Summary

Создание и характеристика ИМП и CAUTI в мышиной модели

Published: June 23, 2015
doi:

Summary

The ability to model urinary tract infections (UTI) is crucial in order to be able to understand bacterial pathogenesis and spawn the development of novel therapeutics. This work’s goal is to demonstrate mouse models of experimental UTI and catheter associated UTI that recapitulate and predict findings seen in humans.

Abstract

Инфекции мочевыводящих путей (ИМП) широко распространены, существенной причиной заболеваемости и более устойчивы к лечению антибиотиками. Женщины непропорционально страдают от ИМП: 50% всех женщин будут иметь ИМП в течение своей жизни. Кроме того, 20-40% из этих женщин, которые имеют начальное ИМП будет страдать повторения с некоторыми страдающих частыми рецидивами с серьезным ухудшением качества жизни, боль и дискомфорт, нарушение повседневной деятельности, увеличение расходов на здравоохранение, и несколько вариантов лечения другой чем долгосрочные антибиотикопрофилактики. Уропатогенные кишечная палочка (УПЭК) является основным возбудителем внебольничной ИМП. Катетер-ассоциированные ИМП (CAUTI) является наиболее распространенным больница приобрела инфекции приходится на миллион вхождений в США ежегодно и драматических расходов на здравоохранение. В то время как УПЭК также основной причиной CAUTI, другие возбудители имеют более важное значение в том числе Enterococcusфекальный. Здесь мы используем два устоявшихся моделей мыши, что повторять многие из клинических характеристик этих заболеваний человека. Для ИМП, модель С3Н / HeN повторяет многие из особенностей УПЭК вирулентности наблюдаемых у человека в том числе ответов хозяев, формирования IBC и филаментацию. Для CAUTI, модели с использованием мышей C57BL / 6, которые сохраняют имплантаты мочевого пузыря катетер, было показано, что быть чувствительны к E. фекальный инфекции мочевого пузыря. Эти представительные модели, которые используются для получения ярких новых идей в патогенезе заболевания ИМП, которая ведет к развитию новых терапевтических стратегий и управления или профилактики.

Introduction

Инфекции мочевыводящих путей (ИМП) являются одним из самых распространенных бактериальных инфекций и может быть разделен на две категории в зависимости от механизма приобретения, сообщества и нозокомиальных ИМП приобретенной. Внебольничная ИМП часто встречаются в противном случае здоровых женщин и исследований показали, что примерно 50% женщин будут иметь по крайней мере один ИМП в течение своей жизни 1. Кроме того, рецидивы серьезной проблемой. Женщина, которая имеет начальную острую инфекцию имеет 25-40% шансов родить второй инфекции в течение шести месяцев, несмотря на соответствующее лечение антибиотиками и многие женщины по-прежнему имеют частые рецидивы 2 в. Бактерии, которые вызывают эти инфекции также становится все более устойчивых к антибиотикам дальнейшие смешанные протоколы лечения 3-6. ИМП влияет миллионы людей каждый год обходится примерно 2,5 млрд долларов в области здравоохранения, связанных расходов в США, подчеркивает влияние и распространенность заболевания1,7 .Nosocomial приобрела ИМП, в основном, связано с наличием инородных тел, таких как постоянных катетеров. Катетер-ассоциированные ИМП (CAUTI) остаются наиболее распространенным внутрибольничной приобрела ИМП, что составляет ~ 70-80% таких инфекций 8. Кроме того, CAUTI связано с увеличением заболеваемости и смертности, и это наиболее частая причина вторичного инфекций кровотока 9.

