Summary

Isolierung, Kultur und Transduction von erwachsenen Maus Kardiomyozyten

Published: August 28, 2016
doi:

Summary

This protocol describes a step-by-step method for the reproducible isolation and long-term culture of adult mouse cardiomyocytes with high yield, purity, and viability.

Abstract

Kultivierten Kardiomyozyten können verwendet werden , cardiomyocyte biology studieren Techniken , die zur in vivo – Systeme ergänzen. So ermöglicht beispielsweise die Reinheit und Zugänglichkeit der in vitro Kultur feine Kontrolle über biochemische Analysen, Echtzeit- Bildgebung und Elektrophysiologie. Langzeitkultur von Kardiomyozyten bietet Zugang zu zusätzlichen experimentellen Ansätzen, die in kurzen Zeitkulturen werden nicht abgeschlossen. Beispielsweise die in vitro Untersuchung der Entdifferenzierung, Zellzyklus – Wiedereintritt und die Zellteilung bisher weitgehend auf Ratten – Kardiomyozyten beschränkt, die in Langzeitkultur robuster zu sein scheinen. Allerdings machen die Verfügbarkeit einer umfassenden Werkzeugpalette von transgenen Mauslinien und gut entwickelten Krankheitsmodelle Maus Systeme attraktiv für Herzforschung. Obwohl mehrere Berichte von Kardiomyozyten Isolation erwachsenen Maus vorhanden sind, zeigen einige Studien ihre langfristige Kultur. Der hier präsentierte, ist ein Schritt-für-Schritt-Verfahren für dieIsolation und langfristige Kultur der erwachsenen Maus Kardiomyozyten. Zunächst wird retrograden Langendorff-Perfusion verwendet effizient das Herz mit Proteasen zu verdauen, durch die Schwerkraft Sedimentation Reinigung gefolgt. Nach einer Zeit der Entdifferenzierung nach der Isolierung haften die Zellen allmählich auf die Kultur und für Wochen kultiviert werden. Adenovirus Zelllysat wird verwendet, um effizient die isolierten Cardiomyocyten transduzieren. Diese Methoden bieten eine einfache, aber leistungsfähige Modellsystem Herz Biologie zu studieren.

Introduction

Kultivierten Kardiomyozyten werden häufig zur Überwachung des Zellverhaltens in einer gut kontrollierten Umgebung in vitro verwendet. Beispielsweise morphologischen, elektrischen, biochemischer oder mechanische Zelleigenschaften auf Substraten konstruiert, 1,2 in definierten Medien, und in Reaktion auf niedermolekularer Wirkstoffe, Peptide, Genregulation, 3 oder elektrische Stimulation untersucht. 4 Die zelluläre Inhalt kann auch definiert Kokulturen gesteuert werden. 5 Diese in vitro – Experimente in großem Medikament oder genetischen Screens nützlich sind , und in vivo – Verfahren für verschiedene Arten von Untersuchungen ergänzen cardiomyocyte biology beteiligt sind .

Die langfristige Kultur ermöglicht experimentelle Wege, die Zeit erfordert ein erweitertes phänotypische Veränderungen zu erreichen. Ein aktuelles Beispiel ist die von erwachsenen Säugetieren Kardiomyozyten Proliferation, wo Entdifferenzierung, Zellzyklus-Wiedereintritt und die Zellteilung wird in der Regel untersucht über seVeral Tage bis Wochen. 6,7 Hier erleichtert die erweiterte Kulturzeit genetische Manipulation, 7,8 funktionellen Entdifferenzierung (zB sarcomeric Demontage) 9 und möglicherweise Transkriptions Entdifferenzierung. 6 Nachfolgende Zellzyklus Wiedereintritt und die Zellteilung benötigt noch längere Kulturzeiten , vor allem, wenn mehrere Runden der Division sind die experimentellen Ziel zu beobachten. Die Bedeutung der Kardiomyozyten Zellzyklus ist von zentraler Bedeutung für mehrere aktuelle Schlüssel wissenschaftlichen Arbeiten in Herzregeneration, wo der Entdifferenzierung und Proliferation von bereits bestehenden Kardiomyozyten hat für Herzregeneration in Zebrabärbling und neugeborenen Mäusen verantwortlich gezeigt. 10-12 Somit ist die Möglichkeit , Entdifferenzierung und Zellzyklus – Wiedereintritt in Säuger adulten Kardiomyozyten bleibt eine zentrale Frage in der menschlichen Herzregeneration zu stimulieren 13-15

