에 대한 쥐의 내시경<em> 생체</em> 발암 및 소장의 평가의 멀티 모달 이미징 상처 치유 및 염증
Summary
작은 동물 이미징 기술은 직렬 진단 시험 및 생체 내에서 치료 적 개입을 허용한다. 최근, 응용 프로그램의 범위가 크게 확대하고 현재 대장 종양 발생의 평가, 상처 치유 및 염증의 모니터링이 포함되어 있습니다. 이 프로토콜은 쥐 내시경 검사의 이러한 다양한 응용 가능성을 보여줍니다.
Abstract
마우스 모델은 널리 인간 질병의 발병 기전을 연구 및 전임상 진단 절차뿐만 아니라 치료 적 개입을 평가하는 데 사용됩니다. 그러나, 병리학 적 변화의 올바른 평가는 종종 조직 학적 분석을 필요로하고, 생체 외에서 수행 할 때, 동물의 사망을 필요로한다. 따라서 기존의 실험 설정에서, 내 개별 추적 검사는 거의 가능하다. 따라서, 살아있는 마우스에서 뮤린 내시경의 개발은 직접 위장 점막을 시각화와 같은 변경을 모니터링하는 절차를 반복 모두 처음 조사자 수있다. 생체 쥐 내시경 검사에 대한 수많은 응용 프로그램, 장 염증이나 상처 치유를 공부 반복 점막 생검 획득을 포함한, 존재하고,에 로컬 소형 주입 카테터를 사용하여 진단 또는 치료 에이전트를 관리 할 수 있습니다. 가장 최근에, 분자 영상은 확장했다 영상 진단 모특정 photoprobes를 구별하여 표적 분자의 검출을 허용하는 특정 dalities. 결론적으로, 쥐의 내시경 검사는 생체 영상 진단 실험을위한 새로운 첨단 기술로 떠오르고있다 상당히 다양한 분야에서 임상 연구에 영향을 미칠 수 있습니다.
Introduction
동물 모델은 크게 여러 장 병리에 대한 우리의 이해를 풍성하게했다. 실험실 마우스 (뮤스 musculus)는 인해 풍부한 유전자 및 게놈 정보를 생물 의학 연구에서 주요 동물 모델로 부상하고 유전자 녹아웃 균주에서 쉽게 사용할 수있다. 이해 질병 병인을 향상시키는 것 외에, 동물 모델은 또한 중요한 약물 후보뿐만 아니라 임상 진단이나 치료 개입을 테스트하기 위해 사용된다. 그러나, 인간의 질병을 흉내 낸 마우스 모델의 다양성에도 불구하고, 정기적으로 환자 치료에 사용되는 여러 진단 및 중재 적 옵션은 마우스 사용할 수 없습니다. 따라서, 감시 전략은 종종 간접 관찰에 한정되는 뮤린 질병 또는 치료 개입의 영향의 과정을 모니터링하거나 부검 분석 씀. 비 침습적 모니터링 마우스에 대한 질병 활동 지수와 같은 활력을 존재하지만, 한때체중 감소 또는 증가, 혈액, 소변 및 대변의 antification 다음은 간접 지표 간 약간의 차이에 의해 바이어스된다, 분석한다. 또한, 사후 부검은 반복 시점에서 종 관찰을 방지 분석합니다. 정교한 영상 기술은 최근 1,2 도입 된 마우스에서 질병 활동을 모니터링 할 수 있습니다. 이 영상 기술은 반복적 인 분석이 가능하지만, 그들은 단지 직접 점막의 시각화를 활성화 또는 생검 수집 또는 약물 후보의 국소 및 점막 내암을 응용 프로그램으로 진단 또는 치료 개입을 허용하지 않는, 장에 설명하고 종종 부정확 한보기를 제공합니다.
최근 살아있는 마우스에 사용하기위한 고해상도의 내시경 시스템은 3,4 개발되었다. 처음 이러한 내시경 기술은 상처 치유 또는 장내 염증 제공 OBJ와 같은 endoluminal 대장 질환의 병리의 직접 시각화를 허용반복적 인 시점에서 동일 종의 동물 연구를 허용, 감정적, 실시간 상태. 이외에도 개별 마우스에서 반복 생검을 허용함으로써, 내시경 시스템은 또한 치료 적으로 관심 영역에 대한 물질의 직접적인 적용을 허용함으로써 구별 종양 또는 국소 염증에 영향을 미칠 수있다. 치료 및 제어 물질은 관심 영역에 직접 전달 될 수있다 더욱이,이 문제는 개인간 변동 제외한 동일한 마우스에서 수행 될 수있다. 이러한 시스템은 현재 이러한 대장염 심각도 (MEICS) 5-7의 뮤린 내시경 인덱스로 결장 염증, 상처 치유, 복강경 간 생검, 각종 점수 시스템을 사용하여 간 종양 8과 종양 발생의 동 소성 유도의 평가를 위해 사용되어왔다. 대장 벽의 비후, 혈관 패턴의 변화, 섬유소의 존재 mucos의 단위 : MEICS 염증을 평가하는 5 개의 매개 변수 구성알 표면 및 대변의 일관성.
