Summary
Vi viser kirurgisk implantation og Optagelse procedurer til at måle visuelle elektrofysiologiske signaler fra øjet (elektroretinogrammet) og hjerne (visuelt fremkaldt potentielle) i rotter ved bevidsthed, hvilket er mere analogt med den menneskelige tilstand, hvor optagelserne foregår uden anæstesi andre variable.
Abstract
Den fulde-field elektroretinogram (ERG) og visuelt fremkaldt potentiale (VEP) er nyttige redskaber til at vurdere retinal og visuel vej integritet i både laboratoriet og kliniske omgivelser. I øjeblikket er prækliniske ERG og VEP målinger udført med anæstesi at sikre stabile elektrode placeringer. Men selve tilstedeværelsen af anæstesi er blevet vist, at forurene normale fysiologiske responser. For at overvinde disse anæstesi andre variable, udvikler vi en ny platform til at analysere ERG og VEP i bevidste rotter. Elektroder er kirurgisk implanteret sub-conjunctivally på øjet til at analysere ERG og epiduralt over visuelle cortex at måle VEP. En række amplitude og sensitivitet / timing parametre analyseres for både ERG og VEP ved stigende lysende energier. ERG og VEP signaler er vist at være stabile og gentagelig i mindst 4 uger efter kirurgisk implantation. Denne evne til at optage ERG og VEP signaler uden bedøvelse confounds i de prækliniske sGODT bør give overlegen oversættelse til kliniske data.
Introduction
ERG og VEP er minimalt invasiv in vivo værktøjer til at vurdere integriteten af retinale og visuelle veje henholdsvis i både laboratoriet og klinikken. Den fulde-field ERG giver en karakteristisk bølgeform, der kan opdeles i forskellige komponenter, med hvert element repræsenterer forskellige celle klasser i retinal pathway 1,2. Den klassiske fuld-field ERG bølgeform består af en første negativ hældning (a-bølge), som har vist sig at repræsentere fotoreceptorer aktivitet efter lyseksponering 2-4. Den a-bølge er efterfulgt af en betydelig positiv bølgeform (b-bølge), der afspejler elektriske aktivitet i midten nethinden, overvejende de ON-bipolære celler 5-7. Desuden kan man variere lysende energi og inter-stimulus-interval at isolere kegle fra stang reaktioner 8.
Blitzen VEP repræsenterer elektriske potentialer af den visuelle cortex og hjernestammen som respons på retinal lys stimulation9,10. Denne bølgeform kan opdeles i tidlige og sene komponenter, med den tidlige komponent afspejler aktiviteten af neuroner i retino-geniculo-striate vej 11-13 og den sene komponent repræsenterer kortikal behandling udført i forskellige V1 lagene i rotter 11,13. Derfor samtidig måling af ERG og VEP returnerer omfattende vurdering af de involverede i den visuelle pathway strukturer.
Øjeblikket, for at registrere elektrofysiologi i dyr, er anæstesi anvendes til at muliggøre stabil placering af elektroder. Der har været forsøg på at måle ERG og VEP i vågne rotter 14-16, men disse undersøgelser ansat en kabelforbundet setup, som kan være besværlige og kan føre til dyr stress ved at begrænse dyrs bevægelser og naturlige adfærd 17. Med de seneste fremskridt inden for trådløs teknologi, herunder forbedret miniaturisering og batteriets levetid, er det nu muligt at gennemføre en telemetri tilgang til ERG end VEP optagelse, faldende stress i forbindelse med kabelforbundne optagelser og forbedre lang sigt. Fuldt internaliserede stabile implantationer af telemetri sonder har vist sig at være en succes for kronisk overvågning af temperatur, blodtryk 18, aktivitet 19 samt electroencefalografi 20. Sådanne teknologiske fremskridt vil også hjælpe med repeterbarhed og stabilitet bevidste optagelser, øge platformens anvendelighed for kroniske studier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Etik erklæring: Animal forsøg blev udført i overensstemmelse med den australske koden for pasning og anvendelse af dyr til videnskabelige formål (2013). Animal etik godkendelse blev opnået fra Animal etiske komité, University of Melbourne. Materialerne heri er for laboratorieforsøg alene, og ikke er bestemt til medicinsk eller veterinær brug.