I nvitro – Experimente in den Zellzyklus von Säugetier-Cardio – StudiumMyocyten haben überwiegend Rattenquellen verwendet, die aufgrund ihrer relativen Leichtigkeit der Langzeitkultur im Vergleich zu Mausmodellen. 16 jedoch murinen Systemen eine reiche Quelle von gut charakterisierten transgenen Werkzeuge und Krankheitsmodelle bieten, die sowohl in in vitro und in vivo nützlich sind , Protokolle. Beispielsweise Cre-basierten lineage Verfolgung hat die Identifizierung von vorbestehenden Kardiomyozyten als Quelle von regenerierenden Myokard in der neonatalen Mäuseherzen in vivo aktiviert. 12 Invitro – Studien von Lineage-verfolgt neonatalen Maus Kardiomyozyten aktiviert haben die Untersuchung von Wechselwirkungen mit stromal Zellen durch Kokultur mit Fibroblasten. 5 jedoch aufgrund seiner Herausforderungen bestehen 17 wenige Berichte über die Isolierung und die langfristige Kultur von erwachsenen Maus Kardiomyozyten. 18,19

Die Isolierung von lebensfähigen adulten Maus Kardiomyozyten für kurzfristige Kultur allein bekannt ist eine herausfordernde Aufgabe. Diese Protocol liefert eine Schritt-für-Schritt-Anleitung, wie rentabel Kardiomyozyten von erwachsenen Mäusen zu erreichen, die für sowohl kurzfristige als auch langfristige Untersuchungen verwendet werden kann. Kardiomyozyten mit diesem Protokoll isoliert effizient mit adenoviralen Vektoren 20,21 und kultiviert Wochen transduziert werden. Diese Methoden stellen ein leistungsfähiges System Kardiomyozyten Biologie in vitro zu studieren.

Die hier beschriebenen Verfahren basieren auf mehreren Elementen aus früheren Arbeiten Variationen der Langendorff – Perfusion unter Verwendung von retrograden. 18,22 Obwohl mehrere Protokolle auf der Isolierung von erwachsenen Maus Kardiomyozyten für kurzfristige Kultur und Studie 23-25 ​​der Vorteil veröffentlicht Dieses Protokoll ist die Fähigkeit, die isolierte Kardiomyozyten langfristig Kultur. Dies wird bei der Untersuchung von zellulären Prozessen beteiligt ektopische Genexpression und erfordern längere Zeit, beispielsweise in zellularen Umprogrammierung Strategien nützlich sein.

Protocol

Alle Verfahren hier skizziert wurden von der Institutional Animal Benutzung und Pflege Ausschuss an der University of California, San Francisco genehmigt. HINWEIS: Kurz nachdem das Herz aus dem Maus – Thorax, koronare Retroperfusion verwendet wird Extraktion effizient die extrazelluläre Matrix mit Kollagenase und Protease XIV zu verdauen. Die Ventrikel werden dann isoliert, mechanisch dissoziiert und in eine Einzelzellsuspension filtriert. Schwerkraftsedimentation durchgef?…

Representative Results

Ein Wildtyp erwachsenen ICR (CD1) Maus Herz ergibt typischerweise 500.000 bis 1 Million Kardiomyozyten aus einer erfolgreichen Isolierung. Unmittelbar nach der Isolierung behalten die Zellen , die ein meist stabförmiges Aussehen (3A) mit intaktem Sarkomeren und kann für funktionelle Studien verwendet werden cardiomyocyte Kontraktilität beteiligt sind . Ein hoher Prozentsatz der stabförmigen Kardiomyozyten (über 90%) ist ein Hinweis auf wirksame Perfusion und Verdauu…

Discussion

Der allgemeine Gesundheitszustand der isolierten Kardiomyozyten, hängt von mehreren wichtigen Aspekten dieses Protokolls. Erstens ist die Zeit, von der Herz Extraktion Perfusion kritisch und sollte in 5 min oder weniger durchgeführt werden. Entfernung von Calcium hilft Wechselwirkungen Zell-Zell – zu dissoziieren, aber kann sich negativ auf die Gesundheit Zelllangzeitwirkung. 29-32 Somit finden wir es ausreichend durch EGTA (Ethylenglykol – tetraessigsäure) Chelatbildung Calcium während der ersten paar Mi…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dieses Projekt wurde für Durchbruch biomedizinische Forschung von der UCSF-Programm finanziert werden (finanziert zum Teil von der Sandler-Stiftung), der NIH Pathway to Independence Award (R00HL114738) und der Edward Mallinckrodt Jr. Foundation. JJ wurde durch ein Postdoc-Stipendium von der NIH (T32HL007731) unterstützt. Die Autoren sind allein verantwortlich für den Inhalt dieser Arbeit, die nicht notwendigerweise die offizielle Meinung des NIH.

