Summary

Teknikker for å indusere og kvantifisere Cellular Senescence

Published: May 01, 2017
doi:

Summary

Cellular senescens, den irreversible tilstand av cellesyklus-stans, kan induseres ved hjelp av forskjellige cellespenninger. Her beskriver vi protokollene for å indusere celle alderdom og metoder for å vurdere markører for begynnende alderdom.

Abstract

Som svar på cellulært stress eller skade, kan prolifererende celler induserer et bestemt program som starter en tilstand av langvarig celle-syklus arrest, kalt mobilnettet senescence. Akkumulering av aldrende celler som oppstår med organisme aldring og gjennom kontinuerlig dyrking in vitro. Aldrende celler påvirke mange biologiske prosesser, inkludert embryonisk utvikling, vevsreparasjon og regenerering, som svulsthemmer, og aldring. Kjennetegnene ved senescent celler omfatter, men er ikke begrenset til, øket begynnende alderdom-assosiert β-galaktosidase-aktivitet (SA-β-gal); p16 INK4A, p53 og p21 nivåer; høyere nivåer av DNA-skade, inkludert γ-H2AX; dannelsen av Senescence-assosiert Heterokromatin Foci (SAHF); og anskaffelse av en Senescence-assosiert Sekretorisk Fenotype (SASP), et fenomen karakterisert ved sekresjon av et antall av pro-inflammatoriske cytokiner og signaliseringsmolekyler. Her beskriver vi protokollene for både replicative ogDNA-skade indusert cellealdring i dyrkede celler. I tillegg har vi fremheve teknikker for å overvåke senescent fenotypen ved hjelp av flere aldrings-assosierte markører, inkludert SA-β-gal, γ-H2AX og SAHF flekker, og for å kvantifisere protein og mRNA-nivåer av cellesyklus regulatorer og SASP faktorer. Disse metodene kan brukes til vurdering av cellealdring i ulike modeller og vev.

Introduction

Over et halvt århundre siden, Hayflick og kolleger beskrev hvordan untransformed celler sprer i kultur, men for bare en begrenset periode 1. Langsiktig dyrking av humane fibroblaster forårsaket cellene for å stoppe voksende; men de var metabolsk aktiv, og dette ble kalt mobilnettet senescence. Senescens kan være fordelaktig for å hemme tumorgenese, men det kan også være skadelig, da det er antatt å bidra til tap av evne til reproduksjon som oppstår med aldring 2, 3. Senescent-celler er vist å akkumuleres i vev som mennesker alder 4 og har vært implisert i et utall biologiske prosesser, inkludert embryonisk utvikling, leging av sår, vevsreparasjon, og aldersrelatert inflammasjon 2.

Kontinuerlig passering av celler i kultur induserer replikative senescens, som har vært knyttettil telomerer avgang og genomisk ustabilitet. Forskjellige cellespenninger, inkludert DNA-skade og onkogener, kan også føre til begynnende alderdom 3. Senescens forårsaket av andre enn telomere slitasjefaktorene er ofte kalt stress-fremkalt eller viser for tidlig senescens og avhenger generelt av p16 INK4A / Rb sti 5. Selv om formerende, ikke-transformerte celler vanligvis vises spindel i formen, kan aldrende celler bli identifisert som å ha visse egenskaper, herunder en flat, stort morfologi og øket begynnende alderdom-assosiert β-galaktosidase-aktivitet (SA-β-gal) (figurene 1 og 2). Aldrende celler også samle opp DNA-skade-markører, inkludert γ-H2AX (figur 3) til 6, og eventuelt begynnende alderdom-assosiert heterochromatin foci (SAHF) (figur 4) 7. Aldrende celler har høyere nivåer av cellesyklusregulerende midler, inkludert p- 16 (p16 INK4A) og / eller p21 og p53 (figur 5) 8, 9. Dessuten har nyere data vist at aldrende celler kan ha ikke-autonome effekter ved å skille et antall av pro-inflammatoriske cytokiner og kjemokiner som kalles den begynnende alderdom-assosiert sekretorisk fenotype (SASP) 10. Selv om dette fenomen SASP kan variere fra celletype til celletype, generelt, er det vist ved en økning i Interleukin-6 (IL-6), IL-8, granulocytt-makrofag-kolonistimulerende faktor (GM-CSF), vekst- regulert onkogen α (GRO-α), og GRO-β, blant andre (figur 6). Den spesielle stress eller skade som induserer senescens kan også påvirke sekretorisk fenotype 11, 12, 13. SASP kan påvises ved å måle nivåene av utskilte proteiner ved anvendelse av ELISA-er eller cytokin / protein-arrayers = "ekstern referanse"> 10, 14. Selv om post-transkripsjonelle mekanismer kan regulere SASP proteinnivåene 11, 15, 16, 17, endringer i mRNA-nivåer kan også bli detektert i mange tilfeller. Disse endringene er generelt mer sensitiv og lettere å kvantifisere protein enn nivåmålinger. Andre senescent markører kan også bli vurdert, inkludert vedvarende DNA-skade foci, som kalles DNA-segmenter med kromatin endringer armerings senescens (DNA-SCARS) 18, og forskjellige andre markører 3, 19, 20.