УПЭК связано внебольничная ИМП думал быть вызвано введением бактерий в мочевой пузырь из водохранилищ в желудочно-кишечном тракте через механических манипуляций во время полового акта, плохой гигиены или других микробных динамики населения между другом хосте ниши 10. После того, как в пузыре, УПЭК использовать многочисленные факторы вирулентности, в том числе капсулы, систем сбора железа, токсинов, в плазмиды вирулентности, тРНК, патогенности островов и колонизации факторов, которые, как было показано, играют роль в патогенезе <SUP> 11-14. Важнейшее значение для установления УПЭК колонизации, УПЭК также кодировать различные типы клея шаперонной ассистента путь (CUP) пили, которые распознают рецепторы с стереохимического специфики 15. Тип 1 пили, с наконечниками адгезина FimH, выражаются УПЭК и связывать mannosylated uroplakins 16 и α-1, β-3 интегрины 17, которые выражаются на поверхности просвета обоих человеческих и мышиных пузырей 18. Эти FimH-опосредованной взаимодействия облегчить бактериальной колонизации и инвазии поверхностных эпителиальных клеток 19,20. После того, как в клетке, УПЭК может избежать в цитоплазму, где одна бактерия может быстро разделить, чтобы сформировать внутриклеточный бактериальный сообщества (IBC), который при созревании, может содержать ~ 10 4 бактерий 21. Формирование МДС была продемонстрирована по крайней мере шесть различных линий мышей, С3Н / курица, С3Н / HeJ, C57BL / 6, CBA, FVB / NJ и BALB / C, так и с широким спектром различных UPEШтаммы C и других энтеробактерий 22-24. Однако временные и пространственные различия формирования IBC может изменяться в зависимости от фона мыши и заражение штаммом UPEC. В C3H / HeN мышей, инфицированных штаммами прототипа УПЭК UTI89 или образование CFT073, МКБ могут быть визуализированы в виде небольших биомасс бактерий в начале 3 HPI (после инфекции ч). Это сообщество продолжает расширяться и достигнет "среднюю" развития приблизительно 6 HPI когда стержнеобразные бактерии занимают большой процент цитоплазматической пространства неизлечимо дифференцированных поверхностные клетки зонтик Эти ранние формы КСГМГ в относительно синхронно с большинством отображаются аналогичные размеры и морфологии. ~ 8 HPI бактерии в изменении IBC от бацилл в кокки морфологию. КСГМГ преходящий характер. Таким образом, МКБ созревания 12-18 HPI результатов в дальнейшее расширение бактериальной популяции, с последующим их филаментации и разгона из клеток Wiго последующее распространение на соседние клетки 23. Таким образом, ниша МКБ позволяет быстро бактериального роста в среде, защищенной от иммунной реакции и антибиотики 25. Отличительные этапы UPEC инфекции, которые видны у мышей наблюдались также у людей, таких как КСМ и филаментацию, поддерживая модель мыши ИМП как полезный инструмент, который можно использовать для моделирования ИМП у людей 22,26-28.

В то время как большинство женщин испытывают ИМП в течение своей жизни, исход этих инфекций может варьироваться от острой самоограничения инфекции не рецидива, частым рецидивирующим циститом. Кроме того, исследования показали сильную семейной возникновение ИМП, предполагая, генетический компонент способствует ИМП восприимчивости 29. Мы обнаружили, что различные УТИ результаты видны в клиниках может быть зеркальным по различающихся результатов экспериментальной УПЭК-инфекции среди инбредных линий мышей 30. Например, С3Н / курица, ЦБМышей DBA, и С3Н / HeOuJ подвержены, в инфекционном дозозависимо, чтобы длительной, хронический цистит характеризуется стойким, высокие бактерий титр (> 10 4 колониеобразующих единиц (КОЕ) / мл), высокий титр бактерий бремя пузыря в жертву> 4 недели после заражения (WPI), хроническое воспаление, некроз и уротелиальная. Эти мыши также отображать повышенные сывороточные уровни IL-6, G-CSF, КЦ, и IL-5 в течение первых 24 HPI, которые служат в качестве биомаркеров для развития хронического цистита. Это может точно представлять естественный ход ИМП у некоторых женщин, как показали исследования плацебо показали, что большой процент женщин, испытывающих ИМП сохранит высокие уровни бактерий в моче в течение нескольких недель после появления первых симптомов цистита, если не назначено лечение антибиотиками 31 , 32. Кроме того, с помощью С3Н / Курица мышей, мы обнаружили, что история хронического цистита является существенным фактором риска для последующих тяжелых рецидивирующих инфекций. Периодические ИМП наиболее сиgnificant клиническим проявлением ИМП и С3Н / Курица мыши в настоящее время только учился модель повторяет повышенный предрасположенность после предыдущего воздействия. Второй исход ИМП обобщено мышей C57BL / 6, где острой инфекции УПЭК самоограничивает, с разрешением воспаления мочевого пузыря и бактериурию в течение примерно недели. Интересно, что в этой модели, УПЭК легко образуют покоящиеся внутриклеточные резервуары в ткани мочевого пузыря, из которого УПЭК способны выходит из состоянии покоя, чтобы возобновить активное ИМП, потенциально пояснения одного механизма же штамма рецидивирующей ИМП у человека 33, 34.