Materials

Equipment
Heated water jacket Radnoti 158831
Circulating heated water bath, Isotemp Fisher Scientific 3013
Laboratory pump Watson-Marlow 323
Hemostats Exelta 63042-090
Tissue forceps VWR 470128034
Dumont #7 curved forceps FST 91197-00
Dumont #5 fine forceps FST 11251-20
Small dissection scissors VWR 470128034
Extra fine bonn scissors FST 14084-08
Fine spring scissors FST 91500-09
Name Company Catalog Number Comments
Materials
NaCl Sigma S9888
KCl Sigma P9541
Na2HPO4-7H2O Fisher S25837
MgSO4-7H2O Fisher S25414
Taurine Sigma 86329
Butane dione monoxime (BDM) Sigma B0753
HEPES Fisher  BP310100
Glucose Sigma G-7021
Insulin Novo Nordisk 393153
EGTA Amresco 0732-288
Protease, type XIV Sigma P5147
Collagenase II Worthington LS004176
MEM Corning 15-010-CV
FBS, heat inactivated JRS 43613
Primocin Invitrogen NC9141851
Ethyl Carbamate Alfa Aesar AAA44804-18
215 micron mesh Component supply U-CMN-215-A
20 G blunt ended needle Becton Dickinson 305183
20 G beveled needle Becton Dickinson 305176
Lab tape VWR 89097-990
Surgical tape 3M 1527-0
Silk suture, 7-0 Teleflex 15B051000
Mouse anti-alpha-actinin antibody Sigma A7811
Alexa Fluor 488 goat anti-mouse IgG1 antibody Thermo Fisher A21121

