Summary

Fra konstruerer Crystals - Mot Struktur Bestemmelse av β-fat ytre membranproteiner

Published: July 04, 2016
doi:

Summary

β-barrel outer membrane proteins (OMPs) serve many functions within the outer membranes of Gram-negative bacteria, mitochondria, and chloroplasts. Here, we hope to alleviate a known bottleneck in structural studies by presenting protocols for the production of β-barrel OMPs in sufficient quantities for structure determination by X-ray crystallography or NMR spectroscopy.

Abstract

Membrane proteins serve important functions in cells such as nutrient transport, motility, signaling, survival and virulence, yet constitute only ~1% percent of known structures. There are two types of membrane proteins, α-helical and β-barrel. While α-helical membrane proteins can be found in nearly all cellular membranes, β-barrel membrane proteins can only be found in the outer membranes of mitochondria, chloroplasts, and Gram-negative bacteria. One common bottleneck in structural studies of membrane proteins in general is getting enough pure sample for analysis. In hopes of assisting those interested in solving the structure of their favorite β-barrel outer membrane protein (OMP), general protocols are presented for the production of target β-barrel OMPs at levels useful for structure determination by either X-ray crystallography and/or NMR spectroscopy. Here, we outline construct design for both native expression and for expression into inclusion bodies, purification using an affinity tag, and crystallization using detergent screening, bicelle, and lipidic cubic phase techniques. These protocols have been tested and found to work for most OMPs from Gram-negative bacteria; however, there are some targets, particularly for mitochondria and chloroplasts that may require other methods for expression and purification. As such, the methods here should be applicable for most projects that involve OMPs from Gram-negative bacteria, yet the expression levels and amount of purified sample will vary depending on the target OMP.

Introduction

β-fat OMP kan bare finnes i de ytre membraner av mitokondrier, kloroplaster, og Gram-negative bakterier 1-3. Mens de tjener lignende roller som a-heliks-proteiner, de har en helt annen fold som består av en sentral membran-forankret β-fat domene som strekker seg fra 8-26 antiparallelle P-tråder med hver streng som blir intimt knyttet til de to nabotråder (figur 1 og 2). Den første og siste tråder av β-fat domene deretter kommuniserer med hverandre, nesten utelukkende på en anti-parallell måte (med unntak av mitokondrielle VDAC), for å lukke og forsegle β-fat domene fra den omgivende membran. Alle β-barrel OMPer har ekstracellulære løkker av forskjellig sekvens og lengde som spiller en viktig rolle i ligand interaksjoner og / eller protein-protein kontakter med disse løkker og til å være så store som 75 rester, slik som funnet i transferrin Neisserial binding protein A (TBPA) 4. β-fat OMP kan også ha N-terminale eller C-terminale periplasmatiske utvidelser som fungerer som flere domener for protein funksjonelle formål (f.eks Bama 5-7, fimd 8,9, Fadl 10). Selv om mange typer av β-fat OMPer eksistere 11, to av de vanligste typene er beskrevet nedenfor som eksempler for de som er mindre kjent med banen (1) TonB avhengige transportører og (2) autotransporters.

TonB-avhengige transportører (f.eks FEPA, TBPA, BtuB, Cir, etc.) er avgjørende for nærings import og inneholder en N-terminal plugg domene bestående av ~ 150 rester som er funnet gjemt inne i en C-terminal 22-strandet β- fat domene innebygd i den ytre membran 12 (figur 3). Mens denne pluggen domene hindrer underlaget fra fritt passere gjennom fat domene, underlaget bindende induserer en konformasjonsendring i pluggen domene thved fører til poredannelse (enten ved plugg-omleiring eller ved partiell / fullstendig utstøting av pluggen) som deretter kan lette substrat transport over den ytre membran inn i periplasmaet. TonB avhengige transportører er spesielt viktig for overlevelsen av noen patogene stammer av gram-negative bakterier slik som Neisseria meningitidis som har utviklet seg spesialiserte transportører som kapre næringsstoffer som jern direkte fra humane vertsproteiner 4,13,14.

Autotransporters tilhører den type V sekresjon system av Gram-negative bakterier, og er p-barrel OMP-proteiner som består av en β-fat domene (typisk 12-tråder som med esta og EspP) og en passasjer domene som blir enten utskilt eller presentert på overflaten av cellen 15,16 (figur 3). Disse β-barrel OMPer tjener ofte en viktig rolle i celleoverlevelse og virulens med passasjeren domene tjener enten som en protease, adhesin, og / eller andre effector som formidler patogenesen.