1. Forberedelse Elektroder
Bemærk: En tre-kanal sender bruges til kirurgisk implantation som muliggør to ERG og en VEP optagelse, der skal udføres på samme tid. De tre aktive og tre inaktive elektroder skal præ-formes til en ringform før implantation for at vedhæfte til øjet. Til identifikation, har producenten medfølgende aktive elektroder i halvt hvid og halvt farvede plastik kapper, mens inaktive elektroder er dækket i fuld farvede skafter. Jorden elektrode (klar plast kappe) er tilbage uændret. For alle aktive og inaktive elektroder adfærd trin 1.1, 1.2, 1.3 og 1.7.
- Snoet dobbelt rustfri elektrode strandet med to fine tippet tang.
- Trim en af rustfrit stål strenge (ca. 1 cm fra spidsen), hvilket efterlader en enkelt længere lige streng resterende at forme ringen elektrode.
- Fold enkelt stål indsatsområde rustfrit tilbage på sig selv og twist, danner en glat ring ved spidsen af elektroden.
- På ERG aktive elektroder mode denne løkke ~ 0,2 - 0,5 mm i diameter ved at dreje bunden af sløjfen (for den her beskrevne formål, forme to aktive elektroder på denne måde at optage ERG fra begge øjne), og for ERG inaktiv og VEP elektroder gør løkken diameter ~ 0,8 mm i diameter (i dette eksempel, gøre det for én aktiv VEP elektrode og alle tre inaktive elektroder).
- Hook den cirkulære VEP aktive elektrode omkring en rustfri stålskrue (diameter 0,7 mm, længde 3 mm), så elektroden hviler mod skruehovedet.
- Hook de 3 inaktive elektroder (2 ERG, en VEP) omkring en anden rustfri stål skrue (diameter 0,7 mm, længde 3 mm).
- Træk plasthylster frem over de skarpe ender af to rustfri stål indsatsområde for at reducere irritation.
- Sterilisere telemetriske sendere ved opblødning i 2% glutaraldehyd i mere end 10 timer ved ca. 25 ° C. Derefter skylles senderen med sterilt saltvand 3 gange.
2. Transmitter Implantation
- Dyrepræparation
- Desinficere kirurgiske område forud for eksperimenteren ved rensning med 70% ethanol. Autoklavér alt kirurgisk udstyr inden brug og vedligeholde udstyr i chlorhexidin når den ikke bruges under kirurgi. Dæk dyret med et kirurgisk afdækningsstykke under kirurgi for at opretholde et sterilt miljø. Sørg for at alle eksperimentatorer bære kirurgiske masker, sterile handsker og kjoler.
- Narkosen med 1,5 - med 2% isofluran, ved en strømningshastighed på 3 l / min og maintaineret ved 1,5 - med 2% ved 2 l / min gennem hele operationen. Bekræft tilstrækkelig dybde af anæstesi ved fravær af en pedal refleks på klemme musklen mellem tæerne.
- Barbere en 40 mm x 30 mm område over maven ovenfra lysken til brystbenet.
- Barbering en 30 mm x 20 mm området over panden, posterior for øjnene og forreste til ørerne.
- Desinficer de to barberede områder. For panden området desinficeres med 10% povidon-jod tre gange (undgå brug af alkohol-baserede antiseptiske for området nær øjet, være i overensstemmelse med standarden for god praksis fastlagt af sammenslutningen af kirurgiske teknologer). Over maven desinficere med 10% povidon-iod og 70% ethanol.
- Påfør 1 dråbe proxymetacaine til hornhinden for yderligere topisk anæstesi.
- Påfør 1 dråbe carboxymethylcellulosenatrium til hornhinden for at forhindre udtørring af øjnene.
- kirurgisk implantation
- Lav en 10 mm snitpå hovedet langs den lodrette midterlinie mellem ørerne med en kirurgisk skalpel.
- Fremstilling af en 5 mm snit på maven gennem huden lag langs midterlinien under brystbenet.
