Summary
Mostriamo le procedure di impianto e di registrazione chirurgiche per misurare i segnali elettrofisiologici visivi dall'occhio (elettroretinogramma) e il cervello (visivo potenziale evocato) nei ratti coscienti, che è più simile alla condizione umana in cui le registrazioni sono effettuate senza anestesia confonde.
Abstract
L'elettroretinogramma pieno campo (ERG) e potenziali evocati visivi (PEV) sono strumenti utili per valutare retina e l'integrità via visiva sia in ambito clinico e di laboratorio. Attualmente, le misure ERG e PEV preclinici sono eseguiti con l'anestesia per garantire posizionamento degli elettrodi stabili. Tuttavia, la presenza di anestesia ha dimostrato di contaminare le normali risposte fisiologiche. Per superare questi confonde anestesia, sviluppiamo una nuova piattaforma per saggiare ERG e PEV nei ratti coscienti. Gli elettrodi sono impiantati chirurgicamente sotto-conjunctivally sull'occhio per saggiare la ERG e epidurale sopra la corteccia visiva per misurare il VEP. Una gamma di ampiezza e di sensibilità / parametri di temporizzazione sono analizzati sia per la ERG e PEV ad aumentare le energie luminose. I segnali ERG e PEV sono dimostrato di essere stabile e ripetibile per almeno 4 settimane impiantazione post-chirurgico. Questa capacità di registrare i segnali ERG e PEV senza anestesia confonde nelle s precliniciEtting dovrebbe fornire la traduzione superiore ai dati clinici.
Introduction
L'ERG e VEP sono minimamente invasiva in strumenti vivo per valutare l'integrità delle vie della retina e visivi, rispettivamente, sia in laboratorio e clinica. Il tutto campo ERG produce una forma d'onda caratteristica che può essere suddiviso in diverse componenti, con ogni elemento che rappresentano diverse classi di cellule del 1,2 percorso della retina. Il classico pieno campo ERG forma d'onda consiste di una pendenza iniziale negativo (a onda), che ha dimostrato di rappresentare fotorecettori attività post esposizione alla luce 2-4. L'a-onda è seguita da una sostanziale forma d'onda positiva (b-wave), che riflette l'attività elettrica di retina centrale, prevalentemente le cellule ON-bipolari 5-7. Inoltre, si può variare l'energia luminosa e inter-stimolo-intervallo per isolare cono dalle risposte asta 8.
Il flash VEP rappresenta potenziali elettrici del tronco della corteccia cerebrale e visiva in risposta alla stimolazione della retina luce9,10. Questa forma d'onda può essere suddiviso in componenti precoce e tardiva, con la componente precoce che riflette l'attività dei neuroni della via retino-genicolo-striata 11-13 e alla fine del componente che rappresenta l'elaborazione corticale esibito in varie lamine V1 nei ratti 11,13. Pertanto la misurazione simultanea del ERG e PEV ritorna valutazione globale delle strutture coinvolte nel percorso visivo.
Attualmente, al fine di registrare elettrofisiologia negli animali, anestesia viene impiegato per consentire il posizionamento stabile di elettrodi. Ci sono stati tentativi di misurare ERG e PEV nei ratti coscienti 14-16 ma questi studi impiegata una configurazione cablata, che può essere ingombrante e può portare a stress degli animali, limitando il movimento degli animali e il comportamento naturale 17. Con i recenti progressi nella tecnologia wireless, tra cui una maggiore miniaturizzazione e la durata della batteria, è ora possibile implementare un approccio telemetria per ERG und registrazione VEP, diminuendo lo stress associato con le registrazioni cablate e migliorare la redditività a lungo termine. Implantologia stabili completamente interiorizzato di sonde di telemetria hanno dimostrato di essere efficace per il monitoraggio cronico della temperatura, la pressione del sangue 18, l'attività 19 così come elettroencefalografia 20. Tali progressi nella tecnologia sarà anche aiutare con ripetibilità e stabilità delle registrazioni coscienti, aumentando l'utilità della piattaforma per gli studi cronici.
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Protocol
Etica dichiarazione: Gli esperimenti sugli animali sono stati condotti in conformità con il Codice australiano per la cura e l'uso di animali a scopi scientifici (2013). approvazione etica animale è stato ottenuto dal Comitato Etico degli animali, Università di Melbourne. I materiali sono qui per esperimenti di laboratorio solo, e non destinati ad uso medico o veterinario.