Strukturelle metoder som røntgen-krystallografi, NMR-spektroskopi og elektronmikroskopi (EM) tillater oss å bestemme modeller for OMP ved atom-oppløsning som kan i sin tur brukes til å dechiffrere nøyaktig hvordan de fungerer i den ytre membranen. Denne uvurderlig informasjon kan så brukes for narkotika og vaksineutvikling hvis det er aktuelt. For eksempel er transferrin-bindende protein A (TBPA) finnes på overflaten av Neisseria og er nødvendig for patogenesen fordi den direkte binder human transferrin og deretter trekker og importerer jernet for sin egen overlevelse. Uten TBPA kan Neisseria ikke skatte jern fra menneskelig vert og gjengis ikke-sykdomsfremkallende. Etter at krystallstrukturen til human transferrin bundet til TBPA 4 var løst, ble det mye tydeligere hvordan de to proteinene forbundet, hvilke områder av TBPA mediert interaksjonen, hvilke rester var viktig for jernutvinning ved TBPA, oghvordan man kan utvikle behandlingsformer mot Neisseria målretting TBPA. Derfor, gitt betydningen av β-fat OMP-proteiner i gramnegative bakterier for å overleve og patogenese, samt i mitochondria og kloroplast funksjon, og behovet for ytterligere strukturell informasjon om denne unike klasse av membranproteiner og systemene hvori de fungerer Generelle protokoller presenteres med det overordnede målet om å uttrykke og rense målet OMP på et høyt nivå for karakterisering av strukturelle metoder.

Protocol

1. Kloning og Expression Merk: For å aktivere strukturelle studier, må tilstrekkelige mengder av svært renset protein være forberedt, og dette vanligvis starter med kloning og overekspresjon av målet β-fat ytre membran protein (OMP) i E. coli (figur 4). Til dags dato, alle β-fat OMP strukturer, inkludert de strukturer for mitokondrie VDAC, er avledet fra bakterielt uttrykte protein 11. Her blir generelt presentert protokoller for kloning og uttrykkin…

Representative Results

Yiur er en TonB avhengig jern transporter som er en antatt vaksine mål mot Yersinia pestis. Det var opprinnelig identifisert ved hjelp av en microarray analyse. Her er fremgangsmåten som ble tatt for å bestemme strukturen av yiur å bruke røntgenkrystallografi skissert (figur 9). For kloning av DNA-sekvensen av yiur (minus den N-terminale signalsekvens) ble PCR-amplifisert fra genomisk DNA og subklonet inn i en vektor som inneholder en N-terminal signalsekve…

Discussion

β-fat OMP tjene viktige roller i Gram-negative bakterier, mitokondrier og kloroplaster og er viktige mål for strukturell analyse som tilbyr et vell av informasjon om viktige molekylære mekanismene ved de ytre membranene av disse respektive organeller. Imidlertid produserer nok prøve for strukturell analyse er ikke alltid enkel og derfor en generell rørledning presentert for fremstilling av tilstrekkelige mengder av mål-β-barrel OMPer for strukturbestemmelse, forklarer i detalj fremgangsmåten fra konstruksjoner t…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We would like to thank Herve Celia of the CNRS for providing the UV images and Chris Dettmar and Garth Simpson in the Department of Chemistry at Purdue University for providing the SONICC images. We would like to acknowledge funding from the National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases and the Intramural Research Program at the National Institutes of Health. Additionally, we would like to acknowledge additional funding from the National Institute of General Medical Sciences (A.M.S. and C.J.), National Institute of Allergy and Infectious Diseases (N.N. 1K22AI113078-01), and the Department of Biological Sciences at Purdue University (N.N.).

Materials

Crystallization Robot TTP Labtech, Art Robbins Any should work here, except for LCP crystallization
PCR thermocycler Eppendorf, BioRad
Media Shaker New Brunswick, Infors HT
UV-vis spectrometer Eppendorf
SDS-PAGE apparatus BioRad 1645050, 1658005
SDS-PAGE and native gels BioRad, Life Technologies 4561084, EC6035BOX (BN1002BOX)
AkTA Prime GE Healthcare
AkTA Purifier GE Healthcare
Microcentrifuge Eppendorf
Centrifuge (low-medium speed) Beckman-Coulter
Ultracentrifuge (high speed) Beckman-Coulter
SS34 rotor Sorvall
Type 45 Ti rotor Beckman-Coulter
Type 70 Ti rotor Beckman-Coulter
Dounce homogenizer Fisher Scientific 06 435C
Emulsiflex Avestin
Dialysis tubing Sigma D9652
LCP tools Hamilton, TTP Labtech
VDX 24 well plates Hampton Research HR3-172
Sandwich plates Hampton Research, Molecular Dimensions HR3-151, MD11-50 (MD11-53)
Grace Crystallization sheets Grace Bio-Labs 875238
HiPrep S300 HR column GE Healthcare 17-1167-01
Q-Sepharose column GE Healthcare 17-0510-01
Crystallization screens Hampton Research, Qiagen, Molecular Dimensions
Gas-tight syringe (100 mL) Hamilton  ????