- Tunnel en 5 mm kanyle diameter subkutant fra maven indsnit i hovedet incision.
- Feed elektrodetrådene (3 aktive og 3 inaktive) af senderen gennem kanylen fra maven til hovedet.
- Efterlad referenceelektroden med senderen base og dækker elektroden spids med aseptisk gaze.
- Dæk elektrode tips (3 aktive og 3 inaktive) med aseptisk gaze.
- Fastgør rottens hoved til en stereotaktisk platform.
- Forlæng panden snit til 30mm i længde med kirurgiske sakse.
- Expose kirurgiske område ved at trække løs hud med 2 suturer (3 - 0) på ~ 3 og 9:00.
- Skrabe periosteum overliggende kraniet ved steriliseret gaze for at blotlægge bregma, lambda og midterlinjen suturer. Bor to huller gennem kraniet på VEP aktiv (7 mm ventralt til bregma 3 mm lateralt for midterlinien) og inaktive (5 mm rostralt bregma på midterlinjen) stereotaksiske koordinater.
- Vedhæft VEP aktive og inaktive elektroder med præ-fastgjort rustfrit stål skruer (diameter 0,7 mm, længde 3 mm) til kraniet med en lille skruetrækker til ~ 1 mm i dybden i de færdiglavede huller. Dette forankrer skruen til knoglen uden at beskadige underliggende cortexvæv.
- For at implantere ERG aktive elektroder bruge en 8 - 0 sutur til midlertidigt trække det øverste øjenlåg.
- Indsæt en 16 til 21 G kanyle subkutant fra bag øjet igennem til den overlegne konjunktival fornix.
- Fjern det ledende nål.
- Feed den aktive elektrode gennem den forkortede plastkateter fra panden mod øjet. Fjern derefter plastik kateter.
- Bruge en midlertidig sutur (8 - 0), som er ført gennem elektroden loop, for at forhindre elektroden fra trække tilbage ind i tunnelen.
- Lav en 0,5 mm snit på den overlegne conjunctiva klokken 12, 1 mm bag limbus. Brug stump dissektion for at eksponere den underliggende sclera.
- Implantere en 8 - 0 eller 9 - 0 sutur umiddelbart bag limbus på halv sclera tykkelse.
- Fjern midlertidig sutur fra ERG aktive elektrode.
- Anchor ERG aktive elektrode til den halve sclerale tykkelse sutur ved at binde 3 på hinanden følgende knuder sikrer spidsen af elektroden er beliggende tæt på limbus.
- Luk konjunktival klap hjælp 1 til 2 afbrudte suturer (8 - 0 til 9 - 0). Sørg for, at conjunctiva fuldstændig dækker ERG elektroden for at forbedre komforten.
- Fjern øjenlåget tilbagetrækningskraften sutur.
- Gentag proceduren for det kontralaterale øje.
- Påfør cyanoacrylat gel over kraniet for at sikre alle rustfrit skruer og elektrode ledninger. Sikre ERG aktive elektroder er ikke trukket for stramt, før fastgørelse til enstand øjenbevægelser.
- Luk sår i hovedet ved hjælp af en ikke-absorberbar 3 - 0 sutur.
- Rotere gnaver at blotlægge abdominale område. Forlænge den abdominale dermal incision til 40 mm langs linea alba med kirurgiske sakse.
- Foretag en 35 mm indsnit gennem den indre muskelvæggen at blotlægge den indre bughulen.
- Brug to suturer (3 - 0) fastgøre senderen krop til dyrets højre indre bugvæggen. Undgå kontaktes leveren.
- Loop jordelektroden og sikkert i denne form med en sutur (3 - 0). Placer den frit svævende i bughulen.
- Luk peritoneum under anvendelse af en kontinuerlig sutur (3 - 0).
- Luk huden indsnit ved hjælp afbrudte suturer (3 - 0).
- Postoperativ pleje
- Overvåg dyret indtil det har genvundet tilstrækkelig bevidsthed til at opretholde brystleje. House dyret enkeltvis efter operationen.
- Administrer carprOfen subkutant for analgesi (5 mg / kg) en gang om dagen i 4 dage.