1. Gli elettrodi Preparazione
Nota: Un trasmettitore a tre canali è usato per l'impianto chirurgico che consente 2 ERG e la registrazione 1 VEP essere condotta simultaneamente. I tre attivi e non attivi tre elettrodi devono essere pre-modellato in una forma ad anello prima dell'impianto in modo da collegare ad occhio. Ai fini dell'identificazione, il produttore ha racchiuso elettrodi attivi a metà bianco, guaine in plastica colorata mezzo mentre gli elettrodi inattive sono coperti in guaine colorate piene. L'elettrodo di massa (guaina di plastica trasparente) viene lasciato inalterato. Per tutti elettr attivo e inattivocondotta odi i punti 1.1, 1.2, 1.3 e 1.7.
- Districare il doppio elettrodo di acciaio inossidabile flessibile con due belle pinze a punta.
- Tagliare uno dei filoni in acciaio inox (circa 1 cm dalla punta), lasciando un unico filo più lungo rettilineo rimanente per modellare l'elettrodo ad anello.
- Piegare il singolo filo di acciaio inossidabile di nuovo su se stesso e torsione, formando un anello liscio sulla punta dell'elettrodo.
- Per elettrodi attivi moda ERG questo ciclo ~ 0,2 - 0,5 mm di diametro ruotando la base del ciclo (per gli scopi descritti qui, modellare due elettrodi attivi in questo modo per registrare ERG da entrambi gli occhi), e per la ERG inattivo e elettrodi PEV rendono il diametro anello ~ 0,8 mm di diametro (in questo esempio, fare questo per un elettrodo VEP attiva e tutte tre elettrodi inattive).
- Agganciare circolare VEP elettrodo attivo intorno una vite acciaio inossidabile (diametro 0,7 mm lunghezza 3 mm) per l'elettrodo appoggia contro la testa della vite.
- Hook i 3 elettrodi inattivi (2 ERG, 1 PEV) intorno una seconda vite in acciaio inox (diametro 0,7 mm lunghezza 3 mm).
- Tirare il manicotto di plastica in avanti sopra le estremità taglienti del filo in acciaio inox a due per ridurre l'irritazione.
- Sterilizzare i trasmettitori telemetrici immergendola in 2% glutaraldeide per più di 10 ore a circa 25 ° C. Risciacquare il trasmettitore con soluzione salina sterile per 3 volte.
2. Trasmettitore impianto
- Preparazione degli animali
- Disinfettare l'area chirurgica prima sperimentazione pulendo con il 70% di etanolo. Autoclave tutte apparecchi chirurgici prima dell'uso e mantenere in apparecchiature clorexidina quando non in uso durante la chirurgia. Coprire l'animale con un telo chirurgico durante l'intervento chirurgico per mantenere un ambiente sterile. Assicurarsi che tutti gli sperimentatori indossano maschere chirurgiche, guanti e camici sterili.
- Indurre l'anestesia con 1,5 - 2% isoflurano, ad una portata di 3 l / min e manutenzione suned a 1,5 - 2% a 2 L / min durante l'intervento chirurgico. Confermare la sufficiente profondità di anestesia dall'assenza di un riflesso pedale sul pizzicare il muscolo tra le dita.
- Rasatura a 40 mm Area x 30 mm sopra l'addome dall'alto all'inguine allo sterno.
- Rasatura 30 mm Area x 20 mm sopra la fronte, posteriormente agli occhi e anteriore alle orecchie.
- Disinfettare le due aree rasate. Per la zona della fronte disinfettare con 10% povidone-iodio tre volte (evitare l'uso di antisettici a base alcolica per l'area vicino all'occhio, essere coerente con la norma di condotta stabilito dalla Association of tecnologi chirurgici). Sopra l'addome disinfettare con 10% di iodio povidone e il 70% di etanolo.
- Applicare 1 goccia di proximetacaina alla cornea per ulteriori anestesia topica.
- Applicare 1 goccia di sodio carbossimetilcellulosa alla cornea per evitare l'essiccazione degli occhi.
