Nieuwe benadering voor gelijktijdige opname van renale sympathiek zenuw activiteit en bloeddruk met intraveneuze infusie in de bewuste, ongebreidelde muizen.
Summary
Narcose muizen vertonen niet-fysiologische systemische bloeddruk, die zich verzet tegen de zinvolle beoordeling van autonome Toon gezien de intieme relatie tussen bloeddruk en het autonome zenuwstelsel. Dus, een nieuwe methode om tegelijkertijd record renale sympathiek zenuw activiteit en bloeddruk met intraveneuze infusie in de bewuste muizen wordt geschetst.
Abstract
Renale sympathische zenuwen bijdragen aanzienlijk tot zowel fysiologische en pathofysiologische verschijnselen. Evaluatie van de activiteit van de renale sympathiek zenuw (RSNA) is van groot belang op vele terreinen van onderzoek zoals chronische nierziekten, hypertensie, hartfalen, diabetes en obesitas. Eenduidige beoordeling van de rol van het sympathische zenuwstelsel is dus absoluut noodzakelijk voor de juiste interpretatie van de experimentele resultaten en begrip van ziekteprocessen. RSNA is traditioneel gemeten bij narcose knaagdieren, zoals muizen. Echter, muizen meestal vertonen zeer lage systemische bloeddruk en hemodynamische instabiliteit voor enkele uren tijdens anesthesie en chirurgie. Zinvolle interpretatie van RSNA is verward door deze niet-fysiologische toestand, gezien de intieme relatie tussen sympathische zenuwstelsel Toon en cardiovasculaire status. Om deze beperking van de traditionele benaderingen, ontwikkelden we een nieuwe methode voor het meten van de RSNA in bewuste, vrij bewegende muizen. Muizen zijn chronisch geïnstrumenteerd met radio-telemeters voor continue monitoring van bloeddruk evenals een infusie van jugular veneuze katheter en bipolaire elektrode douane-ontworpen voor directe opname van RSNA. Na een herstelperiode van 48-72 uur, overlevingskans was 100% en alle muizen zich normaal gedragen. Op dit moment-punt, werd RSNA met succes opgenomen in 80% van de muizen, met levensvatbare signalen verworven tot 4 en 5 dagen na chirurgie in 70% en 50% van de muizen, respectievelijk. Fysiologische bloed druk werden opgenomen in alle muizen (116±2 mmHg; n = 10). Opgenomen RSNA verhoogd met eten en grooming, als gevestigde in de literatuur. RSNA werd bovendien gevalideerd door ganglionaire blokkade en modulatie van de bloeddruk met farmacologische stoffen. Een effectieve en beheerbare methode voor duidelijke opname van RSNA in bewuste, vrij bewegende muizen wordt hierin beschreven.
Introduction
Interesse in het gebruik van muizen op verschillende terreinen van biomedisch onderzoek blijft uitbreiden met de ontwikkeling van talloze genetisch gemanipuleerde modellen. Voor het grootste deel, technische vooruitgang gelijke tred hebben gehouden met het toegenomen gebruik van muizen in fysiologie en er is nu een indrukwekkende selectie van verkleinde apparaten ontwikkeld specifiek voor het meten van belangrijke fysiologische parameters in muizen. Hoewel telemetrische apparaten voor directe meting van autonome zenuwstelsel Toon in de bewuste rat zijn beschikbaar voor meer dan een decennium, verkleinde apparaten voor het beoordelen van zenuw activiteit in bewuste muizen zijn momenteel niet beschikbaar. Onderzoekers meestal omzeilen deze beperking door de beoordeling van de bijdrage van het autonome zenuwstelsel met indirecte methoden (d.w.z. plasma of urine catecholamines, farmacologische autonome blokkade, spectrale analyse van patronen van bloed Druk/hartslag)1.