- Tilføj profylaktiske orale antibiotika (Enrofloxin, 5 mg / kg) til drikkevandet i 7 dage efter kirurgi.
- Påfør et antiinflammatorisk salve til huden indsnit sider for at reducere irritation for de første 7 dage efter operation.
3. Conduct ERG og VEP optagelser i vågne rotter
- Mørk tilpasse dyr i 12 timer før ERG og VEP optagelser
- Gennemføre alle eksperimentelle manipulationer under dim rød belysning (17,4 cd.m -2, λ max = 600 nm)
- Påfør topisk anæstesi (0,5% proxymetacaine) og dilatere (0,5% tropicamid) falder til hornhinden.
- Guide den bevidste gnaver i en skræddersyet, klar fastholdelsesanlæg.
Bemærk: Længden af denne plastrør kan justeres til at rumme forskellige størrelser rotter med største diameter fastsat til 60 mm. Den forreste ende af anordningen er tilspidset for at minimere hoved movement og indeholder perforeringer for at muliggøre normal vejrtrækning. Denne tilspidsede forreste tillader tilpasning og stabilisering af rottens hoved og øjne til åbningen af Ganzfeld sfære. Bemærk, at gnaver er blevet akklimatiseret til harpiksstopperen (3 til 5 gange) før operation. - Placer gnaver foran Ganzfeld skål med øjnene linie med åbningen af skålen.
- Slå iboende senderen ved at føre en magnet i ~ 5 cm af senderen. Kontroller, at senderen er på ved at kontrollere LED status lys på modtageren basen.
- Indsamle signaler over et område af lysende energi (dvs. -5,6 til 1,52 log cd.sm -2) som tidligere 21 beskrevet. Kort fortalt gennemsnit flere signaler ved de svagere lysniveauer (~ 80 gentagelser) og mindre på de lysere lysende energier (~ 1 rapport). Gradvist forlænge interstimulus intervallet fra 1 til 180 sekunder fra dimmest til den lyseste lysniveau.
- For at isolere ERG stangog kegle svar benytter en dobbelt-flash paradigme 8. For eksempel, indleder to blinker 1,52 log cd.sm -2 med et 500 ms inter-stimulus interval i-mellem.
- Hvis du vil optage VEP signaler gennemsnit 20 gentagelser på lysere lysende energier (dvs. 1,52 log cd.sm -2, 5 sek inter-stimulus interval).
- Til bedømmelse implantatstabilitet, som bedømmes ved signalvariabilitet over tid, gennemføre ERG og VEP optagelser 7, 10, 14, 21 og 28 dage efter kirurgi.
- Følgende eksperimentelle periode, aflive rotterne via intracardial injektion af pentobarbiturate (1,5 ml / kg) efter ketamin: xylazin anæstesi (12: 1 mg / kg).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Den fotoreceptor respons analyseres ved at montere en forsinket Gaussisk til forkanten af den oprindelige faldende led af ERG respons på de øverste 2 lysende energier (1,20, 1,52 log CSM -2) for hvert dyr, baseret på modellen af lam og Pugh 22, formuleret af Hood og Birch 23. Denne formel returnerer en amplitude og en følsomhed parameter, (figur 1C og 1D, henholdsvis). En hyperbolsk funktion blev monteret på lysenergi respons stang bipolære celler for hvert dyr, som også returneres en amplitude og en følsomhed parameter, (figur 1E og 1F henholdsvis). Cone bipolar celle amplitude blev analyseret som spidsrespons af bølgeformen (øverste bølgeform ifølge figur 1A og 1B), med implicit tid tages som den tid det tog at nå maksimal respons. For yderligere oplysninger se venligst Charng et al 24.