이 프로토콜에서는 장내 상처 치유, 염증 및 결장암의 뮤린 모델에서 경질 내시경의 사용을 설명한다. 먼저, 상처 치유 및 염증의 대장 내시경 평가뿐만 아니라 대장염 활성 종 평가 및 뮤린 결장 cancerogenesis의 연구를 설명한다. 쥐 내시경의 사용 설명을 넘어, 우리는 조직 검사를 얻기 위해 내시경 장비의 사용에 대한 자세한 지침을 제공하고, 서로 다른 관심의 구성 요소 (예를 들어, 약물 후보 또는 종양 세포)의 국소 및 점막 내암 응용 프로그램입니다. 마지막으로, 우리는 대장 종양의 설정에서, 복잡한 분자 이미징 기술을 채용 뮤린 형광 내시경의 사용을 보여준다.
Protocol
Representative Results
Discussion
상피 상처 치유는 계속적인 과정이라고 할 수 있습니다. 위장 점막 내의 표면 세포의 연속 생리 각질은 상피 세포 16의 빈번한 재생을 필요로 발생합니다. 따라서, 장애인 상처 치유 위장 궤양과 17 문 합부 누출 (18) 등 여러 가지 질병에 엄청난 영향을 미친다. 상피를 자극하는 분자 배경의 평가뿐만 아니라 잠재적 인 약물 후보는 불완전 19,20 체외에서의 세?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
우리는 전문적인 기술 지원을 소냐 Dufentester 및 엘크 웨버 감사합니다. 우리는 의료 정보학 지원을위한 원고와 스테판 브루크너를 교정에 대한 Faekah Gohar 감사합니다. 이 작품은 그렇지-크로네 -는 Fresenius 재단 (2012_A94)에서 학제 보조금에 의해 지원되었다. D. Bettenworth 의학 학부, Westfälische Wilhelms-Universität 뮌스터에서 연구 친교에 의해 지원되었다. M. 브루크너는 도이치 Forschungsgemeinschaft (DFG SFB1009B8)의 "Gerok"회전 위치에 의해 지원되었다. 우리는 마우스 만화의 그림은 헤이 케 블룸 감사합니다.
Materials
| Name | Company | Catalogue Number | Comment |
| Reagents | |||
| Alfalfa-free diet | Harlan Laboritories, Madison, USA | 2014 | |
| Azoxymethane (AOM) | Sigma – Aldrich, Deisenhofen, Germany | A5486 | |
| Bepanthen eye ointment | Bayer, Leverkusen, Germany | 80469764 | |
| Dextran sulphate sodium (DSS) | TdB Consulatancy, Uppsala, Sweden | DB001 | |
| Eosin | Sigma – Aldrich, Deisenhofen, Germany | E 4382 | |
| Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) | Sigma – Aldrich, Deisenhofen, Germany | E 9884 | |
| Falcon Tube 50ml | BD Biosciences, Erembodegem, Belgium | 352070 | |
| Florene 100V/V | Abbott, Wiesbaden, Germany | B506 | |
| Fluorescein-Isothiocyanat (FITC)–dextrane | Sigma – Aldrich, Deisenhofen, Germany | FD4-250MG | |
| Haematoxylin | Sigma – Aldrich, Deisenhofen, Germany | HHS32-1L | |
| Isopentane (2- Methylbutane) | Sigma – Aldrich, Deisenhofen, Germany | M32631-1L | |
| Methylene blue | Merck, Darmstadt, Germany | 1159430025 | |
| O.C.T. Tissue Tek compound | Sakura, Zoeterwonde, Netherlands | 4583 | |
| Omnican F – canula | Braun, Melsungen, Germany | 9161502 | |
| Phosphate buffered saline, PBS | Lonza, Verviers, Belgium | 4629 | |
| Sodium Chloride 0,9% | Braun, Melsungen, Germany | 5/12211095/0411 | |
| Standard diet | Altromin, Lage, Germany | 1320 | |
| Tissue-Tek Cryomold | Sakura, Leiden, Netherlands | 4566 | |
| Vitro – Clud | R. Langenbrinck, Teningen, Germany | 04-0002 | |
| Equipment | |||
| AIDA Control | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 20 096020 | |
| Bandpass filter | Semrock, Rochester, USA | HC 716/40 | |
| Bandpass filter | Semrock, Rochester, USA | HC 809/81 | |
| Biopsy Forceps, 3 Fr., 28cm | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 61071ZJ | |
| Dell Monitor | Dell, Frankfurt am Main, Germany | U2412Mb | |
| Examination Sheath, 9 Fr. | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 61029D | |
| Examination Sheath, 9 Fr. | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 61029C | |
| Fiber Optic Light Cable, 3.5mm | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 69495NL | |
| Fluorescein Blue Filter System | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 20100032 | |
| Fluorescein Barrier Filter | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 20100033 | |
| Foot switch | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 20010430 | |
| HOPKINS Telescope, 1.9mm, Length 10cm | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 1830231 | |
| SCB D-light P | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 20 133720 | |
| SCB tricam SL II | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 20 2230 20 | |
| Tubing set instruments VETPUMP II | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 69811 | |
| Tricam PDD PAL | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 20221037 | |
| UniVet Porta | Groppler Medizintechnik, Deggendorf, Germany | BKGM 0451 | |
| Vetpump 2 | Karl Storz – Endoskope, Tuttlingen, Germany | 69321620 |
References
- Bettenworth, D., et al. Translational 18F-FDG PET/CT imaging to monitor lesion activity in intestinal inflammation. Journal of nuclear medicine : official publication, Society of Nuclear Medicine. 54, 748-755 (2013).