References

  1. Walther, D. M., Rapaport, D., Tommassen, J. Biogenesis of beta-barrel membrane proteins in bacteria and eukaryotes: evolutionary conservation and divergence. Cell Mol Life Sci. 66, 2789-2804 (2009).
  2. Ricci, D. P., Silhavy, T. J. The Bam machine: A molecular cooper. Biochim Biophys Acta. 1818, 1067-1084 (2012).
  3. Hagan, C. L., Silhavy, T. J., Kahne, D. beta-Barrel membrane protein assembly by the Bam complex. Ann Rev of Biochem. 80, 189-210 (2011).
  4. Noinaj, N., et al. Structural basis for iron piracy by pathogenic Neisseria. Nature. 483, 53-58 (2012).
  5. Noinaj, N., et al. Structural insight into the biogenesis of beta-barrel membrane proteins. Nature. 501, 385-390 (2013).
  6. Gatzeva-Topalova, P. Z., Walton, T. A., Sousa, M. C. Crystal structure of YaeT: conformational flexibility and substrate recognition. Structure. 16, 1873-1881 (2008).
  7. Kim, S., et al. Structure and function of an essential component of the outer membrane protein assembly machine. Science. 317, 961-964 (2007).
  8. Geibel, S., Procko, E., Hultgren, S. J., Baker, D., Waksman, G. Structural and energetic basis of folded-protein transport by the FimD usher. Nature. 496, 243-246 (2013).
  9. Phan, G., et al. Crystal structure of the FimD usher bound to its cognate FimC-FimH substrate. Nature. 474, 49-53 (2011).
  10. van den Berg, B., Black, P. N., Clemons, W. M., Rapoport, T. A. Crystal structure of the long-chain fatty acid transporter FadL. Science. 304, 1506-1509 (2004).
  11. Fairman, J. W., Noinaj, N., Buchanan, S. K. The structural biology of beta-barrel membrane proteins: a summary of recent reports. Curr Op Struct Bio. 21, 523-531 (2011).
  12. Noinaj, N., Guillier, M., Barnard, T. J., Buchanan, S. K. TonB-dependent transporters: regulation, structure, and function. Ann Rev of Micro. 64, 43-60 (2010).
  13. Siburt, C. J., et al. Hijacking transferrin bound iron: protein-receptor interactions involved in iron transport in N. gonorrhoeae. Metallomics. 1, 249-255 (2009).
  14. Cornelissen, C. N., Hollander, A. TonB-Dependent Transporters Expressed by Neisseria gonorrhoeae. Front in Micro. 2 (117), (2011).
  15. Dautin, N., Bernstein, H. D. Protein secretion in gram-negative bacteria via the autotransporter pathway. Ann Rev of Micro. 61, 89-112 (2007).
  16. Leo, J. C., Grin, I., Linke, D. Type V secretion: mechanism(s) of autotransport through the bacterial outer membrane. Phil Trans of the Royal Soc of London. Series B, Biological Sciences. 367, 1088-1101 (2012).
  17. Buchanan, S. K., Yamashita, S., Fleming, K. G., Engelman, E. H., Tamm, L. K. . Comprehensive Biophysics. 5, 139-163 (2011).
  18. Buchanan, S. K., et al. Structure of colicin I receptor bound to the R-domain of colicin Ia: implications for protein import. EMBO J. 26, 2594-2604 (2007).
  19. Yamashita, S., et al. Structural insights into Ail-mediated adhesion in Yersinia pestis. Structure. 19, 1672-1682 (2011).
  20. Aslanidis, C., de Jong, P. J. Ligation-independent cloning of PCR products (LIC-PCR). Nucleic Acids Res. 18, 6069-6074 (1990).
  21. Haun, R. S., Serventi, I. M., Moss, J. Rapid reliable ligation-independent cloning of PCR products using modified plasmid vectors. BioTechniques. 13, 515-518 (1992).
  22. Rosenbusch, J. P. Characterization of the major envelope protein from Escherichia coli. Regular arrangement on the peptidoglycan and unusual dodecyl sulfate binding. J Biol Chem. 249, 8019-8029 (1974).