В дополнение к генетических факторов, влияющих на УИП восприимчивости, введение катетера в мочевой пузырь значительно увеличивает вероятность наличия инфекции, а также расширение спектра бактерий, способных вызвать инфекцию. Было показано, что катетеризация мочевого пузыря человек вызывает гистологические ииммунологические изменения в мочевом пузыре из-за механического напряжения, что приводит к прочной воспалительной реакции, пилинга, отек собственной пластинки и submucusa, мочевых путей и истончение слизистой поражением почек и уротелии 35,36. Кроме того, катетер обеспечивает поверхность для прикрепления бактерий, тем самым создавая среду, используемую несколькими видами, чтобы вызвать CAUTI. В то время как все еще ​​УПЭК из основных причин, Enterococcus фекальный составляет 15% от этих 37 CAUTI. Е. фекальный становится все более устойчивыми к антибиотикам ванкомицин сопротивления появление, создавая серьезную озабоченность здоровья 38. Е. фекальный обладают многочисленные факторы вирулентности, включая токсины и адгезинов, необходимых для присоединения к так катетера и эпителия 38. Во время катетеризации мочевого, хозяин уязвимыми для микробов адгезии, размножения и распространения в 39,40 мочевыводящих путей. Е. faecaЛис образует биопленку на катетере, как часть механизма сохраняются в мочевом пузыре и распространять почек, которая приводится в мыши CAUTI модели 41. Недавно было показано, во мочевого катетера, фибриногена (Fg) поступает в мочевой пузырь, как часть воспалительной реакции. Fg накапливается в мочевом пузыре, пальто катетера и имеет важное значение для E. фекальный образование биопленки, функционирует в качестве эшафот вложения. В модели мышей C57BL / 6 мышей CAUTI, мы обнаружили, что Е. формирование биопленки фекальный на катетер, и, таким образом, сохранение в мочевом пузыре, зависит от пилуса EBP, в частности, ее кончик адгезин EbpA. Мы обнаружили, что N-концевой домен EbpA специфически связывается с FG покрытия катетер. Кроме того, было установлено, что Е. фекальный использует Fg в качестве источника инфекции во время метаболита, таким образом, увеличивая образование биопленки 42.

Мышиные модели доказали решающее значение для Understanding а также прогнозирования клинических проявлений ИМП и CAUTI 41. В этой статье мы покажем, подготовку посевной в цистита УПЭК изолировать UTI89 и трансуретральная прививку С3Н / HeN мышей. Кроме того, мы продемонстрировать протокол для катетера в C57BL / 6 мышей и инокуляции Е. фекальный OG1RF штамм. Оба из этих методов приводит к последовательной и надежной ИМП или CAUTI у мышей. Мы также отображать методы, используемые для наблюдения образование IBC во время острого цистита и сбора мочи для анализа хронического рецидивирующего цистита или. С3Н / HeN мышей были использованы для изучения аспектов патогенеза УПЭК в том числе начального бактериальной инвазии, формирования IBC, филаментации и развития хронического цистита 23,33,43. Эти параметры вирулентности также были изучены в различных других слоев мыши 22,33. Для CAUTI, C57BL / 6 модель позволяет иностранным имплантации тела в мочевой пузырь с последующим бактериальной сотрудничестваионизация, которая может поддерживаться в течение 7 дней после заражения 41. Эти модели были полезны для оценки механизмов бактериальной вирулентности, принимающих ответов на ИМП и механизмы, чтобы ниспровергать ответов хозяев, большая часть которых была впоследствии воспроизводятся или наблюдаемые в клинических популяциях человека.