Hoewel deze benaderingen waardevolle informatie bieden, is het resultaat een algemeen beeld van de totale autonome Toon, in plaats van waaruit de afzonderlijke bijdrage van geïsoleerde populaties van zenuwen naar het fenomeen onderzochte. Als alternatief, directe opname van de activiteit van bepaalde zenuwen is uitgevoerd in narcose muizen, die een veelheid van zorgen met zich meebrengt. Het is buitengewoon moeilijk om stabiele bloeddruk binnen de fysiologische bereik in een narcose muis voor enkele uren na de operatie. In feite, in dit soort experimenten, bloeddruk is vaak niet-aangegeven of gepresenteerd op een zeer laag niveau (dat wil zeggen 60-80 mmHg vs > 100mmHg in een bewuste muis)2. De kwetsbaarheid van het cardiovasculaire systeem tentoongesteld in de voorbereiding van een narcose muis vaak uitsluit zinvolle beoordeling van autonome zenuw activiteit, gezien de codependent relatie tussen bloeddruk en sympathieke Toon3, 4.
Om deze beperking, een nieuwe methode voor directe opname van renale sympathiek zenuw activiteit (RSNA) in bewuste, ongebreidelde muizen, ongestoord binnen hun huis kooien werd ontwikkeld. Zowel de chirurgische en experimentele aanpak voor een succesvolle implementatie van deze techniek wordt in detail beschreven. Deze voorbereiding kan de onderzoeker gelijktijdig opnemen arteriële druk via radiotelemetry naast RSNA, met de toegevoegde mogelijkheid om intraveneus infuus agenten van belang zonder verstoring van de muis.
Vierentwintig uur na chirurgie, muizen zich normaal gesproken gedragen en doen niet vertonen tekenen van pijn of leed. Experimentele opnames kunnen dan 48 tot 72 uur na operatie beginnen, terwijl de muis comfortabel in haar kooi met onbeperkte toegang tot voedsel, water en milieu verrijking ligt. Duidelijke RSNA sporen worden gepresenteerd en de karakteristieke reacties van deze zenuw bevolking normale fysieke bewegingen van het dier (zoals eten en grooming) worden gedemonstreerd naast farmacologische modulatie van de systemische bloeddruk. De kwaliteit en de specificiteit van de RSNA signaal wordt verder bevestigd door ganglionaire blokkade. Dit manuscript bevat de audiovisuele aanvulling op een aanvankelijk gepubliceerde beschrijving van deze techniek5.
Protocol
Representative Results
Discussion
Wij hebben hierin uiteengezet, aangetoond en een nieuwe methode voor gerichte beoordeling van RSNA in bewuste muizen, vrij te verplaatsen en comfortabel rusten in hun huis kooien gevalideerd. Na chirurgische implantatie van een radiotelemeter van de arteriële druk, een inwonende intraveneuze infusie-katheter en een douane-ontworpen RSNA bipolaire elektrode, muizen hersteld van de operatie en gedurende 48 tot 72 uur ongemoeid werden gelaten. Muizen bleef comfortabel vaste in hun kooi te allen tijde (met inbegrip van expe…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
S.M.H. werd gesteund door postdoctorale beurzen van de Canadese instituten voor gezondheid onderzoek (CIHR), hart & beroerte Stichting van Canada (HSFC) en Alberta innoveert Health Solutions (AiHS); J.E.H. wordt ondersteund door een subsidie van de National Heart-, Long- en bloed Instituut PO1HL-51971.
