JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicine

Fare Glokomda Konfokal Oftalmoskopik Görüntüleme ve Hücre morfometrisi: Nörodejenerasyonda sırasında Retina Mikroglial Aktivasyonu Vivo Dynamics

Published: May 11, 2015
doi:
10.3791/52731
, , ,
1Department of Neurobiology & Anatomy,University of Utah, 2Department of Ophthalmology & Visual Sciences,University of Utah

Summary

Mikroglia aktivasyonu ve mikroglioz kronik nörodejenerasyona önemli tepkilerdir. Burada, in vivo, konfokal oftalmoskopi retinal CX3CR1-GFP + mikroglial hücreleri uzun süreli görselleştirme için yöntemler sunmak ve eşik ve morfometrik için belirlemek ve aktivasyonunu ölçmek için analiz eder. Biz yaşa bağlı glokomun erken evrelerinde mikrogliyal değişiklikleri takip.

Abstract

CNS-resident nöroimmün hücreleri mikroglia, farklı fonksiyonları ve gen ekspresyon profilleri ile aktive durumuna geçiş, MSS hasarı yanıt olarak kendi morfolojisi ve boyutunu dönüşümü. Sağlık, yaralanma ve hastalık mikrogliyal aktivasyon rolleri tam olarak nedeniyle mikroçevresinin değişikliklere tepki olarak dinamik ve karmaşık düzenlemeye anlaşılamamıştır. Bu nedenle, non-invaziv monitör için çok önemlidir ve bozulmamış organizmada zamanla mikrogliyal aktivasyon değişiklikleri analiz eder. In vivo mikrogliyal aktivasyon çalışmaları CNS ortamı değiştirmeden izleme mikrogliyal davranış teknik sınırlamalar gecikmelidir edilmiştir. Bu uzun vadeli değişiklikler izlenir gereken kronik nörodejenerasyon sırasında özellikle zor olmuştur. Retina, non-invaziv canlı görüntüleme için uygun bir CNS organ görselleştirmek ve kronik hastalık sırasında mikroglia aktivasyonu dinamiklerini karakterize için güçlü bir sistem sunmaktadır.

<p cleşek = "jove_content"> Bu protokol, uzun vadeli retina mikroglia, in vivo görüntüleme, hücresel çözünürlük ile mikroglia görselleştirmek için, konfokal oftalmoskopi (cSLO) ve CX3CR1 GFP / + raportör fareler kullanmak için yöntemler açıklar. Ayrıca, biz büyük hücre alt hücre aktivasyonu ve yoğunluğu aylık değişimleri (retinanın başına 200-300 hücre) ölçmek için yöntemler açıklanmaktadır. Biz in vivo görüntülerin otomatik eşik tabanlı morfometrik analizi uygulayarak retinada mikrogliyal aktivasyon canlı izleme için yararlı bir metrik olarak lizozomal alanının kullanımını doğrulamaktadır. Biz bu canlı görüntü alımı kullanmak ve kronik glokom bir fare modelinde retina nörodejenerasyon erken aşamalarında mikrogliyal aktivasyon ve mikrogliyozu dinamik değişiklikleri izlemek için stratejiler analiz eder. Bu yaklaşım retina ve optik sinir etkileyen kronik CNS rahatsızlıkları nöronal ve aksonal düşüş mikroglia katkılarını araştırmak için yararlı olacaktır.

