Summary

و"حيدة الخلية والروتيفر طريقة الاستزراع متعدد الأنواع" كاملة ومحدثة للتربية اسماك الزرد الأولى تغذية

Published: January 17, 2016
doi:

Summary

Larval zebrafish are adapted to feed on zooplankton. It is possible to capitalize on this natural feature in the laboratory by growing first feeding fish together in the same system with live saltwater rotifers. This “polyculture” strategy promotes high growth and survival with minimal labor and disturbance to the larvae.

Abstract

The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science. One of the most demanding technical aspects of culture of this species in the laboratory is rearing first-feeding larvae to the juvenile stage with high rates of growth and survival. The central management challenge of this developmental period revolves around delivering highly nutritious feed items to the fish on a nearly continuous basis without compromising water quality. Because larval zebrafish are well-adapted to feed on small zooplankton in the water column, live prey items such as brachionid rotifers, Artemia, and Paramecium are widely recognized as the feeds of choice, at least until the fish reach the juvenile stage and are able to efficiently feed on processed diets. This protocol describes a method whereby newly hatched zebrafish larvae are cultured together with live saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) in the same system. This polyculture approach provides fish with an “on-demand”, nutrient-rich live food source without producing chemical waste at levels that would otherwise limit performance. Importantly, because the system harnesses both the natural high productivity of the rotifers and the behavioral preferences of the fish, the labor involved with maintenance is low. The following protocol details an updated, step-by-step procedure that incorporates rotifer production (scalable to any desired level) for use in a polyculture of zebrafish larvae and rotifers that promotes maximal performance during the first 5 days of exogenous feeding.

Introduction

الزرد (دانيو rerio) هو حيوان مختبر البارز تستخدم في عدد متزايد من التخصصات العلمية، بما في ذلك ولكن لا تقتصر على الوراثة التنموية، وعلم السموم، والسلوك وتربية الأحياء المائية، البيولوجيا التجديدي، ونمذجة العديد من الاضطرابات الإنسان 1-5. على الرغم من أن الأنواع من السهل نسبيا للحفاظ في المختبر، وهناك عدد من التحديات الإدارية المرتبطة ثقافتهم 6. وأبرز هذه هي تربية اليرقات، خاصة عندما الأسماك لأول مرة تبدأ في وقت لاحق لتغذية التضخم المثانة الغاز 7. تحت الظروف العادية، التي تسيطر عليها، وهذا الحدث التنموي يحدث في ~ 5 أيام بعد الإخصاب (إدارة الشرطة الاتحادية)، مع 3 التالية – 5 أيام من النمو يجري حاسما بشكل خاص 7. الصعوبات الفنية المركزية خلال هذه المرحلة في الاستجابة على نحو كاف لمطالب الغذائية من اليرقات التغذية الأولى – يجب أن البنود تغذية تكون بحجم مناسب، digestible، جذابة، ومتاحة على أساس مستمر تقريبا، دون خلق النفايات المفرطة في خزانات زراعة. تاريخيا قد تحقق هذا عادة من خلال تقديم العديد من كميات صغيرة من الأعلاف للأسماك في صهاريج، جنبا إلى جنب مع روتين 8،9 صرف المياه. في حين أن هذه الأساليب هي إلى حد ناجحة، فهي غير فعالة، تتطلب مدخلات العمل عالية، والعودة المتغير الوحيد ومعدلات محدودة للنمو والبقاء على قيد الحياة 10.

في الطبيعة، اليرقات الزرد إطعام يفترض على وفرة صغيرة الحاضر العوالق الحيوانية في عمود الماء 11. لهذا السبب، بروتوكولات تربية اليرقات التي تتضمن لقطات حية مثل المتناعلة، الدوارات، والأرتيميا وعادة ما تكون الأكثر فعالية 7. في عام 2010، أظهر أفضل والمشاركين فيها أنه كان من الممكن أن تنمو اليرقات الزرد في ثابت، والمياه المالحة مع المياه المالحة الدوارات لمدة 5 أيام الأولى من التغذية الخارجية (12). هذا النهج الذي تسخيروفاق إنتاجية عالية الطبيعية الثقافات حيدة الخلية والروتيفر لتوفير وافرة، فريسة ذات قيمة غذائية عالية دون تلويث المياه، والمحاصيل معدلات عالية جدا من نمو اليرقات والبقاء على قيد الحياة مع مدخلات العمل منخفضة 12،13. في السنوات الأخيرة، تبنت عددا متزايدا من المختبرات حول العالم أشكال مختلفة من هذا البروتوكول، والعديد من زراعة الآن الدوارات بطريقة مستمرة لدعم نظم الحضانة 14.