- impianto chirurgico
- Effettuare una incisione 10 millimetrisulla testa lungo la linea mediana verticale tra le orecchie con un bisturi chirurgico.
- Eseguire un'incisione 5 mm addome attraverso lo strato di pelle lungo la linea mediana sotto lo sterno.
- Tunnel a 5 mm di diametro cannula sottocutanea dall'incisione addome per l'incisione testa.
- Far passare i fili degli elettrodi (3 attivi e 3 inattivo) del trasmettitore attraverso la cannula dall'addome alla testa.
- Lasciare l'elettrodo di riferimento con la base del trasmettitore e coprire la punta dell'elettrodo con garza asettica.
- Coprire le punte degli elettrodi (3 attivi e inattivi 3) con garza asettica.
- Fissare la testa del topo ad una piattaforma stereotassico.
- Estendere l'incisione fronte a 30 mm di lunghezza con le forbici chirurgiche.
- Esporre area chirurgica ritraendo la pelle sciolto con 2 punti di sutura (3 - 0) a ~ 3 e 09:00.
- Raschiare il periostio sovrastante il cranio con garza sterile per esporre Bregma, lambda e della linea mediana suture. Praticare due fori attraverso il cranio al VEP attiva (7 millimetri ventrale a Bregma 3 millimetri laterale a linea mediana) e inattivi (5 mm rostrale al Bregma sulla linea mediana) stereotassica coordinate.
- Fissare VEP elettrodi attivi e inattivi con le viti pre-attached in acciaio inox (diametro 0,7 mm lunghezza 3 mm) per il cranio con un piccolo cacciavite a ~ 1 mm di profondità nei fori predefiniti. Questo ancora la vite all'osso senza danneggiare il tessuto corticale sottostante.
- Per impiantare gli elettrodi attivi ERG utilizzare un 8-0 sutura per rientrare temporaneamente la palpebra superiore.
- Inserire un 16 a 21 G cannula sottocutanea da dietro l'occhio attraverso la fornice congiuntivale superiore.
- Rimuovere l'ago guida.
- Feed l'elettrodo attivo attraverso il catetere di plastica accorciata dalla fronte verso l'occhio. Quindi rimuovere il catetere di plastica.
- Utilizzare una sutura temporanea (8 - 0.), che viene infilato attraverso il loop elettrodo, per evitare che i electrode dalla scomparsa di nuovo nel tunnel.
- Eseguire un'incisione 0,5 millimetri sulla congiuntiva superiore a ore 12, 1 mm dietro limbus. Utilizzare smussa per esporre la sclera sottostante.
- Impiantare un 8-0 o 9-0 sutura immediatamente dietro il limbus a metà spessore sclerale.
- Rimuovere sutura temporanea da ERG elettrodo attivo.
- Ancorare l'elettrodo attivo ERG alla metà sclerale sutura spessore legando 3 nodi consecutivi che assicurano la punta dell'elettrodo è situato vicino al limbus.
- Chiudere lo sportello congiuntivale con 1 o 2 punti staccati (8 - 0 a 9 - 0). Assicurarsi che la congiuntiva copre completamente l'elettrodo ERG per migliorare il comfort.
- Rimuovere la palpebra scomparsa di sutura.
- Ripetere la procedura per l'occhio controlaterale.
- Applicare il gel cianoacrilato sul cranio per fissare tutte le viti inox e fili degli elettrodi. Assicurarsi che gli elettrodi attivi ERG non sono tirati troppo stretto prima di fissare a eni movimenti degli occhi capaci.
- Chiudere la ferita alla testa con un non-assorbibile 3-0 di sutura.
- Ruotare roditore per esporre zona addominale. Allungare l'incisione cutanea addominale a 40 mm lungo la linea alba con le forbici chirurgiche.
- Effettuare una incisione 35 millimetri attraverso la parete muscolare interna per esporre la cavità addominale interna.
- Utilizzando due punti di sutura (3 - 0) fissare il corpo del trasmettitore a parete addominale interna lato destro dell'animale. Evitare il contatto con il fegato.
- Loop l'elettrodo di massa e sicuro in questa forma con una sutura (3-0). Posizionarlo libero di fluttuare nella cavità addominale.
- Chiudere il peritoneo con una sutura continua (3-0).
- Chiudere l'incisione pelle con punti staccati (3 - 0).