Introduction

Mikroglia sadece erken embriyonik gelişim beri ve yetişkinlik boyunca merkezi sinir sistemi (MSS) ikamet nöroimmün hücrelerdir. Reseptörlerinin karmaşık bir repertuar ile donatılmış, mikrogliyal aktivite ve bölgesel heterojenlik komşu nöronlar, glia, kan-beyin bariyeri ve nöroenflamatuar hücreleri 1,2 infiltre ile çift yönlü etkileşimi tarafından düzenlenir. Onlar homeostazisi 3,4 olarak tedirginlikler için kendi topraklarını örnek olarak bazal mikrogliyal fonksiyonlar, fizyolojik bakım ve onarım katkıda bulunmaktadır. CNS yaralanma ya da hastalık sırasında, mikroglia sonra reaktif fenotip onların geçişi tetikler nöronal sinyalleri ilk müdahale var, "mikroglia 2,5-7 aktif olarak adlandırılan. Mikroglia aktivasyonu, hücre soma ve süreç yeniden boyutlandırma ve 6-9 biçimlenme kuple edilir geni ve protein ifadesi, karmaşık bir döngüsünü içerir. Mikroglia aktivasyonu, aynı zamanda, hücre yeniden dağıtım vekümeleme, hücre sayısının (adlandırılır mikroglioz) yerel genel bir artış eşlik edebilir. Bu ya da kan-kaynaklı monosit 3,4,7,10-14 işe olmayan hücre proliferasyonu ve kendini yenileme, kaynaklanabilir. Yaşa bağlı kronik CNS hastalıkları geniş bir yelpazede, mikroglioz ve mikrogliya aktivasyon paralel hastalığın ilerlemesini 15-19 sürdürmüştür. Nasıl Mikroglia darbe nörodejenerasyon onlar hastalığın başlangıcı ve ilerlemesine farklı katkıları olabilir hem nöroprotektif ve zararlı roller oynamaya başlıca nedeni, belirsizliğini koruyor. Kronik CNS hastalığı anlamaya yönelik canlı görüntüleme çalışmaları hayvan modellerinde ve insan merkezi sinir sistemi hasar görmüş mikrogliyal davranışı gözlenir ve mikroglial değişiklikler hastalığın erken aşamalarında 15-17,19,20 saptanabilen bir başlangıç ​​olduğunu göstermiştir. Bu nedenle, tespit etmek ve in vivo olarak mikroglial aktivasyon izlemek için yaklaşımlar geliştirilmesi kritik öneme sahiptir.

Non-invaziv deteBeyin mikroglia aktivasyonu bölgesel değişikliklerin ction moleküler görüntüleme veya biyolüminesans ve pozitron emisyon tomografisi veya manyetik rezonans görüntüleme 18,21,22 kullanarak, nörodejeneratif hastalığın ilerlemesi in vivo göstergesi önemli bir olarak kurulmuştur. Bu son derece nicel ve non-invaziv moleküler ve nükleer tıp görüntüleme yöntemleri bölgesel çözünürlükte gliozis algılar. Alternatif olarak, CX3CR1 GFP / + farelerde iki foton konfokal görüntüleme hücresel çözünürlükte 3,4,9,20,23-28 beyin mikroglia gözlenmesi izin verdi. Ancak, bu yaklaşım bile minimal invaziv beyin görüntüleme prosedürleri 29 kendi davranışlarını rahatsız potansiyel risk göz önüne alındığında, uzun vadeli ve kronik mikrogliyal değişiklikler tekrarlanan gözlem sınırlar. Alternatif olarak, retina, akut yaralanma sonrası in vivo görselleştirme doğrudan için en uygun koşulları ve yaşlanma boyunca bozulmadan MSS niş içinde mikrogliya tekrarlanan izleme sunar vePotansiyel kronik nörodejeneratif hastalıklar sırasında. Böylece, son çalışmalar görüntüye konfokal tarayıcı laser oftalmoskopi (cSLO) canlı CX3CR1 GFP / + fareler uyarlayarak GFP ifade retina mikroglia yüksek çözünürlüklü görüntüleme fizibilite kanıtlamıştır. Bu akut kaynaklı yaralanma ya da oküler hipertansiyon 30-36 Aşağıdaki kadar 10 hafta için tek tek farelerde GFP + hücre sayıları haftalık değişimleri izlemek için kullanılmıştır.

Biz birkaç ay içinde uzun vadeli görüntüleme gerçekleştirmek ve kantitatif morfometrik analizi kullanılarak soma boyutuna göre mikroglia aktivasyonu değişiklikleri izlemek için bu yaklaşımı artırdık. Somal boyutu CX3CR1-GFP + mikroglia 9 in vivo görüntüleme gerçekleştirmek için kortikal dilim iki foton konfokal mikroskopi kullanılarak canlı görüntüleme çalışmalarında Mikroglia aktivitesi için faydalı bir ölçüt olarak tanımlandı. Bunlar ve diğer çalışmalarda da, WH lizozomal büyüklüğü ve Iba1 protein ekspresyonu düzeyleri arasında korelasyon gösterdiIch, aktivasyon 9,37 ile artar. Bu nedenle, aktif mikroglia canlı farelerde tespit edilebilir, ve bunların sayısı ve dağılımı MSS sağlık ve hastalık sırasında zaman içinde izlenebilir.