على مدى السنوات القليلة الماضية، تم تنقيح طرق لكلا حيدة الخلية والروتيفر / متعدد الأنواع الزرد والإنتاج حيدة الخلية والروتيفر وتحسينها لتصبح أكثر توحيدا وقابلة بسهولة. توفر هذه المقالة خطوة بخطوة تعليمات ل1) إنتاج حيدة الخلية والروتيفر المستمر والقوي و2) إنشاء حيدة الخلية والروتيفر / الزرد نظام متعدد الأنواع المستخدمة لدعم النمو القوي من الأسماك لمدة 5 أيام الأولى من التغذية الخارجية.

Protocol

1. حيدة الخلية والروتيفر الثقافة المكونات الأساسية لنظام الثقافة باستخدام سفينة 100 L الثقافة جمع كل المكونات لإعداد ثقافة حيدة الخلية والروتيفر. يتكون الإعداد…

Representative Results

النظام الثقافة حيدة الخلية والروتيفر المستمر الموصوفة هنا هو دينامية، وأنه من الطبيعي لأعداد حيدة الخلية والروتيفر لتتقلب إلى حد صغير مع مرور الوقت إذا كان هناك اختلافات في معدلات التغذية والحصاد اليومي. سكان الدوارات في واحدة من الثقافات العاملة…

Discussion

التنفيذ الناجح لأسلوب متعدد الأنواع حيدة الخلية والروتيفر لتغذية أوائل الزرد اليرقات يتطلب بروتوكولات فعالة لمهمتين: إنشاء وصيانة نظام الثقافة حيدة الخلية والروتيفر المستمر لتغذية الأسماك، وزراعة تغذية أول اليرقات الزرد جنبا إلى جنب مع الدوارات في الدبابة نفسها. …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

تم إجراء الرعاية واستخدام الأسماك ولدت لنتائج ممثلة الموصوفة في هذا البروتوكول بما يتفق تماما مع المبادئ التوجيهية التي وضعتها لجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي في مستشفى بوسطن للأطفال، بروتوكول # 14-05-2673R.

Materials

Rotifer Culture Infrastructure
100 Liter Culture Vessel Aquaneering Custom Polycarbonate culture vessel, conical bottomed, with drain valve
5 Gallon Culture Bucket Kit Reed Mariculture CCS Starter Kit Small volume culture vessel for small facilities
Rigid Clear Tubing 1/2" O.D., 36” Pentair Aquatic Ecosystems 16025 Rigid clear tubing for air delivery
Mesh tube Pentair Aquatic Ecosystems RT444X Mesh tube support for floss filter
Rotifer Floss Reed Mariculture Rotifer floss 12” x 42” Particulate waste trap
Peristaltic Metering Timer Pump, 5 GPD Grainger 38M003  Metering pump with timer for dosing feed to rotifers
Peristaltic Metering Timer Pump, 1-100 mL/h (for smaller-scale culture) Coral Vue SKU: IC-LQD-DSR Metering pump with timer for dosing feed to rotifers
Silicone Tubing  Cole Parmer Tubing for algae delivery to rotifer vessel
Rigid Clear Tubing " O.D.,36” Pentair Aquatic Ecosystems 16025 Rigid clear tubing for air delivery to algae paste
Rigid Clear Tubing O.D., 36” Pentair Aquatic Ecosystems 16025 Rigid clear tubing for algae delivery
Rotifers
Live Rotifers Brachionus plicatilis Type L Reed Mariculture Type L 5 million Rotifer stock culture for system startup
Rotifer Feed
Sodium hydroxymethylsulfonate Reed Mariculture ClorAm-X® 1lb tub Ammonia reducer for algae feed mix
Sodium Bicarbonate Fisher Scientific S25533B pH buffer for algae feed mix
Microalgae concentrate Reed Mariculture Rotigrow Plus® 1 liter bag Nutritionally optimized rotifer feed
Water Preparation
 Reef Crystals Reef Salt That Fish Place 198210 Salt for making culture water (NOTE: this item is an example only; any contaminant free salt formulations may be used). 
Refractometer Pentair Aquatic Ecosystems SR6 measuring salinity
Rotifer Culture Equipment
Plankton Collectors 12" Dia, 53 microns Pentair Aquatic Ecosystems BBPC20 Mesh screen for collecting rotifers
Scrub Pads Pentair Aquatic Ecosystems SCR-58 Scrub pad for cleaning inside of culturing vessels
Scrub Brush
Bucket Grainger Supply  43Y530 Graduated bucket for mixing culture water
Hatching Jar Pentair Aquatic Ecosystems J30 Storage of algae feed mix
Lugol’s Solution, Dilute Fisher Scientific S99481 Agent used to immobilize live rotifers for counting
Sedgewick-Rafter plankton counting slide with grid  Pentair Aquatic Eco-Systems M415 Counting rotifers
Miscelleneous
Tea Strainer Kitchenworks 971972 Used for collecting zebrafish embryos after spawning