Protocol

Заявление по этике: Университет Комитет животных Исследования Вашингтон одобрил все инфекции мыши и процедуры как часть протокола числа 20120216, который был одобрен 01/11/2013, истекает 01/11/2016. В целом уход за животными согласуется с гидом по уходу и использованию лабораторных животных от Рук?…

Representative Results

Внутрипузырное модели неосложненных и катетера, связанной ИМП обеспечивают гибкие платформы для выяснения молекулярных механизмов патогенеза бактериальной, влияние этих заболеваний на ткани хозяина, а также разработки и испытания новых подходов в управлении этих общих и дорогостоя…

Discussion

Несложный внебольничная ИМП общей и дорогостоящей инфекции составляет несколько миллионов посещений ПМСП каждый 46 год. Кроме того, Cautis являются общим здравоохранения приобрели инфекция, которая не стала чрезвычайно дорого медицинских работников как центры Medicare и Medicaid Services бол?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Финансирование этой работы была предоставлена ​​ORWH СКОР P50 DK064540, RO1 DK 051406, RO1 AI 108749-01, F32 DK 101171 и F32 DK 104516-01.

Materials

Material for catheter and needle preparation:
30ga needles BD Precision Glide 305106 30Gx ½ (0.3 mm x 13mm)
PE10 polyethylene tubing BD 427400 Inside diameter -0.011 in (0.28 mm); outside diameter – 0.024 in (0.61 mm)
RenaSIL 025 platinum cured silicon tubing Braintree Scientific, Inc SIL 025 inside diameter-0.012 x outside diameter 0.025, 25 ft coil
Material for infections:
Isoflourane – Isothesia Butler Schein 29405 250 mL
Clear Glass Straight-Sided Jar Kimble Chase 5413289V 21
Stainless Steel Tea Infuser Schefs-Amazon Premium Loose Leaf Tea Infuser By Schefs – Stainless Steel – Large Capacity –
Non-sterile cotton balls Fisherbrand 22-456-880
50 ml Falcon tubes VWR 89039-660
Isotec 3 -vaporizer Ohmeda 1224478
Ear punch Fisher Scientific 13-812-201 (when necessary)
Betadine solution Betadine solution 10% Povidie-iodine topical solution
Q-tips Fisher Scientific 22-037-924 6 in
Diapers for bench Fisherbrand 14206 63 Absorbent Underpads (20”X36”mats)
Surgical lubricant Surgilube 0281-0205-36
Dissecting scissor Fine Science tools, INC 14084-08
Micro-Adson Forceps Fine Science tools, INC 11018-12
1 ml syringe BD 309659 Tuberculin slip tip
Parafilm Bemis PM996 4 in x 125 FT
Eppendorf rack Fisherbrand 05-541-1
Eppendorf tubes MIDSCI AVX-T-17-C
Harvesting catheters, bladders and kidneys:
Homogenizer PRO Scientific INC Bio-Gen Pro 200
5 ml polypropylene round-bottom tube BD 352063 for organ homogenization
Paper towel Georgia-Pacific
Ethanol Pharmco-AAPER 11100020S 200 proof
Costar™ Clear Polystyrene 96-Well Plates Corning 3788
1X Phosphate sodium saline Sigma-Aldrich P3813
BRANSONIC Ultrasonic cleaner 1210 Branson Ultrasonics Corporation 1210
IBC materials:
6-well tissue culture test plate Techno Plastic Products 92006
Pins Fine Science Tools 26002-20
Sylgard 184 Dow Corning 3097358-1004 Silicone Elastomer Kit
X-gal (5-bromo-4-chloro-3-indolyl-b-D-galactoside) Invitrogen 15520-034 Ultrapure
N, N-Dimethylformamide Sigma Aldrich D4551
MgCl2 (Magnesium chloride) Sigma Aldrich M8266
Sodium deoxycholate Sigma Aldrich D6750
Nonidet-P40 Roche 11754599001 Octylphenolpoly(ethyleneglycolether)n
Potassium hexacyanoferrate(II) trihydrate (K-ferrOcyanide) Sigma Aldrich P3289
Potassium hexacyanoferrate(III) (K-ferrIcyanide) Sigma Aldrich 60299