Bu protokol cSLO canlı görüntü toplama ve analiz yöntemleri mikrogliyal hücre sayıları, retina ganglion hücre (RGH) dejenerasyonu (Şekil 1) sırasında dağılımı ve morfolojik aktivasyon izlemek için açıklanır. Böylece, bu çalışma kullanır: 1) yaşa bağlı optik sinir ve retina ve nörodejenerasyonunun uğrar miras glokom (DBA / 2J) bir fare modeli yaş 38,39 5 ile 10 ay arasında hastalığın ilerlemesinde kayda değer değişkenlik gösterir, 2) aylık Uzun vadeli retinada GFP + hücrelerin görselleştirme ve 3-5 ay, hücre somata ve ölçü izole etmek segmentasyon ve eşikleme 3) canlı görüntüleme analizi yaşlı heterozigot Cx3cr1 GFP / + DBA / 2J farelerin miyelinsiz optik sinirin için cSLO in vivo görüntülemeIR alanı. Bu stratejiler, kronik glokom erken evrelerinde retina mikrogliyal aktivasyonun durumlarının kinetiğini değerlendirmek için uygulanır.

Protocol

İn vivo görüntüleme Utah Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından onaylanmış protokoller kullanılarak patojensiz tesislerinde yapılır. NOT: Bu görüntüleme protokolü retina mikroglia ve infiltre monositler / makrofajlar fractalkine reseptör lokus (CX3CR1) kontrolü altında, yeşil fluoresan protein (GFP) ifade eden raportör fareler için kullanılır. Konfokal Tarayıcı Lazer Oftalmoskopide tarafından Retina GFP + mikroglia Viv…

Representative Results

Bizim son in vivo çalışmalar görselleştirmek ve geç nörodejenerasyona 59 kronik glokom ve ilişkilerinin erken aşamalarında kinetik ve OSB ve retinal mikrogliyal değişiklikler kalıplarını izlemek için bu canlı görüntü toplama ve analiz yöntemleri kullanılır. Burada bireysel genç heterozigot Cx3CR1-GFP DBA / 2J retina merkezi retina (Şekil 5) geniş bir alan boyunca mikrogliyal hücreleri görselleştirmek için bir cSLO görüntü elde etme protokolünü göst…