Her beskriver vi vanlige teknikkene for indusering av cellealdring på celler i kultur, og også for å måle flere markører av senescens, inkludert SA-β-Gal, γ-H2AX, SAHF, og protein og mRNA fra senescence-assosierte molekyler.

Protocol

1. Inducing replikativ Senescence Tine lav-passasje humane diploide fibroblaster (f.eks, WI-38 og IMR-90) eller andre cellelinjer. MERK: Her er humane diploide fibroblaster ble anvendt, men disse protokollene kan bli anvendt for å vurdere cellealdring på andre celletyper, slik som endotel, epitel, eller stamceller. Dyrkingsbetingelsene kan bli optimalisert for forskjellige celletyper som brukes på grunn av forskjellige vekstrater eller vekstbetingelser. MERK: Cellene må være prolif…

Representative Results

Figurene 2 – 6 viser representative resultater fra SA-β-gal-farging; farging for γ-H2AX og SAHF; Vurderingen av protein nivåer av p16 INK4A, p21 og p53; og mRNA og proteinnivåene av senescent-assosierte molekyler. Økt SA-β-gal-farving forekommer med replikativ og DNA-skade indusert cellealdring. Også observere de morfologiske endringene som skjer med begynnende alderdom. Celler blir forstørret og flat i forhold til spindelen utseende prolifererende fib…

Discussion

Her har vi beskrevet fremgangsmåter for replikativ og DNA-skade indusert cellealdring med humane diploide fibroblaster. I tillegg er teknikker for kvantifisering av protein og mRNA-nivåer av forskjellige aldrings-assosierte proteiner inkludert, i tillegg til farging for SA-β-gal og for DNA-skade markør γ-H2AX. Disse protokollene kan bli mye brukt til å vurdere senescent fenotyper både in vitro og in vivo, selv om mange begrensninger eksisterer for å karakterisere senescens in vivo <sup…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denne studien ble støttet av egenutført Research Program av National Institutes of Health, National Institute on Aging. Forfatterne ønsker å takke Myriam Gorospe og Kotb Abdelmohsen for mange nyttige diskusjoner om alderdom og Kotb Abdelmohsen for også kritisk lesing av manuskriptet. Vi takker også våre laboratorie medlemmer, spesielt Douglas Dluzen for kritisk lesing av manuskriptet.

Materials

16% Tris-glycine gels Invitrogen XP00160BOX
Acid-Phenol ChCl3 Ambion AM9720
Alexa-Fluor 568 goat anti-mouse antibody Invitrogen A11031 1:300 dilution
Cell lifters Corning Inc. 3008 Cell scraper
ECL anti-mouse HRP linked antibody Amersham NA931V
ECL Plus Western Blotting Substrate Pierce 32132 ECL
DAPI Molecular Probes MP01306 stock 5 mg/ml in dH2O
GAPDH antibody Santa Cruz sc-32233 1:1,000-5,000 dilution
GlycoBlue Ambion AM9515
Histone H3 dimethyl K9 monoclonal antibody Abcam 1220 1:500 dilution
Human IL-6 Quantikine ELISA assay R&D systems D6050
Human IL-8 Quantikine ELISA assay R&D systems D8000C
Human GROa Quantikine ELISA assay R&D systems DRG00
N-N-dimethylformamide  Sigma D4551 DMF
p16 monoclonal antibody BD Biosciences 51-1325gr 1:500 dilution
p21 monoclonal antibody Millipore 05-345 1:750 dilution
p53 monoclonal antibody Santa Cruz sc-126 1:500 dilution clone DO-1
phospho-H2AX (Ser139) FITC conjugate antibody Cell Signaling 9719 1:2000 dilution
POWER SYBR-green PCR master mix  Applied Biosystems 4367659
Pre-stained molecular weight markers Biorad 161-0374
ProLong Gold Antifade  Invitrogen P36930
PVDF membrane  Thermo Scientific 88518
Senescence b-Galactosidase Staining Kit Cell Signaling 9860
TRIzol Ambion/Life Tech 10296028