- Cure post-operatorie
- Monitorare l'animale fino a che non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale. Casa l'animale singolarmente dopo l'intervento.
- somministrare carprofen sottocutanea per l'analgesia (5 mg / kg) una volta al giorno per 4 giorni.
- Aggiungere antibiotici per via orale profilattici (Enrofloxin, 5 mg / kg) per l'acqua potabile per 7 giorni dopo l'intervento chirurgico.
- Applicare una pomata antinfiammatoria per siti di incisione della pelle per ridurre l'irritazione per i primi 7 giorni dopo l'intervento chirurgico.
3. Comportamento ERG e PEV Recordings nel ratto conscio
- Scuro adattarsi animale per 12 ore prima di registrazioni ERG e PEV
- Condurre tutte le manipolazioni sperimentali sotto illuminazione fioca rosso (17,4 cd.m -2, λ max = 600 nm)
- Applicare anestesia topica (0,5% proximetacaina) e dilatando (0,5% tropicamide) scende alla cornea.
- Guida il roditore consapevole in una misura, restrainer chiaro.
Nota: La lunghezza di questo tubo di plastica può essere regolata per accogliere ratti di dimensioni diverse con il diametro complessivo fissato a 60 mm. L'estremità anteriore del dispositivo è rastremato per minimizzare mo testavimento e contiene perforazioni per consentire la respirazione normale. Questo fronte affusolata consente l'allineamento e la stabilizzazione della testa e gli occhi del ratto all'apertura della sfera Ganzfeld. Si noti che il roditore è stato acclimatato al dispositivo di immobilizzazione (da 3 a 5 volte) prima di un intervento chirurgico. - Posizionare il roditore anteriore della ciotola Ganzfeld con gli occhi allineati con l'apertura del contenitore.
- Accendere il trasmettitore a permanenza passando un magnete all'interno di ~ 5 cm del trasmettitore. Verificare che il trasmettitore è acceso controllando la luce LED di stato sulla base del ricevitore.
- Raccogliere segnali su un intervallo di energie luminose (cioè, -5.6 a 1,52 log cd.sm -2) come descritto in precedenza 21. In breve, più segnali medi a livello commutazione luce (~ 80 ripetizioni), inferiore a energie più luminosi luminosi (~ 1 ripetizione). A poco a poco allungare l'intervallo interstimulus da 1 a 180 secondi dal più debole al livello di luce più brillante.
- Per isolare l'asta ERGe le risposte cono utilizzano un paradigma twin-Flash 8. Ad esempio, avviare due flash a 1,52 log cd.sm -2 con un intervallo di 500 msec inter-stimolo in-between.
- Per registrare i segnali VEP, media di 20 ripetizioni alle energie più luminoso luminosi (cioè 1,52 log cd.sm -2, 5 sec intervallo inter-stimolo).
- Per valutare la stabilità dell'impianto, che viene valutato dalla variabilità del segnale nel tempo, condurre ERG e PEV registrazioni 7, 10, 14, 21 e 28 giorni post-intervento chirurgico.
- Dopo periodo sperimentale, eutanasia topi mediante iniezione intracardial di pentobarbiturate (1,5 ml / kg) dopo ketamina: anestesia xilazina (12: 1 mg / kg).
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Representative Results
La risposta fotorecettore viene analizzato montando una gaussiana ritardata al bordo anteriore del tratto discendente iniziale della risposta ERG gli ultimi 2 energie luminose (1,20, 1,52 log CSM -2) per ciascun animale, in base al modello di agnello e Pugh 22, formulato da Hood e Birch 23. Questa formula restituisce una ampiezza ed un parametro di sensibilità, (Figura 1C e 1D, rispettivamente). Una funzione iperbolica fu installato sulla risposta energia luminosa di celle bipolari asta per ciascun animale, che ha restituito anche una ampiezza ed un parametro di sensibilità, (rispettivamente Figura 1E e 1F). Cone ampiezza cella bipolare è stato analizzato come risposta di picco della forma d'onda (in alto della forma d'onda di figura 1A e 1B), con il tempo implicito preso come il tempo impiegato per raggiungere risposta di picco. Per ulteriori dettagli si rimanda Charng et al 24.