References

  1. Foxman, B. Epidemiology of urinary tract infections: incidence, morbidity, and economic costs. Dis Mon. 49, 53-70 (2003).
  2. Foxman, B., et al. Risk factors for second urinary tract infection among college women. American journal of epidemiology. 151, 1194-1205 (2000).
  3. Gupta, K., Hooton, T. M., Stamm, W. E. Increasing antimicrobial resistance and the management of uncomplicated community-acquired urinary tract infections. Annals of internal medicine. 135, 41-50 (2001).
  4. Gupta, K., Hooton, T. M., Stamm, W. E. Isolation of fluoroquinolone-resistant rectal Escherichia coli. after treatment of acute uncomplicated cystitis. The Journal of antimicrobial chemotherapy. 56, 243-246 (2005).
  5. Gupta, K., Sahm, D. F., Mayfield, D., Stamm, W. E. Antimicrobial resistance among uropathogens that cause community-acquired urinary tract infections in women: a nationwide analysis. Clinical infectious diseases : an official publication of the Infectious Diseases Society of America. 33, 89-94 (2001).
  6. Gupta, K., Scholes, D., Stamm, W. E. Increasing prevalence of antimicrobial resistance among uropathogens causing acute uncomplicated cystitis in women. Jama. 281, 736-738 (1999).
  7. Jarvis, W. R. Selected aspects of the socioeconomic impact of nosocomial infections: morbidity, mortality, cost, and prevention. Infect Control Hosp Epidemiol. 17, 552-557 (1996).
  8. Lo, E., et al. Strategies to prevent catheter-associated urinary tract infections in acute care hospitals: 2014 update. Infection control and hospital epidemiology : the official journal of the Society of Hospital Epidemiologists of America. 35, 464-479 (2014).
  9. Foxman, B. The epidemiology of urinary tract infection. Nature reviews Urology. 7, 653-660 (2010).
  10. Hooton, T. M., Stamm, W. E. Diagnosis and treatment of uncomplicated urinary tract infection. Infect Dis Clin North Am. 11, 551-581 (1997).
  11. Hannan, T. J., et al. LeuX tRNA-dependent and -independent mechanisms of Escherichia coli. pathogenesis in acute cystitis. Molecular microbiology. 67, 116-128 (2008).
  12. Cusumano, C. K., Hung, C. S., Chen, S. L., Hultgren, S. J. Virulence plasmid harbored by uropathogenic Escherichia coli. functions in acute stages of pathogenesis. Infection and immunity. 78, 1457-1467 (2010).
  13. Dhakal, B. K., Mulvey, M. A. The UPEC pore-forming toxin alpha-hemolysin triggers proteolysis of host proteins to disrupt cell adhesion, inflammatory, and survival pathways. Cell host & microbe. 11, 58-69 (2012).
  14. Garcia, E. C., Brumbaugh, A. R., Mobley, H. L. Redundancy and specificity of Escherichia coli. iron acquisition systems during urinary tract infection. Infection and immunity. 79, 1225-1235 (2011).
  15. Bergsten, G., Wullt, B., Svanborg, C. Escherichia coli., fimbriae, bacterial persistence and host response induction in the human urinary tract. International journal of medical microbiology : IJMM. 295, 487-502 (2005).
  16. Zhou, G., et al. Uroplakin Ia is the urothelial receptor for uropathogenic Escherichia coli.: evidence from in vitro FimH binding. J Cell Sci. 114, 4095-4103 (2001).
  17. Eto, D. S., Jones, T. A., Sundsbak, J. L., Mulvey, M. A. Integrin-mediated host cell invasion by type 1-piliated uropathogenic Escherichia coli. PLoS Pathog. 3, e100 (2007).
  18. Taganna, J., de Boer, A. R., Wuhrer, M., Bouckaert, J. Glycosylation changes as important factors for the susceptibility to urinary tract infection. Biochemical Society transactions. 39, 349-354 (2011).