References

  1. Hayflick, L. The Limited in Vitro Lifetime of Human Diploid Cell Strains. Exp Cell Res. 37, 614-636 (1965).
  2. van Deursen, J. M. The role of senescent cells in ageing. Nature. 509 (7501), 439-446 (2014).
  3. Campisi, J., d’Adda di Fagagna, F. Cellular senescence: when bad things happen to good cells. Nat Rev Mol Cell Biol. 8 (9), 729-740 (2007).
  4. Dimri, G., et al. A biomarker that identifies senescent human cells in culture and in aging skin in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 92, 9363-9367 (1995).
  5. Kuilman, T., Michaloglou, C., Mooi, W. J., Peeper, D. S. The essence of senescence. Genes Dev. 24 (22), 2463-2479 (2010).
  6. Pospelova, T. V., et al. Pseudo-DNA damage response in senescent cells. Cell Cycle. 8 (24), 4112-4118 (2009).
  7. Narita, M., et al. Rb-mediated heterochromatin formation and silencing of E2F target genes during cellular senescence. Cell. 113 (6), 703-716 (2003).
  8. Ben-Porath, I., Weinberg, R. A. The signals and pathways activating cellular senescence. Int J Biochem Cell Biol. 37 (5), 961-976 (2005).
  9. Campisi, J. Senescent cells, tumor suppression, and organismal aging: good citizens, bad neighbors. Cell. 120 (4), 513-522 (2005).
  10. Coppe, J. P., et al. Senescence-associated secretory phenotypes reveal cell-nonautonomous functions of oncogenic RAS and the p53 tumor suppressor. PLoS Biol. 6 (12), 2853-2868 (2008).
  11. Tominaga-Yamanaka, K., et al. NF90 coordinately represses the senescence-associated secretory phenotype. Aging (Albany NY). 4 (10), 695-708 (2012).
  12. Wiley, C. D., et al. Mitochondrial Dysfunction Induces Senescence with a Distinct Secretory Phenotype. Cell Metab. 23 (2), 303-314 (2016).
  13. Hoare, M., et al. NOTCH1 mediates a switch between two distinct secretomes during senescence. Nat Cell Biol. 18 (9), 979-992 (2016).
  14. Rodier, F. Detection of the senescence-associated secretory phenotype (SASP). Methods Mol Biol. 965, 165-173 (2013).
  15. Srikantan, S., Marasa, B. S., Becker, K. G., Gorospe, M., Abdelmohsen, K. Paradoxical microRNAs: individual gene repressors, global translation enhancers. Cell Cycle. 10 (5), 751-759 (2011).
  16. Abdelmohsen, K., Gorospe, M. Noncoding RNA control of cellular senescence. Wiley Interdisciplinary Reviews: RNA. , (2015).
  17. Bhaumik, D., et al. MicroRNAs miR-146a/b negatively modulate the senescence-associated inflammatory mediators IL-6 and IL-8. Aging. 1 (4), 402-411 (2009).
  18. Rodier, F., et al. DNA-SCARS: distinct nuclear structures that sustain damage-induced senescence growth arrest and inflammatory cytokine secretion. J Cell Sci. 124 (PT 1), 68-81 (2011).
  19. Bernardes de Jesus, B., Blasco, M. A. Assessing cell and organ senescence biomarkers. Circ Res. 111 (1), 97-109 (2012).
  20. Sharpless, N. E., Sherr, C. J. Forging a signature of in vivo senescence. Nat Rev Cancer. 15 (7), 397-408 (2015).
  21. Rubio, M. A., Kim, S. -. H., Campisi, J. Reversible Manipulation of Telomerase Expression and Telomere Length: implications for the ionizing radiation response and replicative senescence of human cells. J Biol Chem. 277 (32), 28609-28617 (2002).
  22. Chen, Q. M., Prowse, K. R., Tu, V. C., Purdom, S., Linskens, M. H. K. Uncoupling the Senescent Phenotype from Telomere Shortening in Hydrogen Peroxide-Treated Fibroblasts. Experimental Cell Research. 265 (2), 294-303 (2001).
  23. Dumont, P., et al. Induction of replicative senescence biomarkers by sublethal oxidative stresses in normal human fibroblast. Free Radic Biol Med. 28 (3), 361-373 (2000).
  24. Roninson, I. B. Tumor Cell Senescence in Cancer Treatment. Cancer Research. 63 (11), 2705-2715 (2003).
  25. Nyunoya, T., et al. Cigarette Smoke Induces Cellular Senescence. J Respir Cell Mol Biol. 35 (6), 681-688 (2006).
  26. Bai, H., Gao, Y., Hoyle, D. L., Cheng, T., Wang, Z. Z. Suppression of Transforming Growth Factor-β Signaling Delays Cellular Senescence and Preserves the Function of Endothelial Cells Derived From Human Pluripotent Stem Cells. Stem Cells Transl Med. , (2016).