References

  1. Ribas, L., Piferrer, F. The zebrafish (Danio rerio) as a model organism, with emphasis on applications for finfish aquaculture research. Reviews in Aquaculture. 6, 209-240 (2014).
  2. Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nature reviews. Genetics. 11, 710-722 (2010).
  3. Gemberling, M., Bailey, T. J., Hyde, D. R., Poss, K. D. The zebrafish as a model for complex tissue regeneration. Trends in genetics TIG. 29, 611-620 (2013).
  4. Santoriello, C., Zon, L. I. Hooked! modeling human disease in zebrafish. Journal of Clinical Investigation. 122, 2337-2343 (2012).
  5. Selderslaghs, I. W. T., Blust, R., Witters, H. E. Feasibility study of the zebrafish assay as an alternative method to screen for developmental toxicity and embryotoxicity using a training set of 27 compounds. Reproductive Toxicology. 33 (2), 142-154 (2012).
  6. Lawrence, C. The husbandry of zebrafish (Danio rerio): A review. Aquaculture. 269, 1-20 (2007).
  7. Harper, C., Lawrence, C. . The Laboratory Zebrafish (Laboratory Animal Pocket Reference). , (2010).
  8. Nusslein-Volhard, C., Dahm, R. . Zebrafish, A Practical Approach. , (2002).
  9. Westerfield, M. . The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish. , (2007).
  10. Carvalho, P., Arau, L. Rearing zebrafish (Danio rerio) larvae without live food: evaluation of a commercial, a practical and a purified starter diet on larval performance. Aquaculture Research. 37, 1107-1111 (2006).
  11. Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio. Biol Rev Camb Philos Soc. 83 (1), 13-34 (2008).
  12. Best, J., Adatto, I., Cockington, J., James, A., Lawrence, C. A novel method for rearing first-feeding larval zebrafish: polyculture with Type L saltwater rotifers (Brachionus plicatilis). Zebrafish. 7 (3), 289-295 (2010).
  13. Lawrence, C. Advances in zebrafish husbandry and management. Methods in Cell Biology. 104, 429-451 (2011).
  14. Lawrence, C., Sanders, E., Henry, E. Methods for culturing saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) for rearing larval zebrafish. Zebrafish. 9, 140-146 (2012).
  15. Tucker, C. S., Hargreaves, J. A. . Biology and Culture of Channel Catfish. 34, 634-657 (2004).

Play Video

Cite This Article
Lawrence, C., Best, J., Cockington, J., Henry, E. C., Hurley, S., James, A., Lapointe, C., Maloney, K., Sanders, E. The Complete and Updated “Rotifer Polyculture Method” for Rearing First Feeding Zebrafish. J. Vis. Exp. (107), e53629, doi:10.3791/53629 (2016).

View Video