Materials
| Teflon-coated stainless steel multiple stranded wire | A-M Systems | 793200 | 0.001in diameter bare; 0.0055in diameter coated |
| #11 Scalpel Blade | Fisher Scientific | ALMM9011 | |
| Soldering Iron and solder | Any make or model suitable | ||
| Male miniature pin connectors | A-M Systems | 520200 | Brass with gold plating |
| Female miniature pin connectors | A-M Systems | 520100 | Brass with gold plating |
| Heat Shrink tubing | Radio Shack | Model #: 278-1610 | Catalog #: 2781610 | 1.6 mm diameter |
| Polyethylene 90 (PE90) tubing | VWR | CA-63018-703 | 0.86mm inner diameter; 1.27mm outer diameter |
| Dissecting microscope | Leica Microsystems | Leica M80 | Any make or model also suitable |
| Polyethylene 10 (PE10) tubing | Braintree Scientific | PE10 50 FT | 0.28mm inner diameter; 0.61mm outer diameter |
| Super Glue Liquid | Loctite | n/a | Liquid Formula; any brand suitable |
| Super Glue Gel | Loctite | n/a | Gel Formula; any brand suitable |
| Polyethylene tubing | Scientific Commodities | BB31695-PE/13 | For pedestal 2.7mm inner diameter; 4.0mm outer diameter |
| Hospital Sterilization Services & Ozone Sterilization packets | Contact local hospital sterilization services | ||
| Isoflurane anesthesia | Abbott | 05260-05 | |
| Deltaphase isothermal heat pads & surgical table | Braintree Scientific | 39OP | Keep heat pads warm in a 37°C water bath; Corresponding surgical table essential |
| Glycopyrrolate | Amdipharm Mercury Company Limited | n/a | |
| Isoflurane vaporizer system & flow gauge | Braintree Scientific | VP I | Include medical grade oxygen supply |
| Tissue scissors | Fine Science Tools | 14173-12 | |
| Fine spring scissors | Fine Science Tools | 15006-09 | |
| Small cotton-tipped applicators | Fisher Scientific | 23400100 | |
| Fine Straight Forceps | Fine Science Tools | 11254-20 | #5, FST by Dumont Biologie Tip |
| Angled Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | #5/45 FST by Dumont |
| Small Absorbent Spears | Fine Science Tools | 18105-03 | |
| Parafilm | Sigma Aldrich | BR701605 ALDRICH | |
| Kwik-Sil 2 component Silicone Polymer | World Precision Instruments (WPI) | KWIK-SIL | Purchase extra specialized tips from WPI |
| 5-0 Polysorb Suture | Tyco Healthcare | n/a | |
| 6-0 Silk Suture | Braintree Scientific | SUT-S 104 | Deknatel brand, spool |
| Radiotelemetry Probe | Data Sciences International (DSI) | TA11-PAC10 | |
| Radiotelemetry Receiver | Data Sciences International (DSI) | PhysioTel RPC-1 | |
| Ambient Pressure Reference | Data Sciences International (DSI) | Apr-01 | |
| Pressure Output Adapter | Data Sciences International (DSI) | R11CPA | |
| Rena Pulse Tubing | Braintree Scientific | RPT-040 | |
| Infusion Swivel | Instech Solomon | 375/D/22 | |
| Swivel Support Arm & Mount | Instech Solomon | SMCLA | |
| Polysulfone button | Instech Solomon | LW62S/6 | |
| Stainless steel spring | Instech Solomon | PS62 | |
| Vetbond surgical adhesive | 3M | n/a | |
| Triple Antibiotic Ointment | Fougera | n/a | |
| PowerLab 8 Channel Data Acquisition System & Software | ADInstruments | PowerLab 8/35 | |
| PVC Insulated Cable | Belden | PVC Audio Connection Cable 32 AWG | |
| Preamplification Headstage | Dagan Corporation | Model 4002 | |
| Differential Amplifier | Dagan Corporation | EX4-400 | |
| Sodium Nitroprusside | Sigma Aldrich | 71778-25G | |
| Phenylephrine | Sigma Aldrich | P6126-5G | |
| Sterile Physiological Saline 0.9% NaCl | Beckton Dickinson | Contact local hospital supplier | |
| hexamethonium | Sigma Aldrich | H0879-5G | |
| Stainless Steel top anti vibration table | n/a | n/a | Custom designed in-house; Solid steel plate on a benchtop is also suitable |
| Faraday cage | n/a | n/a | Custom designed and constructed in-house |
| Small animal hair trimmer | n/a | n/a | Drugstore, men's beard trimmer suitable |
| Dipilatory Cream | n/a | n/a | Veet brand, sensitive skin formula |
| 10% Povidone Iodine | Purdue Products | Betadiene | |
| 70% Ethanol | n/a | n/a | |
| Steel microretractors | n/a | n/a | Made in-house. Bend a steel paper clip & loop 4-0 silk to form a retractor |
| Hemostats | Fine Science Tools | 13011-12 | |
| Heat Gun | Fisher Scientific | 09-201-27 |
References
- Young, C. N., Davisson, R. L. In vivo assessment of neurocardiovascular regulation in the mouse: principles, progress, and prospects. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (3), H654-H662 (2011).
- Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
- Charkoudian, N., Wallin, B. G. Sympathetic neural activity to the cardiovascular system: integrator of systemic physiology and interindividual characteristics. Compr Physiol. 4 (2), 825-850 (2014).
- Guyenet, P. G. The sympathetic control of blood pressure. Nat Rev Neurosci. 7 (5), 335-346 (2006).
- Hamza, S. M., Hall, J. E. Direct recording of renal sympathetic nerve activity in unrestrained, conscious mice. Hypertension. 60 (3), 856-864 (2012).
- DeBeck, L. D., Petersen, S. R., Jones, K. E., Stickland, M. K. Heart rate variability and muscle sympathetic nerve activity response to acute stress: the effect of breathing. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 299 (1), R80-R91 (2010).
- Krowicki, Z. K., Kapusta, D. R. Microinjection of glycine into the hypothalamic paraventricular nucleus produces diuresis, natriuresis, and inhibition of central sympathetic outflow. J Pharmacol Exp Ther. 337 (1), 247-255 (2011).
- do Carmo, J. M., et al. Control of blood pressure, appetite, and glucose by leptin in mice lacking leptin receptors in proopiomelanocortin neurons. Hypertension. 57 (5), 918-926 (2011).
- Brockway, B. P., Mills, P. A., Azar, S. H. A new method for continuous chronic measurement and recording of blood pressure, heart rate and activity in the rat via radio-telemetry. Clin Exp Hypertens A. 13 (5), 885-895 (1991).
- Tallam, L. S., Silva, d. a., A, A., Hall, J. E. Melanocortin-4 receptor mediates chronic cardiovascular and metabolic actions of leptin. Hypertension. 48 (1), 58-64 (2006).
- Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. J Pharmacol Toxicol Methods. 44 (2), 361-373 (2000).
- Zvara, P., et al. A non-anesthetized mouse model for recording sensory urinary bladder activity. Front Neurol. 1, 127 (2010).
- Hagan, K. P., Bell, L. B., Mittelstadt, S. W., Clifford, P. S. Effect of dynamic exercise on renal sympathetic nerve activity in conscious rabbits. J Appl Physiol. 74 (5), 2099-2104 (1985).
- Matsukawa, K., Ninomiya, I. Changes in renal sympathetic nerve activity, heart rate and arterial blood pressure associated with eating in cats. J Physiol. 390, 229-242 (1987).
- Stocker, S. D., Muntzel, M. S. Recording sympathetic nerve activity chronically in rats: surgery techniques, assessment of nerve activity, and quantification. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 305 (10), 6 (2013).
- Burke, S. L., Lambert, E., Head, G. A. New approaches to quantifying sympathetic nerve activity. Curr Hypertens Rep. 13 (3), 249-257 (2011).
- Smith, F. G. Techniques for recording renal sympathetic nerve activity in awake, freely moving animals. Methods. 30 (2), 122-126 (2003).
- Miki, K., Kosho, A., Hayashida, Y. Method for continuous measurements of renal sympathetic nerve activity and cardiovascular function during exercise in rats. Exp Physiol. 87 (1), 33-39 (2002).
- Yoshimoto, M., Miki, K. Measurement of renal sympathetic nerve activity in freely moving mice. J Physiol. 560, (2004).
- Yoshimoto, M., Miki, K., Fink, G. D., King, A., Osborn, J. W. Chronic angiotensin II infusion causes differential responses in regional sympathetic nerve activity in rats. Hypertension. 55 (3), 644-651 (2010).