Figura 1A e B mostra ERG forma d'onda ± SEM (n = 8) nei ratti coscienti al giorno 7 e 28 post-operatorio. Le forme d'onda sembrano essere leggermente più grande al giorno 28 rispetto al giorno 7, ma lineare analisi modello misto non hanno rivelato significativo effetto tempo (p = 0,14-0,67) per fotorecettore (dark-adattato PIII) ampiezza (Figura 1C) e sensibilità (Figura 1D ); asta di cellule bipolari (dark-adattato PII) di ampiezza (Figura 1E) e sensibilità (Figura 1F); cono cellule bipolari (luce-adattato PII) di ampiezza (Figura 1G) e il tempo implicito (Figura 1 H). Allo stesso modo, VEP SEM forma d'onda (n = 8, Figura 2A) appaiono comparabili a 7 e 28 giorni dopo l'intervento chirurgico, con ampiezza (Figura 2B e 2C) e la tempistica (Figura 2D - 2F) Parametrimostrando nessun significativo effetto tempo (p = 0,20-0,93). Questi risultati indicano robusto ERG e PEV stabilità del segnale.
Media segnale-rumore (SNR, n = 8) rapporto sia ERG (Figura 3A) e PEV (Figura 3B) restituito buona stabilità nei cinque sessioni di registrazione coscienti. In questo scenario, il segnale ERG è definita come la come l'ampiezza della risposta ERG P2 mentre il rumore è il picco massimo di valle ampiezza calcolata da un msec intervallo pre-stimolo 10. Nel VEP, P2-N1 ampiezza è considerato come il segnale mentre il rumore è anche restituito dal massimo al minimo del 10 msec intervallo di pre-stimolo. Non c'era alcun effetto significativo di tempo in tutto il SNR sia di ERG e PEV (p = 0.49 e 0.62, rispettivamente).
Figura 1: Conscious electroretinograms Exhibit caratteristitic forme d'onda e misure ripetibili (A - B). forme d'onda ERG ± SEM (n = 8) in una vasta gamma di energie luminose a giorno 7 (A) e 28 (B) post-intervento chirurgico. Parametri (CF) Rod e cono ERG sono rilevate in tempo dopo l'impianto. Rod (dark-adattato PIII) di ampiezza photoreceptoral (C) e sensibilità (D), l'asta delle cellule bipolari (dark-adattato PII) di ampiezza (E) e sensibilità (F), e il cono di cellule bipolari (luce-adattato PII) di ampiezza (G ) e il tempo implicito (H) tutti hanno mostrato le registrazioni stabile nel 5 sessioni. Tutti i simboli indicano valore medio (± SEM). Questa cifra è stata modificata da Charng et al. 24 Figura 4. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Conscious potenziali evocati visivi Exhibit forme d'onda caratteristici e misure ripetibili forme d'onda (A) VEP ± SEM (n = 8) sono tracciati al giorno 7 e il 28 dopo l'intervento chirurgico.. (B - F) VEP ampiezza e temporizzazione parametri vengono valutati oltre 1 mese dopo l'impianto. P1-N1 (B) e P2-N1 (C) di ampiezza e P1 (D), N1 (E) e P2 (F) parametri temporali impliciti erano stabile negli sessioni di registrazione 5. Tutti i simboli indicano valore medio (± SEM). Questa cifra è stata modificata da Charng et al. 24 Figura 6. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura. ontent "fo: together.within-page keep-=" 1 ">
Figura 3:. Il sistema di telemetria dimostra stabile rapporto segnale-rumore corso del tempo il rapporto segnale-rumore del (A) ERG e (B) VEP non sono stati significativamente modificati nel corso del tempo (n = 8). Tutti i simboli indicano valore medio (± SEM). Questa cifra è stata modificata da Charng et al. 24 Figura S1. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
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Discussion
A causa della natura mini-invasiva di elettrofisiologia visiva, ERG e PEV registrazioni in pazienti umani sono condotte in condizioni coscienti e richiedono solo l'uso di anestetici topici per il posizionamento degli elettrodi. Al contrario, elettrofisiologia visiva nei modelli animali è convenzionalmente condotto in anestesia generale per consentire il posizionamento degli elettrodi stabile, eliminando gli occhi del corpo e movimenti volontari. Tuttavia, anestetici generali comunemente utilizzati alterano le risposte ERG e PEV, come indicato dalla nostra precedente pubblicazione 24 e altri 25-27. Come tale sviluppo di una piattaforma consapevole ERG e PEV in un modello di roditore fornisce la rappresentazione superiore di risposte fisiologiche in modelli animali, che possono a loro volta permettere una migliore traducibilità da preclinica a risultati clinici. Un altro svantaggio di anestesia è che limita la durata di un esperimento. Più in particolare, l'uso di anestesia prolungati e ripetuti administrazione di anestetici può aumentare la probabilità di effetti avversi, quali farmaci costruire e problemi respiratori associati 28.