References

  1. Patel, A. K., Celiz, A. D., et al. A defined synthetic substrate for serum free culture of human stem cell derived cardiomyocytes with improved functional maturity identified using combinatorial materials microarrays. Biomaterials. 61, 257-265 (2015).
  2. Mathur, A., Loskill, P., et al. Human iPSC-based Cardiac Microphysiological System For Drug Screening Applications. Sci Rep. 5, 8883 (2015).
  3. Mahmoud, A. I., Kocabas, F., et al. Meis1 regulates postnatal cardiomyocyte cell cycle arrest. Nature. 497 (7448), 249-253 (2013).
  4. Baumgartner, S., Halbach, M., et al. Electrophysiological and morphological maturation of murine fetal cardiomyocytes during electrical stimulation in vitro. J Cardiovasc Pharmacol Ther. 20 (1), 104-112 (2015).
  5. Ieda, M., Tsuchihashi, T., et al. Cardiac fibroblasts regulate myocardial proliferation through beta1 integrin signaling. Dev Cell. 16 (2), 233-244 (2009).
  6. Zhang, Y., Li, T. S., et al. Dedifferentiation and proliferation of mammalian cardiomyocytes. PLoS One. 5 (9), e12559 (2010).
  7. Engel, F. B., Schebesta, M., et al. p38 MAP kinase inhibition enables proliferation of adult mammalian cardiomyocytes. Gene Dev. 19 (10), 1175-1187 (2005).
  8. Sakurai, T., Lanahan, A., Woolls, M. J., Li, N., Tirziu, D., Murakami, M. Live cell imaging of primary rat neonatal cardiomyocytes following adenoviral and lentiviral transduction using confocal spinning disk microscopy. J Vis Exp. (88), e51666 (2014).
  9. Ahuja, P., Perriard, E., Perriard, J. C., Ehler, E. Sequential myofibrillar breakdown accompanies mitotic division of mammalian cardiomyocytes. J Cell Sci. 117 (Pt 15), 3295-3306 (2004).
  10. Kikuchi, K., Holdway, J. E., et al. Primary contribution to zebrafish heart regeneration by gata4(+) cardiomyocytes. Nature. 464 (7288), 601-605 (2010).
  11. Jopling, C., Sleep, E., Raya, M., Martì, M., Raya, A., Izpisúa Belmonte, J. C. Zebrafish heart regeneration occurs by cardiomyocyte dedifferentiation and proliferation. Nature. 464 (7288), 606-609 (2010).
  12. Porrello, E. R., Mahmoud, A. I., et al. Transient Regenerative Potential of the Neonatal Mouse Heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
  13. Heallen, T., Morikawa, Y., et al. Hippo signaling impedes adult heart regeneration. Development. 140 (23), 4683-4690 (2013).
  14. Lin, Z., Zhou, P., et al. Pi3kcb links Hippo-YAP and PI3K-AKT signaling pathways to promote cardiomyocyte proliferation and survival. Circ Res. 116 (1), 35-45 (2015).
  15. Zebrowski, D. C., Vergarajauregui, S., et al. Developmental alterations in centrosome integrity contribute to the post-mitotic state of mammalian cardiomyocytes. eLife. 4, e05563 (2015).
  16. Schluter, K. D., Piper, H. M. . Practical Methods in Cardiovascular Research. , (2005).
  17. Zhou, Y. Y., Wang, S. Q., et al. Culture and adenoviral infection of adult mouse cardiac myocytes: methods for cellular genetic physiology. Am J Physiol Heart Circ Phys. 279 (1), H429-H436 (2000).
  18. Kruppenbacher, J. P., May, T., Eggers, H. J., Piper, H. M. Cardiomyocytes of adult mice in long-term culture. Naturwissenschaften. 80 (3), 132-134 (1993).
  19. Fredj, S., Bescond, J., Louault, C., Potreau, D. Interactions between cardiac cells enhance cardiomyocyte hypertrophy and increase fibroblast proliferation. Journal of Cellular Physiology. 202 (3), 891-899 (2005).
  20. Li, Z., Sharma, R. V., Duan, D., Davisson, R. L. Adenovirus-mediated gene transfer to adult mouse cardiomyocytes is selectively influenced by culture medium. J Gene Med. 5 (9), 765-772 (2003).
  21. Luo, J., Deng, Z. L., et al. A protocol for rapid generation of recombinant adenoviruses using the AdEasy system. Nat Protoc. 2 (5), 1236-1247 (2007).
  22. Shioya, T. A simple technique for isolating healthy heart cells from mouse models. J Physiol Sci. 57 (6), 327-335 (2007).
  23. Li, D., Wu, J., Bai, Y., Zhao, X., Liu, L. Isolation and culture of adult mouse cardiomyocytes for cell signaling and in vitro cardiac hypertrophy. J Vis Exp. (87), e51357 (2014).
  24. Wolska, B. M., Solaro, R. J. Method for isolation of adult mouse cardiac myocytes for studies of contraction and microfluorimetry. Am J Physiol Heart Circ Phys. 271 (3), H1250-H1255 (1996).
  25. Pinz, I., Zhu, M., Mende, U., Ingwall, J. S. An improved isolation procedure for adult mouse cardiomyocytes. Cell Biochem Biophys. 61 (1), 93-101 (2011).
  26. Di Stefano, V., Giacca, M., Capogrossi, M. C., Crescenzi, M., Martelli, F. Knockdown of cyclin-dependent kinase inhibitors induces cardiomyocyte re-entry in the cell cycle. J Biol Chem. 286 (10), 8644-8654 (2011).
