-4265 (2013).
  23. Wood, S., Ferre-D’Amare, A. R., Rueda, D. Allosteric tertiary interactions preorganize the c-di-GMP riboswitch and accelerate ligand binding. ACS chemical biology. 7, 920-927 (2012).
  24. Brenner, M. D., Scanlan, M. S., Nahas, M. K., Ha, T., Silverman, S. K. Multivector fluorescence analysis of the xpt guanine riboswitch aptamer domain and the conformational role of guanine. Biochemistry. 49, 1596-1605 (2010).
  25. Greenleaf, W. J., Frieda, K. L., Foster, D. A., Woodside, M. T., Block, S. M. . Direct observation of hierarchical folding in single riboswitch aptamers. 319, 630-633 (2008).
  26. Frieda, K. L., Block, S. M. . Direct observation of cotranscriptional folding in an adenine riboswitch. 338, 397-400 (2012).
  27. Neupane, K., Yu, H., Foster, D. A., Wang, F., Woodside, M. T. Single-molecule force spectroscopy of the add adenine riboswitch relates folding to regulatory mechanism. Nucleic acids research. 39, 7677-7687 (2011).
  28. Li, P. T. X., Bustamante, C., Tinoco Jr, I. Unusual Mechanical Stability of A Minimal RNA Kissing Complex. Proc Natl Acad Sci USA. 103, 15847-15852 (2006).
  29. Li, P. T. X., Bustamante, C., Tinoco Jr, I. Real-time control of the energy landscape by force directs the folding of RNA molecules. Proc Natl Acad Sci USA. 104, 7039-7044 (2007).
  30. Tinoco Jr, I., Li, P. T. X., Bustamante, C. Determination of ther modynamics and kinetics of RNA reactions by force. Q Rev Biophys. 39, 325-360 (2006).
  31. Onoa, B., et al. . Identifying kinetic barriers to mechanical unfolding of the T thermophila ribozyme. 299, 1892-1895 (2003).
  32. Li, P. T., Tinoco Jr, I. Mechanical unfolding of two DIS RNA kissing complexes from HIV-1. J Mol Biol. 386, 1343-1356 (2009).
  33. Smith, S., Cui, Y., Bustamante, C. Optical-trap force transducer that operates by direct measurement of light momentum. Methods Enzymol. 361, 134-162 (2003).
  34. Stephenson, W., et al. The essential role of stacking adenines in a two-base-pair RNA kissing complex. J Am Chem Soc. 135, 5602-5611 (2013).
  35. Kaiser, C. M., Goldman, D. H., Chodera, J. D., Tinoco Jr, I., Bustamante, C. . The ribosome modulates nascent protein folding. 334, 1723-1727 (2011).
  36. Bizarro, C. V., Alemany, A., Ritort, F. Non-specific binding of Na+ and Mg2+ to RNA determined by force spectroscopy methods. Nucleic acids research. 40, 6922-6935 (2012).
  37. Bosaeus, N., et al. Tension induces a base-paired overstretched DNA conformation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109, 15179-15184 (2012).
  38. Berg-Sørensen, K., Power Flyvbjerg, H. spectrum analysis for optical tweezers. Rev Sci Instrum. 75, 594-612 (2004).
  39. Stephenson, W., et al. Combining temperature and force to study folding of an RNA hairpin. Phys Chem Chem Phys. 16, 906-917 (2014).
  40. Evans, E., Ritchie, K. Dynamic strength of molecular adhesion bonds. Biophys J. 72, 1541-1555 (1997).
  41. Dudko, O. K., Hummer, G., Szabo, A. Intrinsic rates and activation free energies from single-molecule pulling experiments. Phys Rev Lett. 96, 108101 (2006).
  42. Dudko, O. K., Hummer, G., Szabo, A. Theory analysis, and interpretation of single-molecule force spectroscopy experiments. Proc. Natl Acad Sci USA. 105, 15755-15760 (2008).
  43. Li, P. T. X., Collin, D., Smith, S. B., Bustamante, C., Tinoco Jr, I. Probing the Mechanical Folding Kinetics of TAR RNA by Hopping, Force-Jump and Force-Ramp Methods. Biophys J. 90, 250-260 (2006).
  44. Elms, P. J., Chodera, J. D., Bustamante, C. J., Marqusee, S. Limitations of constant-force-feedback experiments. Biophysical journal. 103, 1490-1499 (2012).
  45. Li, P. T. X. Analysis of Diffuse K+ and Mg2+ Ion Binding to a Two-Base-Pair Kissing Complex by Single-Molecule Mechanical Unfolding. Biochemistry. 52, 4991-5001 (2013).
  46. Wen, J. D., et al. Force unfolding kinetics of RNA using optical tweezers. I. Effects of experimental variables on measured results. Biophys J. 92, 2996-3009 (2007).
  47. Manosas, M., et al. Force Unfolding Kinetics of RNA using Optical Tweezers II. Modeling Experiments Biophys J. 92, 3010-3021 (2007).
  48. Vilfan, I. D., et al. An RNA toolbox for single-molecule force spectroscopy studies. Nucleic acids research. 35, 6625-6639 (2007).
  49. Li, P. T. X. Formation of a metastable intramolecular RNA kissing complex by nanomanipulation. Soft Matter. 9, 3246-3254 (2013).
  50. Chen, G., Chang, K. Y., Chou, M. Y., Bustamante, C., Tinoco Jr, I. Triplex structures in an RNA pseudoknot enhance mechanical stability and increase efficiency of -1 ribosomal frameshifting. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106, 12706-12711 (2009).
  51. Chen, G., Wen, J. D., Tinoco Jr, I. . Single-molecule mechanical unfolding and folding of a pseudoknot in human telomerase RNA. 13, 2175-2188 (2007).
  52. Tinoco, I., Chen, G., Qu, X. RNA reactions one molecule at a time. Cold Spring Harbor perspectives in biology. 2, a003624 (2010).
  53. Dudko, O. K., Graham, T. G., Best, R. B. Locating the barrier for folding of single molecules under an external force. Physical review letters. , 107-208301 (2011).
  54. Djebali, S., et al. Landscape of transcription in human cells. Nature. 489, 101-108 (2012).
check_url/51542?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Stephenson, W., Wan, G., Tenenbaum, S. A., Li, P. T. X. Nanomanipulation of Single RNA Molecules by Optical Tweezers. J. Vis. Exp. (90), e51542, doi:10.3791/51542 (2014).

View Video