Figur 1A og B viser ERG bølgeform ± SEMs (n = 8) i rotter ved bevidsthed på dag 7 og 28 efter kirurgi. Bølgeformerne forekommer at være en smule større på dag 28 sammenlignet med dag 7, men lineær mixed model analyse afslørede ingen signifikant tid virkning (p = 0,14 til 0,67) for fotoreceptor (dark-tilpasset PIII) amplitude (figur 1C) og følsomhed (figur 1D ); stang bipolar celle (mørk-tilpasset PIO) amplitude (figur 1E) og følsomhed (figur 1F); kegle bipolar celle (lys-tilpasset PIO) amplitude (figur 1G) og implicit tid (figur 1H). Tilsvarende VEP bølgeform SEMs (n = 8, figur 2A) forekommer sammenlignelige på 7 og 28 dage efter kirurgi, med amplitude (figur 2B og 2C) og timing (figur 2D - 2F) parametreviser ingen signifikant tid virkning (p = 0,20 til 0,93). Disse resultater indikerer robust ERG og VEP signal stabilitet.
Gennemsnitlig signal-til-støj (SNR, n = 8) forhold på både ERG (figur 3A) og VEP (figur 3B) returneres god stabilitet i de fem bevidste indspilningerne. I dette scenario er ERG signal defineres som som amplituden af ERG P2 respons mens støj er den maksimale top, hvor amplituden beregnet ud fra en 10 msek præ-stimulus interval. I VEP, er P2-N1 amplitude anses som signalet mens støj også returneres fra top, hvor den 10 msek præ-stimulus interval. Der var ingen signifikant tid effekt på tværs af SNR af både ERG og VEP (p = 0,49 og 0,62 henholdsvis).
Figur 1: Bevidst electroretinograms Exhibit Characteristic kurver og gentagelig Målinger (A - B). ERG kurver ± SEMs (n = 8) på tværs af en bred vifte af lysende energier på dag 7 (A) og 28 (B) efter kirurgi. (CF) stang og kegle ERG parametre afbildes mod tiden efter implantation. Rod (dark-tilpasset PIII) photoreceptoral amplitude (C) og følsomhed (D), stang bipolar celle (mørk-tilpasset PIO) amplitude (E) og følsomhed (F), og kegle bipolar celle (lys-tilpasset PIO) amplitude (G ) og implicit tid (H) alle udviste stabile optagelser over 5 sessioner. Alle symboler angiver middelværdi (± SEM). Dette tal er blevet ændret fra Charng et al. 24 Figur 4. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: Bevidst Visual evoked potentials udviser karakteristiske kurver og gentagelig Målinger (A) VEP bølgeformer ± SEMs (n = 8) plottes på dag 7 og 28 efter kirurgi.. (B - F) VEP amplitude og timing parametre vurderes over en måned efter implantation. P1-N1 (B) og P2-N1 (C) amplitude samt P1 (D), N1 (E) og P2 (F) implicitte tidsparametre blev alle stabile i de 5 indspilningerne. Alle symboler angiver middelværdi (± SEM). Dette tal er blevet ændret fra Charng et al. 24 Figur 6. Klik her for at se en større version af dette tal. Indholdsproduktion "fo: holde-together.within-side =" 1 ">
Figur 3:. Telemetrisystemet demonstrerer stabilt signal-til-støjforhold Over Time Signal-til-støj-forholdet for (A) ERG og (B) VEP blev ikke ændret signifikant over tid (n = 8). Alle symboler angiver middelværdi (± SEM). Dette tal er blevet ændret fra Charng et al. 24 Figur S1. Klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
På grund af den minimalt invasiv karakter visuel elektrofysiologi, er ERG og VEP optagelser i humane patienter udført under bevidste betingelser og kun kræver anvendelse af topiske anæstetika til placering af elektroder. I modsætning hertil er visuel elektrofysiologi i dyremodeller konventionelt udført under generel anæstesi for at muliggøre en stabil elektrode placering ved at fjerne frivillige øjet og kropsbevægelser. Men almindeligt anvendte generelle anæstetika ændre ERG og VEP reaktioner som det fremgår af vores tidligere publikation 24 og andre 25-27. Som sådan udvikling af en bevidst ERG og VEP platform i en gnaver-model giver overlegen repræsentation af fysiologiske responser i dyremodeller, som igen kan opnå bedre oversættelighed fra præklinisk til kliniske fund. En anden ulempe ved anvendelse af bedøvelse er, at det begrænser varigheden af et eksperiment. Mere specifikt anvendelse af langvarige anæstesi samt gentagen Administration af bedøvelsesmidler kan øge risikoen for bivirkninger såsom narkotika opbygge og tilknyttede åndedrætsproblemer 28.