  19. Mulvey, M. A., et al. Induction and evasion of host defenses by type 1-piliated uropathogenic Escherichia coli. Science. 282, 1494-1497 (1998).
  20. Mysorekar, I. U., Mulvey, M. A., Hultgren, S. J., Gordon, J. I. Molecular regulation of urothelial renewal and host defenses during infection with uropathogenic Escherichia coli.. The Journal of biological chemistry. 277, 7412-7419 (2002).
  21. Schwartz, D. J., Chen, S. L., Hultgren, S. J., Seed, P. C. Population Dynamics and Niche Distribution of Uropathogenic Escherichia coli. during Acute and Chronic Urinary Tract Infection. Infect. Immun. 79, 4250-4259 (2011).
  22. Garofalo, C. K., et al. Escherichia coli. from urine of female patients with urinary tract infections is competent for intracellular bacterial community formation. Infection and immunity. 75, 52-60 (2007).
  23. Justice, S. S., et al. Differentiation and developmental pathways of uropathogenic Escherichia coli. in urinary tract pathogenesis. Proc Natl Acad Sci USA. 101, 1333-1338 (2004).
  24. Rosen, D. A., et al. Utilization of an intracellular bacterial community pathway in Klebsiella pneumoniae. urinary tract infection and the effects of FimK on type 1 pilus expression. Infection and immunity. 76, 3337-3345 (2008).
  25. Anderson, G. G., et al. Intracellular bacterial biofilm-like pods in urinary tract infections. Science. 301, 105-107 (2003).
  26. Robino, L., et al. Detection of intracellular bacterial communities in a child with Escherichia coli. recurrent urinary tract infections. Pathogens and disease. 68, 78-81 (2013).
  27. Rosen, D. A., Hooton, T. M., Stamm, W. E., Humphrey, P. A., Hultgren, S. J. Detection of intracellular bacterial communities in human urinary tract infection. PLoS Med. 4, e329 (2007).
  28. Horsley, H., et al. Enterococcus faecalis subverts and invades the host urothelium in patients with chronic urinary tract infection. PloS one. 8, e83637 (2013).
  29. Hopkins, W. J., Uehling, D. T., Wargowski, D. S. Evaluation of a familial predisposition to recurrent urinary tract infections in women. American Journal of Medical Genetics. 83, 422-424 (1999).
  30. Hopkins, W. J., Gendron-Fitzpatrick, A., Balish, E., Uehling, D. T. Time course and host responses to Escherichia coli. urinary tract infection in genetically distinct mouse strains. Infection and immunity. 66, 2798-2802 (1998).
  31. Mabeck, C. E. Treatment of uncomplicated urinary tract infection in non-pregnant women. Postgraduate medical journal. 48, 69-75 (1972).
  32. Ferry, S., Holm, S., Stenlund, H., Lundholm, R., Monsen, T. The natural course of uncomplicated lower urinary tract infection in women illustrated by a randomized placebo controlled study. Scandinavian Journal of Infectious Diseases. 36, 296-301 (2004).
  33. Hannan, T. J., Mysorekar, I. U., Hung, C. S., Isaacson-Schmid, M. L., Hultgren, S. J. Early severe inflammatory responses to uropathogenic E. coli. predispose to chronic and recurrent urinary tract infection. PLoS Pathog. 6, (2010).
  34. Mysorekar, I. U., Hultgren, S. J. Mechanisms of uropathogenic Escherichia coli. persistence and eradication from the urinary tract. Proc Natl Acad Sci USA. 103, 14170-14175 (2006).
  35. Glahn, B. E., Braendstrup, O., Olesen, H. P. Influence of drainage conditions on mucosal bladder damage by indwelling catheters. II. Histological study. Scandinavian journal of urology and nephrology. 22, 93-99 (1988).