  27. Senturk, S., et al. Transforming growth factor-beta induces senescence in hepatocellular carcinoma cells and inhibits tumor growth. Hepatology. 52 (3), 966-974 (2010).
  28. Aird, K. M., Zhang, R. Detection of senescence-associated heterochromatin foci (SAHF). Methods Mol Biol. 965, 185-196 (2013).
  29. Pospelova, T. V., Chitikova, Z. V., Pospelov, V. A. An integrated approach for monitoring cell senescence. Methods Mol Biol. 965, 383-408 (2013).
  30. Di Micco, R., et al. Interplay between oncogene-induced DNA damage response and heterochromatin in senescence and cancer. Nat Cell Biol. 13 (3), 292-302 (2011).
  31. Wright, W. E., Pereira-Smith, O. M., Shay, J. W. Reversible cellular senescence: implications for immortalization of normal human diploid fibroblasts. Mol Cell Biol. 9 (7), 3088-3092 (1989).
  32. Bursuker, I., Rhodes, J. M., Goldman, R. Beta-galactosidase–an indicator of the maturational stage of mouse and human mononuclear phagocytes. J Cell Physiol. 112 (3), 385-390 (1982).
  33. Kopp, H. G., Hooper, A. T., Shmelkov, S. V., Rafii, S. Beta-galactosidase staining on bone marrow. The osteoclast pitfall. Histol Histopathol. 22 (9), 971-976 (2007).
  34. Witkiewicz, A. K., Knudsen, K. E., Dicker, A. P., Knudsen, E. S. The meaning of p16(ink4a) expression in tumors: functional significance, clinical associations and future developments. Cell Cycle. 10 (15), 2497-2503 (2011).
  35. Baker, D. J., et al. Naturally occurring p16(Ink4a)-positive cells shorten healthy lifespan. Nature. 530 (7589), 184-189 (2016).
  36. Baker, D. J., et al. Clearance of p16Ink4a-positive senescent cells delays ageing-associated disorders. Nature. 479 (7372), 232-236 (2011).
  37. Demaria, M., et al. An Essential Role for Senescent Cells in Optimal Wound Healing through Secretion of PDGF-AA. Dev Cell. 31 (6), 722-733 (2014).
  38. Noren Hooten, N., et al. Metformin-mediated increase in DICER1 regulates microRNA expression and cellular senescence. Aging Cell. 15 (3), 572-581 (2016).
  39. Barzilai, N., Crandall, J. P., Kritchevsky, S. B., Espeland, M. A. Metformin as a Tool to Target Aging. Cell Metab. 23 (6), 1060-1065 (2016).
  40. Foretz, M., Guigas, B., Bertrand, L., Pollak, M., Viollet, B. Metformin: from mechanisms of action to therapies. Cell Metab. 20 (6), 953-966 (2014).
  41. Cahu, J., Sola, B. A sensitive method to quantify senescent cancer cells. J Vis Exp. (78), (2013).
  42. Debacq-Chainiaux, F., Erusalimsky, J. D., Campisi, J., Toussaint, O. Protocols to detect senescence-associated beta-galactosidase (SA-betagal) activity, a biomarker of senescent cells in culture and in vivo. Nat Protoc. 4 (12), 1798-1806 (2009).
  43. Noppe, G., et al. Rapid flow cytometric method for measuring senescence associated beta-galactosidase activity in human fibroblasts. Cytometry A. 75 (11), 910-916 (2009).
  44. Bassaneze, V., Miyakawa, A. A., Krieger, J. E. Chemiluminescent detection of senescence-associated beta galactosidase. Methods Mol Biol. 965, 157-163 (2013).
  45. Redon, C. E., et al. gamma-H2AX detection in peripheral blood lymphocytes, splenocytes, bone marrow, xenografts, and skin. Methods Mol Biol. 682, 249-270 (2011).
  46. Kosar, M., et al. Senescence-associated heterochromatin foci are dispensable for cellular senescence, occur in a cell type- and insult-dependent manner and follow expression of p16(ink4a). Cell Cycle. 10 (3), 457-468 (2011).
  47. Kennedy, A. L., et al. Senescent mouse cells fail to overtly regulate the HIRA histone chaperone and do not form robust Senescence Associated Heterochromatin Foci. Cell Div. 5, 16 (2010).
check_url/55533?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Noren Hooten, N., Evans, M. K. Techniques to Induce and Quantify Cellular Senescence. J. Vis. Exp. (123), e55533, doi:10.3791/55533 (2017).

View Video