Questo studio ha dimostrato che il sistema di telemetria in ratti coscienti restituito robusto ERG e VEP stabilità del segnale per almeno 28 giorni dopo l'intervento chirurgico. Il nostro gruppo è il primo a condurre coscienti risposte ERG e PEV wireless contemporaneamente 24 informazioni questo manoscritto le procedure chirurgiche e di registrazione coinvolti. Confronto con altre procedure chirurgiche condotti con coscienti registrazioni ERG e PEV cablate illustrare la stabilità superiore in ERG e la ripetibilità equivalente nelle registrazioni VEP per un periodo di 1 mese 15.
Le tecniche chirurgiche e registrazioni coscienti successive hanno il potenziale per essere applicata a vari modelli animali. La piattaforma ha potenziale utilità in molteplici applicazioni dove è utile per evitare confusioni associati all'anestesia 29. questi inclscoperta di nuovi farmaci ude, una migliore traduzione di studi sull'uomo, ed esperimenti cronici o longitudinali.
Eventuali modifiche alla tecnica comprendono la modifica del numero di canali biopotential impiantati e contemporaneamente registrati. Questo può variare da 1 a 4 conduttori biopotential e quindi potrebbe misurare elettrofisiologia evocata visiva tra 1 occhio 2 occhi e 2 cortecce visive. Si noti che la modifica del numero di canali biopotenziali porta anche alla modifica della larghezza di banda registrato che avrà implicazioni per segnali elettrofisiologici ad alta frequenza. Ad esempio il trasmettitore biopotential 3 canale utilizzato in questo studio (F50-EEE) è stato scelto per dimostrare che è possibile registrare simultaneamente risposte evocate visivamente dalla retina e la corteccia visiva di un ratto conscio. Tuttavia, questi 3 trasmettitori di canale hanno una larghezza di banda di 1 - 100 Hz, in grado di registrare fedelmente ERG a- e b-onde, ma altererà potenziali oscillatori a causa di their più alta frequenza 24. Al contrario, se era di interesse per lo studio per registrare potenziali oscillatori poi un trasmettitore con canali di registrazione inferiore (cioè, più ampia larghezza di banda) potrebbe essere impiegato. E 'anche possibile per l'stimolo luminoso che deve essere modificato, per esempio, invece di condurre a pieno campo ERG e PEV, fisiologia visiva in risposta a stimoli sfarfallio possono essere utilizzati anche.
Una limitazione importante nel tradurre questa tecnica per altri modelli animali è la dimensione dell'occhio dell'animale. Uno dovrebbe avere alcun problema impiantando degli elettrodi oculari per gli animali più grandi di ratti. Tuttavia, sarebbe difficile impiantare l'elettrodo ERG su un occhio del mouse causa della zona di lavoro inferiore. L'impianto corticale, d'altra parte, dovrebbe essere relativamente semplice da eseguire nella maggior parte degli animali da laboratorio.