  36. Goble, N. M., Clarke, T., Hammonds, J. C. Histological changes in the urinary bladder secondary to urethral catheterisation. British journal of urology. 63, 354-357 (1989).
  37. Ronald, A. The etiology of urinary tract infection: traditional and emerging pathogens. Dis Mon. 49, 71-82 (2003).
  38. Arias, C. A., Murray, B. E. The rise of the Enterococcus.: beyond vancomycin resistance. Nature reviews. Microbiology. 10, 266-278 (2012).
  39. Garibaldi, R. A., Burke, J. P., Dickman, M. L., Smith, C. B. Factors predisposing to bacteriuria during indwelling urethral catheterization. The New England journal of medicine. 291, 215-219 (1974).
  40. Warren, J. W. Catheter-associated urinary tract infections. Infect Dis Clin North Am. 11, 609-622 (1997).
  41. Guiton, P. S., Hung, C. S., Hancock, L., Caparon, M. G., Hultgren, S. J. Enterococcal biofilm formation and virulence in an optimized murine model of foreign body-associated urinary tract infections. Infection and immunity. 78, 4166-4175 (2010).
  42. Flores-Mireles, A. L., Pinkner, J. S., Caparon, M. G., Hultgren, S. J. EbpA vaccine antibodies block binding of Enterococcus faecalis. to fibrinogen to prevent catheter-associated bladder infection in mice. Science translational medicine. 6, 254ra127 (2014).
  43. Martinez, J. J., Mulvey, M. A., Schilling, J. D., Pinkner, J. S., Hultgren, S. J. Type 1 pilus-mediated bacterial invasion of bladder epithelial cells. The EMBO Journal. 19, 2803-2812 (2000).
  44. Hultgren, S. J., Schwan, W. R., Schaeffer, A. J., Duncan, J. L. Regulation of production of type 1 pili among urinary tract isolates of Escherichia coli.. Infection and immunity. 54, 613-620 (1986).
  45. Chenoweth, C. E., Gould, C. V., Saint, S. Diagnosis, Management, and Prevention of Catheter-Associated Urinary Tract Infections. Infect. Dis. Clin. North Am. 28, 105-+ (2014).
  46. Foxman, B. The epidemiology of urinary tract infection. Nature Reviews Urology. 7, 653-660 (2002).
  47. Justice, S. S., Hunstad, D. A., Seed, P. C., Hultgren, S. J. Filamentation by Escherichia coli. subverts innate defenses during urinary tract infection. Proc Natl Acad Sci USA. 103, (1988).
  48. Song, J., et al. TLR4-mediated expulsion of bacteria from infected bladder epithelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106, 14966-14971 (2009).
  49. Wang, H., Min, G., Glockshuber, R., Sun, T., Kong, X. P. Uropathogenic E. coli. adhesin-induced host cell receptor conformational changes: implications in transmembrane signaling transduction. Journal of molecular biology. 392, 352-361 (2009).
  50. Cusumano, C. K., et al. Treatment and prevention of urinary tract infection with orally active FimH inhibitors. Science translational medicine. 3, 109-115 (2011).
  51. Langermann, S., Ballou, W. R. Vaccination utilizing the FimCH complex as a strategy to prevent Escherichia coli. urinary tract infections. J Infect Dis. 183, S84-S86 (2001).
  52. Langermann, S., et al. Vaccination with FimH adhesin protects cynomolgus monkeys from colonization and infection by uropathogenic Escherichia coli. J Infect Dis. 181, 774-778 (2000).
  53. Langermann, S., et al. Prevention of mucosal Escherichia coli. infection by FimH-adhesin-based systemic vaccination. Science. 276, 607-611 (1997).
  54. Alteri, C. J., Hagan, E. C., Sivick, K. E., Smith, S. N., Mobley, H. L. T. Mucosal Immunization with Iron Receptor Antigens Protects against Urinary Tract Infection. Plos Pathogens. 5, (2009).