Denne undersøgelse viste, at telemetrisystem i rotter ved bevidsthed returneres robust ERG og VEP signal stabilitet i mindst 28 dage efter kirurgi. Vores gruppe er den første til at foretage bevidste trådløse ERG og VEP reaktioner samtidigt 24 og dette manuskript beskriver de kirurgiske og registreringsprocedurer involveret. Sammenligning med andre kirurgiske indgreb udført med kablede bevidste ERG og VEP optagelser viser overlegen stabilitet i ERG og tilsvarende repeterbarhed i VEP optagelser i løbet af 1 måneders periode 15.
De kirurgiske teknikker og efterfølgende bevidste optagelser har potentialet til at blive anvendt på forskellige dyremodeller. Platformen kan potentielt anvendes i flere anvendelser, hvor det er gavnligt at undgå andre variable forbundet med anæstesi 29. Disse inclUde lægemiddelforskning, forbedret oversættelse til humane undersøgelser, og kroniske eller langsgående eksperimenter.
Eventuelle ændringer af teknik omfatter ændre antallet af biopotential kanaler implanterede og samtidig optaget. Dette kan variere fra 1 til 4 biopotential kundeemner og dermed kunne måle visuelt fremkaldt elektrofysiologi fra mellem 1 øje til to øjne og 2 visuelle cortex. Bemærk, at ændringen i antallet af biopotentialer kanaler også fører til ændring af bandet bredde optaget som vil få betydning for højfrekvente elektrofysiologiske signaler. For eksempel 3 kanal biopotential transmitter anvendt i denne undersøgelse (F50-EEE) blev valgt for at vise, at det er muligt samtidigt at optage visuelt fremkaldt reaktioner fra nethinden og visuelle cortex af en bevidst rotte. Men disse 3 kanals sendere har en båndbredde på 1, - 100 Hz, som trofast kan optage ERG a- og b-bølgerne, men vil ændre oscillerende potentialer grund their højere frekvens 24. I modsætning hertil, hvis det var af interesse for undersøgelsen at optage oscillerende potentialer derefter en sender med mindre registreringskanaler (dvs. bredere bånd-bredde) kan anvendes. Det er også muligt for den lette stimulus ændres, for eksempel i stedet for at foretage fuld-field ERG og VEP, visuel fysiologi som respons på flimrer stimuli kan også anvendes.
En væsentlig begrænsning i at omsætte denne teknik til andre dyremodeller er størrelsen af dyrets øje. Man skal have noget problem implantation af okulære elektroder til dyr større end rotter. Det ville imidlertid være en udfordring at implantere ERG elektrode på en mus øje grund af den mindre arbejdsområde. Det kortikale implantation, på den anden side bør være relativt ligetil at udføre i de fleste forsøgsdyr.