Ci sono diversi aspetti della chirurgia che devono essere attentamente seguiti per assicurare il successo implantation. E 'imperativo che l'anello elettrodo di ERG è formata in un anello liscio a causa di irritazioni che possono essere indotte dai bordi irregolari sul loop. L'impianto di elettrodi attivi ERG è facilitata da due sperimentatori concorrenti, uno per stabilizzare l'occhio, mentre l'altro viene collegato l'elettrodo per la sclera. Particolare cura deve essere presa per assicurare la sutura sclerale (2.2.19) è solo a metà dello spessore, come tutto spessore di sutura sclerale sarà forare il bulbo oculare e causare perdite vitreo. L'impianto di elettrodi sul cranio (PEV attiva ed ERG / VEP elettrodi inattive) è tecnicamente meno impegnativo di quello di elettrodi ERG. Tuttavia, è imperativo che una volta che gli elettrodi sono ancorati al cranio, i fili possono uncurl naturalmente a ridurre eventuali tensioni inutili. L'acclimatazione al dispositivo di immobilizzazione di registrazione prima di procedere all'impianto chirurgico è vantaggioso per ridurre i movimenti eccessivi durante le registrazioni ERG e PEV.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bioamplifier | ADInstruments | ML 135 | Amplifies ERG and VEP signals |
| Carboxymethylcellulose sodium 1.0% | Allergan | CAS 0009000-11-7 | Maintain corneal hydration during surgery |
| Carprofen 0.5% | Pfizer Animal Health Group | CAS 53716-49-7 | Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment |
| Chlorhexadine 0.5% | Orion Laboratories | 27411, 80085 | Disinfection of surgical instrument |
| Cyanoacrylate gel activator | RS components | 473-439 | Quickly dries cyanoacrylate gel |
| Cyanocrylate gel | RS components | 473-423 | Fix stainless screws to skull |
| Dental burr | Storz Instruments, Bausch and Lomb | E0824A | Miniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws |
| Drill | Bosch | Dremel 300 series | Automatic drill for trepanning |
| Enrofloxin | Troy Laboratories | Prophylactic antibiotic post surgey | |
| Ganzfeld integrating sphere | Photometric Solutions International | Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size | |
| Gauze swabs | Multigate Medical Products Pty Ltd | 57-100B | Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery |
| Isoflurane 99.9% | Abbott Australasia Pty Ltd | CAS 26675-46-7 | Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery |
| Kenacomb ointment | Aspen Pharma Pty Ltd | To reduce skin irritation and itching after surgery | |
| Luxeon LEDs | Phillips Lighting Co. | For light stimulation, twenty 5 W and one 1 W LEDs, controlled by Scope software | |
| Needle (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501959 | for suturing abdominal and head surgery, used with 3 - 0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15 mm |
| Needle holder (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500224 | To hold needle during abdominal and head surgery |
| Needle holder (microsurgery) | World Precision Instruments | 555419NT | To hold needle during ocular surgery |
| Optiva catheter | Smiths Medical International LTD | 16 or 21 G | Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva |
| Povidone iodine 10% | Sanofi-Aventis | CAS 25655-41-8 | Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml |
| Powerlab data acquisition system | ADInstruments | ML 785 | Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter |
| Proxymetacaine 0.5% | Alcon Laboratories | CAS 5875-06-9 | Topical ocular analgesia |
| Restrainer | cutom made | Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. | |
| Scapel blade | R.G. Medical Supplies | SNSM0206 | For surgical incision |
| Scissors (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501225 | for cutting tissue on the abodmen and forhead |
| Scissors (microsurgery) | World Precision Instruments | 501232 | To dissect the conjunctiva for electrode attachment |
| Scope Software | ADInstruments | version 3.7.6 | Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data |
| Shaver | Oster | Golden A5 | Shave fur from surgical areas |
| Stainless streel screws | MicroFasteners | L001.003CS304 | 0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length |
| Stereotaxic frame | David Kopf | Model 900 | A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull |
| Surgical drape | Vital Medical Supplies | GM29-612EE | Ensure sterile enviornment during surgery |
| Suture (macrosurgery) | Ninbo medical needles | 3-0 | for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60 cm |
| Suture needle (microsurgery) | Ninbo medical needles | 8-0 or 9-0 | for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1 × 5, 30 cm |
| Telemetry data converter | DataSciences International | R08 | allows telemetry signal to interface with data collection software |
| Telemetry Data Exchange Matrix | DataSciences International | Gathers data from transmitters, pair with receiver | |
| Telemetry data receiver | DataSciences International | RPC-1 | Receives telemetry data from transmitter |
| Telemetry transmitter | DataSciences International | F50-EEE | 3 channel telemetry transmitter |
| Tropicamide 0.5% | Alcon Laboratories | Iris dilation | |
| Tweezers (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500092 | Manipulate tissues during abdominal and head surgery |
| Tweezers (microsurgery) | World Precision Instruments | 500342 | Manipulate tissues during ocular surgery |
References
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- Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
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