גלוקוז ספיגה מדידה ותגובה גירוי אינסולין ב<em> במבחנה</em> מיוטובים ראשוניים אדם מתורבת
Summary
בשיטה זו, תאי השריר העיקריים של האדם מתורבתים במבחנה כדי לקבל מיוטובים מובחנים ושיעורי ספיגה של גלוקוז נמדדים. אנו מספקים פרוטוקול מפורט לכמת את שיעורי במדינות בסיס ומעוררת אינסולין באמצעות [ 3 H] 2-deoxy-D גלוקוז.
Abstract
שריר השלד הוא הפיקדון הגדול ביותר גלוקוז ביונקים תורמת במידה רבה גלוקוז הומיאוסטזיס. הערכה של רגישות לאינסולין של תאי שריר היא רלוונטית משמעותית עבור כל המחקרים המוקדש לחקר מטבוליזם גלוקוז בשרירים ואפיון שינויים מטבוליים. בתאי שריר, חלבונים מסוג 4 גלוקוז מסוג 4 (GLUT4) מתורגמים לממברנת הפלסמה בתגובה לאינסולין, ובכך מאפשרים כניסה מסיבית של גלוקוז לתא. היכולת של תאי שריר להגיב לאינסולין על ידי הגדלת שיעור ספיגת הגלוקוז הוא אחד readouts תקן לכמת רגישות תאי שריר לאינסולין. מיוטובין ראשוני האדם הם מתאימים במודל חוץ גופית , כמו התאים לשמור על תכונות רבות של פנוטיפ התורם, כולל רגישות לאינסולין. מודל זה במבחנה מתאים גם למבחן של כל תרכובות שעלולות להשפיע על היענות האינסולין. מדידות של שיעור ספיגת הגלוקוז במיטובים מובחנים משקפיםרגישות לאינסולין.
בשיטה זו, תאי שריר ראשוניים אנושיים מתורבתים במבחנה כדי לקבל מיוטובים מובחנים, ושיעורי ספיגה של גלוקוז עם גירוי אינסולין ובלי נמדדים. אנו מספקים פרוטוקול מפורט לכמת שיעורי העברה גלוקטיבית פסיבית פעילה באמצעות [ 3 H] 2-deoxy-D-Glucose [ 3 H] 2dG). שיטות חישוב ניתנים לכמת פעיל basal ו אינסולין מגורה שיעורי, כמו גם גירוי לקפל.
Introduction
שריר השלד הוא הפיקדון הגדול ביותר גלוקוז ביונקים תורמת במידה רבה גלוקוז הומיאוסטזיס. זו רקמת תגובה אינסולין הוא האתר העיקרי של ספיגה הגלוקוז כי מופעלת על ידי גירוי אינסולין 1 .
בסוכרת מסוג 2, עמידות לאינסולין נצפתה במספר רקמות, כולל שריר השלד, ומובילה לריכוז גבוה יותר של גלוקוז בדם. לכן, יש חשיבות רבה לקביעת רמת הרגישות לאינסולין של רקמה זו ותאייה, בין אם המטרה היא לאפיין פגם בנושא או להעריך את היעילות של טיפול המיועד לשפר אותו. בבעלי חיים אנושיים או בבעלי חיים, טכניקת הזהב סטנדרטית להעריך רגישות לאינסולין הוא מהדק hyperinsulinemic-euglycemic. הוצג על ידי DeFronzo בשנת 1979 2 ו שונה מאז 3 , 4 אז, השיטה מאפשרת לכמת את כל הגוףNd רקמות התגובה האינסולין נמדד כמו שיעור גלוקוז להיות perfused תחת גירוי אינסולין לשמור על ריכוז גלוקוז בדם רגיל.
בדיקת רגישות לאינסולין יכולה להתבצע גם ברמת התא באמצעות מודלים של שריר במבחנה , ומדידת שיעורי ספיגת הגלוקוז נותרת כלי יעיל ואמין לכמת התגובה הביולוגית של התא לגירוי אינסולין 5 , 6 , 7 . ואכן, מדידת ספיגת הגלוקוז מכמתת את התגובה הביולוגית של התא לגירוי אינסולין, מהכריכה של אינסולין לקולטן שלה לטרנסלוקציה של שלפוחית GLUT4 מועשר, כולל איתות תאיים ומפלצי זרחון 8 .
זה עניין מרכזי עם דגימות אנושיות, כמו myotubes מובחן לשמור על תכונות רבות של פנוטיפ התורם, כולל trueat מטבוליתIes והפרעות שנצפו בחולה 9 , 10 , 11 , 12 . המיאוטובס מציג קווי דמיון מבניים, מטבוליים ופנוטיפיים לשרירי השלד 13 , 14 , כולל הביטוי של מובילי גלוקוז 15 ומנגנון האינסולין הסלולרי 16 . לפיכך, מדידה של ספיגה הגלוקוז ב myotubes העיקרי הוא רלוונטי לאפיון פנוטיפ השריר של התורם, או לחקור את ההשפעה של התערבות (סמים, תזונה, או פעילות גופנית) על רגישות האינסולין בתא השריר.