  55. Russo, T. A., et al. The siderophore receptor IroN of extraintestinal pathogenic Escherichia coli. is a potential vaccine candidate. Infect. Immun. 71, 7164-7169 (2003).
  56. Schwartz, D. J., et al. Positively selected FimH residues enhance virulence during urinary tract infection by altering FimH conformation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 15530-15537 (2013).
  57. Czaja, C. A., et al. Prospective cohort study of microbial and inflammatory events immediately preceding Escherichia coli. recurrent urinary tract infection in women. J Infect Dis. 200, 528-536 (2009).
  58. Chen, S. L., et al. Genomic Diversity and Fitness of E. coli. Strains Recovered from the Intestinal and Urinary Tracts of Women with Recurrent Urinary Tract Infection. Science Translational Medicine. 5, 2013 (2013).
  59. Schilling, J. D., Mulvey, M. A., Vincent, C. D., Lorenz, R. G., Hultgren, S. J. Bacterial invasion augments epithelial cytokine responses to Escherichia coli. through a lipopolysaccharide-dependent mechanism. Journal of immunology (Baltimore, Md : 1950). 166, 1148-1155 (2001).
  60. Schwartz, D. J., Chen, S. L., Hultgren, S. J., Seed, P. C. Population Dynamics and Niche Distribution of Uropathogenic Escherichia coli. during Acute and Chronic Urinary Tract Infection. Infect. Immun. 79, 4250-4259 (2011).
  61. Chan, C. Y., St John, ., L, A., Abraham, S. N. Mast Cell Interleukin-10 Drives Localized Tolerance in Chronic Bladder Infection. Immunity. 38, 349-359 (2013).
  62. Justice, S. S., Lauer, S. R., Hultgren, S. J., Hunstad, D. A. Maturation of intracellular Escherichia coli. communities requires SurA. Infect. Immun. 74, 4793-4800 (2006).
  63. Justice, S. S., Hunstad, D. A., Seed, P. C., Hultgren, S. J. Filamentation by Escherichia coli. subverts innate defenses during urinary tract infection. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103, 19884-19889 (2006).
  64. Justice, S. S., et al. Differentiation and developmental pathways of uropathogenic Escherichia coli. in urinary tract pathogenesis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101, 1333-1338 (2004).
  65. Guiton, P. S., Hannan, T. J., Ford, B., Caparon, M. G., Hultgren, S. J. Enterococcus faecalis. Overcomes Foreign Body-Mediated Inflammation To Establish Urinary Tract Infections. Infect. Immun. 81, 329-339 (2013).
  66. Thumbikat, P., Waltenbaugh, C., Schaeffer, A. J., Klumpp, D. J. Antigen-specific responses accelerate bacterial clearance in the bladder. Journal of Immunology. 176, 3080-3086 (2006).
  67. Rosen, D. A., Hung, C. -. S., Kline, K. A., Hultgren, S. J. Streptozocin-induced diabetic mouse model of urinary tract infection. Infect. Immun. 76, 4290-4298 (2008).
  68. Daneshgari, F., Leiter, E. H., Liu, G., Reeder, J. Animal Models of Diabetic Uropathy. Journal of Urology. 182, S8-S13 (2009).
  69. Guiton, P. S., et al. Combinatorial Small-Molecule Therapy Prevents Uropathogenic Escherichia coli. Catheter-Associated Urinary Tract Infections in Mice. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 56, 4738-4745 (2012).
  70. Totsika, M., et al. A FimH Inhibitor Prevents Acute Bladder Infection and Treats Chronic Cystitis Caused by Multidrug-Resistant Uropathogenic Escherichia coli. ST131. Journal of Infectious Diseases. 208, 921-928 (2013).
check_url/52892?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Conover, M. S., Flores-Mireles, A. L., Hibbing, M. E., Dodson, K., Hultgren, S. J. Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model. J. Vis. Exp. (100), e52892, doi:10.3791/52892 (2015).

View Video