Der er flere aspekter af operationen, der skal observeres nøje for at sikre en vellykket implantation. Det er bydende nødvendigt, at ERG elektrodering formes til en glat ring på grund af irritation, der kan induceres ved alle skarpe kanter på sløjfen. Implantation af ERG aktive elektroder lettes af to samtidige eksperimentatorer, at man stabilisere øjet, mens den anden fastgør elektroden til sclera. Særlig forsigtighed skal træffes for at sikre den sclerale sutur (2.2.19) er kun halvdelen-tykkelse, som en fuld tykkelse scleral sutur vil punktere øjeæblet og forårsage glasagtige lækage. Implantation af elektroder på kraniet (VEP aktiv og ERG / VEP inaktive elektroder) er mindre teknisk krævende end ERG elektroder. Alligevel er det bydende nødvendigt, at når elektroderne er forankret til kraniet er trådene lov til uncurl naturligt at mindske eventuelle unødvendige spændinger. Akklimatisering til optagelsen harpiksstopperen forud for kirurgisk implantation er en fordel at reducere overdrevne bevægelser under ERG og VEP optagelser.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bioamplifier | ADInstruments | ML 135 | Amplifies ERG and VEP signals |
| Carboxymethylcellulose sodium 1.0% | Allergan | CAS 0009000-11-7 | Maintain corneal hydration during surgery |
| Carprofen 0.5% | Pfizer Animal Health Group | CAS 53716-49-7 | Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment |
| Chlorhexadine 0.5% | Orion Laboratories | 27411, 80085 | Disinfection of surgical instrument |
| Cyanoacrylate gel activator | RS components | 473-439 | Quickly dries cyanoacrylate gel |
| Cyanocrylate gel | RS components | 473-423 | Fix stainless screws to skull |
| Dental burr | Storz Instruments, Bausch and Lomb | E0824A | Miniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws |
| Drill | Bosch | Dremel 300 series | Automatic drill for trepanning |
| Enrofloxin | Troy Laboratories | Prophylactic antibiotic post surgey | |
| Ganzfeld integrating sphere | Photometric Solutions International | Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size | |
| Gauze swabs | Multigate Medical Products Pty Ltd | 57-100B | Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery |
| Isoflurane 99.9% | Abbott Australasia Pty Ltd | CAS 26675-46-7 | Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery |
| Kenacomb ointment | Aspen Pharma Pty Ltd | To reduce skin irritation and itching after surgery | |
| Luxeon LEDs | Phillips Lighting Co. | For light stimulation, twenty 5 W and one 1 W LEDs, controlled by Scope software | |
| Needle (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501959 | for suturing abdominal and head surgery, used with 3 - 0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15 mm |
| Needle holder (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500224 | To hold needle during abdominal and head surgery |
| Needle holder (microsurgery) | World Precision Instruments | 555419NT | To hold needle during ocular surgery |
| Optiva catheter | Smiths Medical International LTD | 16 or 21 G | Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva |
| Povidone iodine 10% | Sanofi-Aventis | CAS 25655-41-8 | Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml |
| Powerlab data acquisition system | ADInstruments | ML 785 | Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter |
| Proxymetacaine 0.5% | Alcon Laboratories | CAS 5875-06-9 | Topical ocular analgesia |
| Restrainer | cutom made | Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. | |
| Scapel blade | R.G. Medical Supplies | SNSM0206 | For surgical incision |
| Scissors (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501225 | for cutting tissue on the abodmen and forhead |
| Scissors (microsurgery) | World Precision Instruments | 501232 | To dissect the conjunctiva for electrode attachment |
| Scope Software | ADInstruments | version 3.7.6 | Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data |
| Shaver | Oster | Golden A5 | Shave fur from surgical areas |
| Stainless streel screws | MicroFasteners | L001.003CS304 | 0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length |
| Stereotaxic frame | David Kopf | Model 900 | A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull |
| Surgical drape | Vital Medical Supplies | GM29-612EE | Ensure sterile enviornment during surgery |
| Suture (macrosurgery) | Ninbo medical needles | 3-0 | for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60 cm |
| Suture needle (microsurgery) | Ninbo medical needles | 8-0 or 9-0 | for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1 × 5, 30 cm |
| Telemetry data converter | DataSciences International | R08 | allows telemetry signal to interface with data collection software |
| Telemetry Data Exchange Matrix | DataSciences International | Gathers data from transmitters, pair with receiver | |
| Telemetry data receiver | DataSciences International | RPC-1 | Receives telemetry data from transmitter |
| Telemetry transmitter | DataSciences International | F50-EEE | 3 channel telemetry transmitter |
| Tropicamide 0.5% | Alcon Laboratories | Iris dilation | |
| Tweezers (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500092 | Manipulate tissues during abdominal and head surgery |
| Tweezers (microsurgery) | World Precision Instruments | 500342 | Manipulate tissues during ocular surgery |
References
- Frishman, L. J. Origins of the Electroretinogram. , The MIT Press. (2006).
- Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
- Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
- Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
- Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
- Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
- Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
- Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
- Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
- Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
- Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
- Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
- Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
- Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
- Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
- Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
- Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
- Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
- Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
- Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
- He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
- Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
- Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
- Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172 (2013).
- Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
- Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
- Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
- Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W. Jr, Cowell, R. L., Mauromoustakos, A.
- Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).