- Lewis, J. S., Achilefu, S., Garbow, J. R., Laforest, R., Welch, M. J. Small animal imaging. current technology and perspectives for oncological imaging. European journal of cancer. 38, 2173-2188 (2002).
- Huang, E. H., et al. Colonoscopy in mice. Surgical endoscopy. 16, 22-24 (2002).
- Becker, C., et al. In vivo imaging of colitis and colon cancer development in mice using high resolution chromoendoscopy. Gut. 54, 950-954 (2005).
- Becker, C., Fantini, M. C., Neurath, M. F. High resolution colonoscopy in live mice. Nature protocols. 1, 2900-2904 (2006).
- Neurath, M. F., et al. Assessment of tumor development and wound healing using endoscopic techniques in mice. Gastroenterology. 139, 1837-1843 (2010).
- Pickert, G., et al. STAT3 links IL-22 signaling in intestinal epithelial cells to mucosal wound healing. The Journal of experimental medicine. 206, 1465-1472 (2009).
- Shapira, Y., et al. Utilization of murine laparoscopy for continuous in-vivo assessment of the liver in multiple disease models. Plos one. 4, e4776 (2009).
- Wirtz, S., Neufert, C., Weigmann, B., Neurath, M. F. Chemically induced mouse models of intestinal inflammation. Nature protocols. 2, 541-546 (2007).
- Neufert, C., Becker, C., Neurath, M. F. An inducible mouse model of colon carcinogenesis for the analysis of sporadic and inflammation-driven tumor progression. Nature protocols. 2, 1998-2004 (2007).
- Dieleman, L. A., et al. Chronic experimental colitis induced by dextran sulphate sodium (DSS) is characterized by Th1 and Th2 cytokines. Clinical and experimental immunology. 114, 385-391 (1998).
- Gao, Y., et al. Colitis-accelerated colorectal cancer and metabolic dysregulation in a mouse model. Carcinogenesis. 34, 1861-1869 (2013).
- Foersch, S., Neufert, C., Neurath, M. F., Waldner, M. J. Endomicroscopic Imaging of COX-2 Activity in Murine Sporadic and Colitis-Associated Colorectal Cancer. Diagnostic and therapeutic endoscopy. 2013, 250641 (2013).
- Bremer, C., Ntziachristos, V., Weissleder, R. Optical-based molecular imaging: contrast agents and potential medical applications. European radiology. 13, 231-243 (2003).
- Keller, R., Winde, G., Terpe, H. J., Foerster, E. C., Domschke, W. Fluorescence endoscopy using a fluorescein-labeled monoclonal antibody against carcinoembryonic antigen in patients with colorectal carcinoma and adenoma. Endoscopy. 34, 801-807 (2002).
- Jones, M. K., Tomikawa, M., Mohajer, B., Tarnawski, A. S. Gastrointestinal mucosal regeneration: role of growth factors. Frontiers in bioscience : a journal and virtual library. 4, 303-309 (1999).
- Mertz, H. R., Walsh, J. H. Peptic ulcer pathophysiology. The Medical clinics of North America. 75, 799-814 (1991).
- Pantelis, D., et al. The effect of sealing with a fixed combination of collagen matrix-bound coagulation factors on the healing of colonic anastomoses in experimental high-risk mice models. Langenbeck’s archives of surgery / Deutsche Gesellschaft fur Chirurgie. 395, 1039-1048 (2010).
- Burk, R. R. A factor from a transformed cell line that affects cell migration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 70, 369-372 (1973).
- Msaki, A., et al. The role of RelA (p65) threonine 505 phosphorylation in the regulation of cell growth, survival, and migration. Molecular biology of the cell. 22, 3032-3040 (2011).
- Zigmond, E., et al. Utilization of murine colonoscopy for orthotopic implantation of colorectal cancer. PloS one. 6, e28858 (2011).
- Foersch, S., et al. Molecular imaging of VEGF in gastrointestinal cancer in vivo using confocal laser endomicroscopy. Gut. 59, 1046-1055 (2010).
- Mitsunaga, M., et al. Fluorescence endoscopic detection of murine colitis-associated colon cancer by topically applied enzymatically rapid-activatable probe. Gut. 62, 1179-1186 (2013).