Discussion

Nörodejeneratif bir hastalık sırasında mikrogliyal hücre sayısı ve morfolojik aktivasyon canlı izleme hücre özelliklerinin ayrıntılı görselleştirme izin non-invaziv görüntüleme yöntemlerinin kullanılmasını gerektirir. Görüntüleme sonra, mikroglial hücreler Mikroglia aktivitesi için çıktılan olarak lizozomal boyutu ve / veya işlem karmaşıklığını değerlendirmek için çok sayıda eşik adımlarının kullanımı ile morfometrik analiz için (bölünmüş) izole edilmelidir. Bu protoko…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank the Scientific Computing and Imaging Institute of the University of Utah for use of FluoRender software (R01GM09815). This work was supported by grants from the Glaucoma Research Foundation, Melsa M. and Frank Theodore Barr Foundation and the US National Institute of Health, (R01EY020878 and R01EY023621) to M.L.V., and (R01EY017182 and R01EY017950) to B.K.A.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
DBA/2J and
CX3CR1-GFP/+ mice		 The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME 000671 and 00582 Mice are breed in-house, introducing new breeders every 3 to 4 generations to prevent genetic drift.
301/2G needle and 1 ml tuberculin slip-tip syringe BD, East Rutherford, NJ 305106 and 309659
2,2,2-tribromoethanol, tert-Amyl alcohol 99% and phosphate buffer saline tablets Sigma-Aldrich, St. Louis, MO T48402, 152463 and P4417 Avertin solution (pH 7.3, sterile filtered) must be freshly made solution or stored at 4ºC for up to 1 week.
Heat therapy T/Pump Gaymar Industries, Orchard Park, NY TP-650
Cotton-tipped applicators Fisher Scientific, Pittsburgh, PA 23-400-100
Tropicamide 1%  Bausch & Lomb, Rochester, NY NDC 24208-585-64
PMMA contact lenses, 1.70-base curve, 3.2 mm total diameter, 0.40 mm-thick center Cantor & Nissel Ltd., Northamptonshire, UK G003709 Lenses are rinsed with sterile PBS and stored in polypropylene boxes.
HRA/Spectralis confocal scanning laser ophthalmoscope and Eye Explorer software Heidelberg Engineering GmbH, Carlsbad, CA Version 1.7.1.0
PowerPoint Microsoft, Redmond, WA Version 14.4.3
Adobe Photoshop Adobe, San Jose, CA Version CS3
FluoRender Scientific Computing and Imaging Institute, University of Utah Version 2.13 Freeware. http://www.sci.utah.edu/software/13-software/127-fluorender.html
NIS-Elements C Nikon, Melville, NY Version 4.30.01
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hanisch, U. K. Functional diversity of microglia – how heterogeneous are they to begin with. Front. Cell. Neurosci. 7 (65), 1-18 (2013).
  2. Kettenmann, H., Hanisch, U. K., Noda, M., Verkhratsky, A. . Physiology of microglia. Physiol. Rev. 91 (2), 461-553 (2011).
  3. Davalos, D., et al. ATP mediates rapid microglial response to local brain injury in vivo. Nat. Neurosci. 8 (6), 752-758 (2005).
  4. Nimmerjahn, A., Kirchhoff, F., Helmchen, F. Resting microglial cells are highly dynamic surveillants of brain parenchyma in vivo. Science. 308 (5726), 1314-1318 (2005).
  5. Ransohoff, R. M., Perry, V. H. Microglial physiology: unique stimuli, specialized responses. Annu. Rev. Immunol. 27, 119-145 (2009).
  6. Stence, N., Waite, M., Dailey, M. E. Dynamics of microglial activation: a confocal time-lapse analysis in hippocampal slices. Glia. 33 (3), 256-266 (2001).
  7. Streit, W. J., Walter, S. A., Pennell, N. A. Reactive microgliosis. Prog. Neurobiol. 57 (6), 563-581 (1999).
  8. Jonas, R. A., et al. The spider effect: morphological and orienting classification of microglia in response to stimuli in vivo. PloS One. 7 (2), e30763 (2012).
  9. Kozlowski, C., Weimer, R. M. An automated method to quantify microglia morphology and application to monitor activation state longitudinally in vivo. PloS One. 7 (2), 1-9 (2012).
  10. Ajami, B., Bennett, J. L., Krieger, C., Tetzlaff, W., Rossi, F. M. Local self-renewal can sustain CNS microglia maintenance and function throughout adult life. Nat. Neurosci. 10 (12), 1538-1543 (2007).
  11. Elmore, M. R., et al. Colony-stimulating factor 1 receptor signaling is necessary for microglia viability, unmasking a microglia progenitor cell in the adult brain. Neuron. 82 (2), 380-397 (2014).
  12. Lawson, L. J., Perry, V. H., Dri, P., Gordon, S. Heterogeneity in the distribution and morphology of microglia in the normal adult mouse brain. Neuroscience. 39 (1), 151-170 (1990).
  13. Ransohoff, R. M., Cardona, A. E. The myeloid cells of the central nervous system parenchyma. Nature. 468, 253-262 (2010).