  27. Malouf, N. N., McMahon, D., Oakeley, A. E., Anderson, P. A. A cardiac troponin T epitope conserved across phyla. J Biol Chem. 267 (13), 9269-9274 (1992).
  28. Ehler, E., Moore-Morris, T., Lange, S. Isolation and culture of neonatal mouse cardiomyocytes. J Vis Exp. (79), e50154 (2013).
  29. Daly, M. J., Elz, J. S., Nayler, W. G. Contracture and the calcium paradox in the rat heart. Circ Res. 61 (4), 560-569 (1987).
  30. Piper, H. Culturing of calcium stable adult cardiac myocytes. J Mol Cell Cardiol. 14 (7), 397-412 (1982).
  31. Ashraf, M. Correlative studies on sarcolemmal ultrastructure, permeability, and loss of intracellular enzymes in the isolated heart perfused with calcium-free medium. Am J Pathol. 97 (2), 411-432 (1979).
  32. Piper, H. The calcium paradox revisited An artefact of great heuristic value. Cardiovasc Res. 45 (1), 123-127 (2000).
  33. Higuchi, H., Takemori, S. Butanedione monoxime suppresses contraction and ATPase activity of rabbit skeletal muscle. J Biochem. 105 (4), 638-643 (1989).
  34. Rother, J., Richter, C., et al. Crosstalk of cardiomyocytes and fibroblasts in co-cultures. Open biology. 5 (6), 150038 (2015).
  35. Fujio, Y., Nguyen, T., Wencker, D., Kitsis, R. N., Walsh, K. Akt Promotes Survival of Cardiomyocytes In Vitro and Protects Against Ischemia-Reperfusion Injury in Mouse Heart. Circulation. 101 (6), 660-667 (2000).
  36. Dambrot, C., Braam, S. R., Tertoolen, L. G. J., Birket, M., Atsma, D. E., Mummery, C. L. Serum supplemented culture medium masks hypertrophic phenotypes in human pluripotent stem cell derived cardiomyocytes. Journal of cellular and molecular medicine. 18 (8), 1509-1518 (2014).
  37. Karliner, J. S., Simpson, P. C., Taylor, J. E., Honbo, N., Woloszyn, W. Adrenergic receptor characteristics of cardiac myocytes cultured in serum-free medium: Comparison with serum-supplemented medium. Biochemical and Biophysical Research Communications. 128 (1), 376-382 (1985).
  38. Zheng, X., Baker, H., Hancock, W. S., Fawaz, F., McCaman, M., Pungor, E. Proteomic analysis for the assessment of different lots of fetal bovine serum as a raw material for cell culture. Part IV. Application of proteomics to the manufacture of biological drugs. Biotechnology progress. 22 (5), 1294-1300 (2006).
  39. Soonpaa, M. H., Kim, K. K., Pajak, L., Franklin, M., Field, L. J. Cardiomyocyte DNA synthesis and binucleation during murine development. Am J Physiol. 271 (5 Pt 2), H2183-H2189 (1996).
  40. Engel, F. B., Hsieh, P. C. H., Lee, R. T., Keating, M. T. FGF1/p38 MAP kinase inhibitor therapy induces cardiomyocyte mitosis, reduces scarring, and rescues function after myocardial infarction. P Natl Acad Sci USA. 103 (42), 15546-15551 (2006).
  41. Tian, Y., Liu, Y., et al. A microRNA-Hippo pathway that promotes cardiomyocyte proliferation and cardiac regeneration in mice. Sci Transl Med. 7 (279), 279ra38 (2015).
  42. Soonpaa, M. H., Koh, G. Y., et al. Cyclin D1 overexpression promotes cardiomyocyte DNA synthesis and multinucleation in transgenic mice. J Clin Invest. 99 (11), 2644-2654 (1997).
  43. Stewart, S., Stankunas, K. Limited dedifferentiation provides replacement tissue during zebrafish fin regeneration. Dev Biol. 365 (2), 339-349 (2012).
  44. Wu, C. H., Huang, T. Y., Chen, B. S., Chiou, L. L., Lee, H. S. Long-Duration Muscle Dedifferentiation during Limb Regeneration in Axolotls. PLoS One. 10 (2), e0116068 (2015).
  45. Nag, A. C., Lee, M. L., Kosiur, J. R. Adult cardiac muscle cells in long-term serum-free culture: myofibrillar organization and expression of myosin heavy chain isoforms. In vitro cellular & developmental biology journal of the Tissue Culture Association. 26 (5), 464-470 (1990).
  46. Lian, X., Hsiao, C., et al. Robust cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells via temporal modulation of canonical Wnt signaling. P Natl Acad Sci USA. 109 (27), E1848-E1857 (2012).
  47. Sohal, D. S., Nghiem, M., et al. Temporally Regulated and Tissue-Specific Gene Manipulations in the Adult and Embryonic Heart Using a Tamoxifen-Inducible Cre Protein. Circ Res. 89 (1), 20-25 (2001).
  48. Hsieh, P. C. H., Segers, V. F. M., et al. Evidence from a genetic fate-mapping study that stem cells refresh adult mammalian cardiomyocytes after injury. Nat Med. 13 (8), 970-974 (2007).
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Cite This Article
Judd, J., Lovas, J., Huang, G. N. Isolation, Culture and Transduction of Adult Mouse Cardiomyocytes. J. Vis. Exp. (114), e54012, doi:10.3791/54012 (2016).

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