  23. Barnard, T. J., Wally, J. L., Buchanan, S. K., Coligan, J. E. Crystallization of integral membrane proteins. Curr Prot in Prot Science. Chapter 17, Unit 17 19 (2007).
  24. Ujwal, R., Abramson, J. High-throughput crystallization of membrane proteins using the lipidic bicelle method. JoVE. , e3383 (2012).
  25. Faham, S., Ujwal, R., Abramson, J., Bowie, J. U. Practical Aspects of Membrane Proteins Crystallization in Bicelles. Curr Topics in Membranes. 63, 111-127 (2009).
  26. Li, D., Boland, C., Walsh, K., Caffrey, M. Use of a robot for high-throughput crystallization of membrane proteins in lipidic mesophases. JoVE. , e4000 (2012).
  27. Liu, W., Cherezov, V. Crystallization of membrane proteins in lipidic mesophases. JoVE. , (2011).
  28. Buchanan, S. K. Overexpression and refolding of an 80-kDa iron transporter from the outer membrane of Escherichia coli. Biochem Soc Trans. 27, 903-908 (1999).
  29. Buchanan, S. K. Beta-barrel proteins from bacterial outer membranes: structure, function and refolding. Curr Op in Struct Bio. 9, 455-461 (1999).
  30. Stanley, A. M., Fleming, K. G. The process of folding proteins into membranes: challenges and progress. Arch of Biochem and Biophysics. 469, 46-66 (2008).
  31. Pautsch, A., Schulz, G. E. Structure of the outer membrane protein A transmembrane domain. Nature Struct Bio. 5, 1013-1017 (1998).
  32. Cowan, S. W., et al. The structure of OmpF porin in a tetragonal crystal form. Structure. 3, 1041-1050 (1995).
  33. Ujwal, R., et al. The crystal structure of mouse VDAC1 at 2.3 A resolution reveals mechanistic insights into metabolite gating. PNAS. 105, 17742-17747 (2008).
  34. Robert, V., et al. Assembly factor Omp85 recognizes its outer membrane protein substrates by a species-specific C-terminal motif. PLoS Bio. 4, e377 (2006).
  35. Paramasivam, N., Habeck, M., Linke, D. Is the C-terminal insertional signal in Gram-negative bacterial outer membrane proteins species-specific or not?. BMC Genomics. 13, 510 (2012).
  36. Agah, S., Faham, S. Crystallization of membrane proteins in bicelles. Methods in Mol Bio. 914, 3-16 (2012).
  37. Ujwal, R., Bowie, J. U. Crystallizing membrane proteins using lipidic bicelles. Methods. 55, 337-341 (2011).
  38. Cherezov, V. Lipidic cubic phase technologies for membrane protein structural studies. Cur Op in Struct Bio. 21, 559-566 (2011).
  39. Luecke, H., Schobert, B., Richter, H. T., Cartailler, J. P., Lanyi, J. K. Structure of bacteriorhodopsin at 1.55 A resolution. J Mol Biol. 291, 899-911 (1999).
  40. Kato, H. E., et al. Crystal structure of the channelrhodopsin light-gated cation channel. Nature. 482, 369-374 (2012).
  41. White, J. F., et al. Structure of the agonist-bound neurotensin receptor. Nature. 490, 508-513 (2012).
  42. Cherezov, V., et al. High-resolution crystal structure of an engineered human beta2-adrenergic G protein-coupled receptor. Science. 318, 1258-1265 (2007).
  43. Rasmussen, S. G., et al. Crystal structure of the beta2 adrenergic receptor-Gs protein complex. Nature. 477, 549-555 (2011).
  44. Haupert, L. M., Simpson, G. J. Screening of protein crystallization trials by second order nonlinear optical imaging of chiral crystals (SONICC). Methods. 55, 379-386 (2011).
check_url/53245?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Noinaj, N., Mayclin, S., Stanley, A. M., Jao, C. C., Buchanan, S. K. From Constructs to Crystals – Towards Structure Determination of β-barrel Outer Membrane Proteins. J. Vis. Exp. (113), e53245, doi:10.3791/53245 (2016).

View Video