  14. Solomon, J. N., et al. Origin and distribution of bone marrow-derived cells in the central nervous system in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Glia. 53, 744-753 (2006).
  15. Ajami, B., Bennett, J. L., Krieger, C., McNagny, K. M., Rossi, F. M. Infiltrating monocytes trigger EAE progression, but do not contribute to the resident microglia pool. Nat. Neurosc. 14 (9), 1142-1149 (2011).
  16. Sapp, E., et al. Early and progressive accumulation of reactive microglia in the Huntington disease brain. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 60 (2), 161-172 (2001).
  17. Maeda, J., et al. In vivo positron emission tomographic imaging of glial responses to amyloid-beta and tau pathologies in mouse models of Alzheimer’s disease and related disorders. J. Neurosc. 31 (12), 4720-4730 (2011).
  18. Jacobs, A. H., Tavitian, B. Noninvasive molecular imaging of neuroinflammation. J. Cereb. Blood Flow Metab. 32 (7), 1393-1415 (2012).
  19. Ouchi, Y., et al. Microglial activation and dopamine terminal loss in early Parkinson’s disease. Ann. Neurol. 57 (2), 168-175 (2005).
  20. Fuhrmann, M., et al. Microglial Cx3cr1 knockout prevents neuron loss in a mouse model of Alzheimer’s disease. Nat. Neurosci. 13 (4), 411-413 (2010).
  21. Trapani, A., Palazzo, C., de Candia, M., Lasorsa, F. M., Trapani, G. Targeting of the translocator protein 18 kDa (TSPO): a valuable approach for nuclear and optical imaging of activated microglia. Bioconjug. Chem. 24 (9), 1415-1428 (2013).
  22. Venneti, S., Lopresti, B. J., Wiley, C. A. Molecular imaging of microglia/macrophages in the brain. Glia. 61 (1), 10-23 (2013).
  23. Davalos, D., et al. Fibrinogen-induced perivascular microglial clustering is required for the development of axonal damage in neuroinflammation. Nat. Comm. 3 (1227), 1-15 (2012).
  24. Dibaj, P., et al. In Vivo imaging reveals distinct inflammatory activity of CNS microglia versus PNS macrophages in a mouse model for ALS. PloS One. 6 (3), e17910 (2011).
  25. Evans, T. A., et al. High-resolution intravital imaging reveals that blood-derived macrophages but not resident microglia facilitate secondary axonal dieback in traumatic spinal cord injury. Exp. Neurol. 254 (214), 109-120 (2014).
  26. Nayak, D., Zinselmeyer, B. H., Corps, K. N., McGavern, D. B. In vivo dynamics of innate immune sentinels in the CNS. Intravital. 1 (2), 95-106 (2012).
  27. Tremblay, M. E., Lowery, R. L., Majewska, A. K. Microglial interactions with synapses are modulated by visual experience. PLoS Biol. 8 (11), 1-16 (2010).
  28. Wake, H., Moorhouse, A. J., Jinno, S., Kohsaka, S., Nabekura, J. Resting microglia directly monitor the functional state of synapses in vivo and determine the fate of ischemic terminals. J. Neurosci. 29 (13), 3974-3980 (2009).
  29. Marker, D. F., Tremblay, M. E., Lu, S. M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. A thin-skull window technique for chronic two-photon in vivo imaging of murine microglia in models of neuroinflammation. J. Vis. Exp. 19 (43), (2010).
  30. Alt, C., Runnels, J. M., L, T. G. S., P, L. C. In vivo tracking of hematopoietic cells in the retina of chimeric mice with a scanning laser ophthalmoscope. Intravital. 1 (2), 132-140 (2012).
  31. Eter, N., et al. In vivo visualization of dendritic cells, macrophages, and microglial cells responding to laser-induced damage in the fundus of the eye. Invest. Ophthalmol., & Vis. Sci. 49 (8), 3649-3658 (2008).
  32. Liu, S., et al. Tracking retinal microgliosis in models of retinal ganglion cell damage. Investigative ophthalmology & visual science. 53, 6254-6262 (2012).
  33. Maeda, A., et al. Two-photon microscopy reveals early rod photoreceptor cell damage in light-exposed mutant mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 111 (14), E1428-E1437 (2014).
  34. Paques, M., et al. High resolution fundus imaging by confocal scanning laser ophthalmoscopy in the mouse. Vision Res. 46 (8-9), 1336-1345 (2006).
  35. Seeliger, M. W., et al. In vivo confocal imaging of the retina in animal models using scanning laser ophthalmoscopy. Vision Res. 45 (28), 3512-3519 (2005).
  36. Alt, C., Runnels, J. M., Mortensen, L. J., Zaher, W., Lin, C. P. In vivo imaging of microglia turnover in the mouse retina after ionizing radiation and dexamethasone treatment. Invest. Ophthalmol., & Vis. Sci. 55 (8), 5314-5319 (2014).
  37. Bosco, A., et al. Reduced retina microglial activation and improved optic nerve integrity with minocycline treatment in the DBA/2J mouse model of glaucoma. Invest. Ophthalmol., & Vis. Sci. 49 (4), 1437-1446 (2008).