- Salman, I. M., Sarma Kandukuri, ., Harrison, D., L, J., Hildreth, C. M., Phillips, J. K. Direct conscious telemetry recordings demonstrate increased renal sympathetic nerve activity in rats with chronic kidney disease. Front Physiol. 6, 218 (2015).
- Morgan, D. A., Despas, F., Rahmouni, K. Effects of leptin on sympathetic nerve activity in conscious mice. Physiol Rep. 3 (9), (2015).
- Alfie, M. E., Sigmon, D. H., Pomposiello, S. I., Carretero, O. A. Effect of high salt intake in mutant mice lacking bradykinin-B2 receptors. Hypertension. 29 (1 Pt 2), 483-487 (1997).
- Dietz, J. R., Landon, C. S., Nazian, S. J., Vesely, D. L., Gower, W. R. Effects of cardiac hormones on arterial pressure and sodium excretion in NPRA knockout mice. Exp Biol Med (Maywood). 229 (8), 813-818 (2004).
- Zhang, W., et al. Cyclosporine A-induced hypertension involves synapsin in renal sensory nerve endings. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (17), 9765-9770 (2000).
- Szczesny, G., Veihelmann, A., Massberg, S., Nolte, D., Messmer, K. Long-term anaesthesia using inhalatory isoflurane in different strains of mice-the haemodynamic effects. Lab Anim. 38 (1), 64-69 (2004).
- Tank, J., et al. Sympathetic nerve traffic and circulating norepinephrine levels in RGS2-deficient mice. Auton Neurosci. 136 (1-2), 52-57 (2007).
- Schwarte, L. A., Zuurbier, C. J., Ince, C. Mechanical ventilation of mice. Basic Res Cardiol. 95 (6), 510-520 (2000).
- Zuurbier, C. J., Emons, V. M., Ince, C. Hemodynamics of anesthetized ventilated mouse models: aspects of anesthetics, fluid support, and strain. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2099-H2105 (2002).
- Farnham, M. M., O’Connor, E. T., Wilson, R. J., Pilowsky, P. M. Surgical preparation of mice for recording cardiorespiratory parameters in vivo. J Neurosci Methods. 248, 41-45 (2015).
- Cuellar, J. M., Antognini, J. F., Carstens, E. An in vivo method for recording single unit activity in lumbar spinal cord in mice anesthetized with a volatile anesthetic. Brain Res Brain Res Protoc. 13 (2), 126-134 (2004).
- Carruba, M. O., Bondiolotti, G., Picotti, G. B., Catteruccia, N., Da Prada, M. Effects of diethyl ether, halothane, ketamine and urethane on sympathetic activity in the rat. Eur J Pharmacol. 134 (1), 15-24 (1987).
- Wang, G. F., Mao, X. J., Chen, Z. J. Urethane suppresses renal sympathetic nerve activity in Wistar rats. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 18 (10), 1454-1457 (2014).
- Xu, H., et al. Effects of induced hypothermia on renal sympathetic nerve activity and baroreceptor reflex in urethane-anesthetized rabbits. Crit Care Med. 28 (12), 3854-3860 (2000).
- Shimokawa, A., Kunitake, T., Takasaki, M., Kannan, H. Differential effects of anesthetics on sympathetic nerve activity and arterial baroreceptor reflex in chronically instrumented rats. J Auton Nerv Syst. 72 (1), 46-54 (1998).
- Janssen, B. J., Smits, J. F. Autonomic control of blood pressure in mice: basic physiology and effects of genetic modification. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 282 (6), R1545-R1564 (2002).
- Nunn, N., Feetham, C. H., Martin, J., Barrett-Jolley, R., Plagge, A. Elevated blood pressure, heart rate and body temperature in mice lacking the XLalphas protein of the Gnas locus is due to increased sympathetic tone. Exp Physiol. 98 (10), 1432-1445 (2013).