  38. Anderson, M. G., et al. Mutations in genes encoding melanosomal proteins cause pigmentary glaucoma in DBA/2J mice. Nat. Genet. 30 (1), 81-85 (2002).
  39. Chang, B., et al. Interacting loci cause severe iris atrophy and glaucoma in DBA/2J mice. Nat. Genet. 21 (4), 405-409 (1999).
  40. Smith, R. S., Korb, D., John, S. W. A goniolens for clinical monitoring of the mouse iridocorneal angle and optic nerve. Mol. Vis. 8, 26-31 (2002).
  41. Buckingham, B. P., et al. Progressive ganglion cell degeneration precedes neuronal loss in a mouse model of glaucoma. J. Neurosci. 28 (11), 2735-2744 (2008).
  42. Howell, G. R., et al. Axons of retinal ganglion cells are insulted in the optic nerve early in DBA/2J glaucoma. J. Cell Biol. 179 (7), 1523-1537 (2007).
  43. Jakobs, T. C., Libby, R. T., Ben, Y., John, S. W., Masland, R. H. Retinal ganglion cell degeneration is topological but not cell type specific in DBA/2J mice. J. Cell Biol. 171 (2), 313-325 (2005).
  44. Soto, I., et al. Retinal ganglion cells downregulate gene expression and lose their axons within the optic nerve head in a mouse glaucoma model. J. Neurosci. 28 (2), 548-561 (2008).
  45. Bosco, A., Steele, M. R., Vetter, M. L. Early microglia activation in a mouse model of chronic glaucoma. J. Comp. Neurol. 519 (4), 599-620 (2011).
  46. Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Mol. Cell. Biol. 20 (11), 4106-4114 (2000).
  47. Broux, B., et al. CX(3)CR1 drives cytotoxic CD4(+)CD28(-) T cells into the brain of multiple sclerosis patients. J. Autoimmun. 38 (1), 10-19 (2012).
  48. Paques, M., et al. In vivo observation of the locomotion of microglial cells in the retina. Glia. 58 (14), 1663-1668 (2010).
  49. Charbel Issa, P., et al. Optimization of in vivo confocal autofluorescence imaging of the ocular fundus in mice and its application to models of human retinal degeneration. Invest. Ophthalmol., & Vis. Sci. 53 (2), 1066-1075 (2012).
  50. Beynon, S. B., Walker, F. R. Microglial activation in the injured and healthy brain: what are we really talking about? Practical and theoretical issues associated with the measurement of changes in microglial morphology. Neuroscience. 225 (2012), 162-171 (2012).
  51. Chan, J. W. Recent advances in optic neuritis related to multiple sclerosis. Acta Ophthalmol. 90 (3), 203-209 (2012).
  52. Frost, S., Martins, R. N., Kanagasingam, Y. Ocular biomarkers for early detection of Alzheimer’s disease. J. Alzheimer’s Dis. 22 (1), 1-16 (2010).
  53. Guo, L., Duggan, J., Cordeiro, M. F. Alzheimer’s disease and retinal neurodegeneration. Curr. Alzheimer Res. 7 (1), 3-14 (2010).
  54. Ikram, M. K., Cheung, C. Y., Wong, T. Y., Chen, C. P. Retinal pathology as biomarker for cognitive impairment and Alzheimer’s disease. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 83 (9), 917-922 (2012).
  55. Kersten, H. M., Roxburgh, R. H., Danesh-Meyer, H. V. Ophthalmic manifestations of inherited neurodegenerative disorders. Nat. Rev. Neurol. 10 (6), 349-362 (2014).
  56. Kesler, A., Vakhapova, V., Korczyn, A. D., Naftaliev, E., Neudorfer, M. Retinal thickness in patients with mild cognitive impairment and Alzheimer’s disease. Clin. Neurol. Neurosurg. 113 (7), 523-526 (2011).
  57. Petzold, A., et al. Optical coherence tomography in multiple sclerosis: a systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 9 (9), 921-932 (2010).
  58. Satue, M., et al. Retinal thinning and correlation with functional disability in patients with Parkinson’s disease. Br. J. Ophthalmol. 98 (3), 350-355 (2014).
  59. Bosco, A., Romero, C. O., Breen, K. T., Chagovetz, A. A., Steele, M. R., Ambati, B. K., Vetter, M. L. Neurodegeneration severity can be predicted from early microglia alterations monitored in vivo in a mouse model of chronic glaucoma. Dis Model Mech. , (2015).

Tags

Keywords: Retinal MicrogliaIn Vivo ImagingConfocal OphthalmoscopyCX3CR1GFP/+ Reporter MiceMicroglial ActivationMicroglial MorphometryChronic NeurodegenerationGlaucomaRetinal NeurodegenerationOptic Nerve
check_url/52731?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Bosco, A., Romero, C. O., Ambati, B. K., Vetter, M. L. In Vivo Dynamics of Retinal Microglial Activation During Neurodegeneration: Confocal Ophthalmoscopic Imaging and Cell Morphometry in Mouse Glaucoma. J. Vis. Exp. (99), e52731, doi:10.3791/52731 (2015).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image