המדידה של ספיגה גלוקוז על המיאוביים תרבותיים גם הוא כלי אמין בעת ביצוע ניסויים לשנות רגישות לאינסולין 17 , 18 . במבחנה </Em> מתאים למבחן של כל תרכובות שיכולות לשפר את היענות האינסולין, או למנוע או לבטל את התנגדות האינסולין שנרכשה או המושרה , 19 , 20 , 21 , 22 , 23 .
כאן אנו מתארים פרוטוקול מפורט לתרבות להבדיל מיוטוב האדם למדוד את שיעורי ספיגת גלוקוז התא. השיטה מתאימה לכל מקור של תאים מבשר שרירים אנושיים, בין אם הם באים מתוך ההכנות במעבדה, שיתוף פעולה או ספקים זמינים מסחרית. שורות תאים שרירים מונצחים, כמו C2C12 ו- L6, בהתאמה ממקור עכבר ומ חולדה, יכולים לשמש גם למדידת ספיגה של גלוקוז עם פרוטוקול זה.
אנו מספקים פרוטוקול מפורט לכמת את שיעורי במדינות בסיס ומעוררת אינסולין באמצעות radiolabeled [ 3 H] 2dG. Tהוא משתמש אנלוגי גלוקוז שכותרתו מאפשר קביעת מדויקת של כניסת גלוקוז עם חומר מופחת החל, מצב שכיח בעת עבודה עם תאים ראשוניים. מולקולה גלוקוז שונה אינו מסוגל להיכנס נתיבים מטבוליים, ולכן, מצטבר בתוך התא, המאפשר כימות אמין באמצעות רדיואקטיביות התא הכולל. תנאי הניסוי כוללים את השימוש של מעכב גלוקוז תחבורה (cytochalasin B), ומדידות מבוצעות עם וללא אינסולין. שילוב זה מאפשר לקבוע את ערכי הכניסה הפעילים לגלוקוז, כמו גם את חישוב השינוי לקפל עבור אינדקס התגובה לאינסולין. השיטה מוצגת עם מנה אחת של אינסולין במהלך זמן הדגירה יחיד, אבל הפרוטוקול יכול בקלות להיות שונה עבור התגובה מינון או קורס זמן ניסויים 12 .
Protocol
Representative Results
Discussion
ספיגת גלוקוז היא מדידה ביולוגית מפתח לבדיקת actators או מעכבי על תרבות התא וכיצד הם משפיעים על השימוש בגלוקוז, ואת היכולת של התא להגיב לאינסולין. השיטה המתוארת כאן הוכחה כמהירה ואמינה ונמצאה בשימוש נרחב במחקרים רבים באמצעות מיוטובים ראשוניים של חולים בריאים ו / או מט?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
המחברים מודים אן Charrié ב Radiobiology שירות (ליון- Sud החולים) ואת הפדרציה הלאומית Suisse (FNS) על התמיכה הכספית שלהם.
Materials
| Human primary muscle cell | In house preparation from human skeletal muscle biopsies | In house preparation from human skeletal muscle biopsies | If not available, use commercial source |
| Human primary muscle cell | Promocell | C-12530 | Should be cultured with associated media C23060 and C23061 |
| 6-well plate | Corning | 356400 | BioCoat Collagen I Multiwell Plates |
| Ham's F10 | Dutscher | L0145-500 | 1 g/l glucose |
| Glutamine | Dutscher | X0551-100 | |
| penicilin/streptomycin 100x | Thermo fisher scientific | 15140122 | |
| Serum substitute UltroserG | Pall France | 15950.017 | serum substitute in text |
| DMEM low glucose | Dutscher | L0064-500 | 1 g/l glucose |
| Fetal Calf Serum | Eurobio | CVFSVF00-01 | |
| Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline | Dutscher | L0625-500 | Contains Mg2+ (0.5 mM) and Ca2+ (0.9 mM) |
| Insulin solution human | Sigma-Aldrich | I9278 | |
| 2-deoxy-D-glucose | Sigma-Aldrich | D6134 | |
| Albumin bovine | euromedex | 04-100-812-E | |
| fatty acid-free BSA | Roche | 10,775,835,001 | |
| palmitate | Sigma-Aldrich | P0500 | |
| Deoxy-D-glucose, 2-[1,2-3H (N)] | PerkinElmer | NET328A001MC | Specific Activity: 5-10Ci (185-370GBq)/mmol, 1mCi (37MBq |
| Cytochalasin B | Sigma-Aldrich | c2743 | |
| PICO PRIAS VIAL 6ml | PerkinElmer | 6000192 | |
| ultima gold MW CA | PerkinElmer | 6013159 | scintillation liquid |
| bêta counter | PerkinElmer | 2900TR |
References
- Stump, C. S., Henriksen, E. J., Wei, Y., Sowers, J. R. The metabolic syndrome: role of skeletal muscle metabolism. Ann Med. 38 (6), 389-402 (2006).
- DeFronzo, R. A., Tobin, J. D., Andres, R. Glucose clamp technique: a method for quantifying insulin secretion and resistance. Am J Physiol. 237 (3), E214-E223 (1979).
- Fossum, E., Hoieggen, A., Moan, A., Nordby, G., Kjeldsen, S. E. Insulin sensitivity relates to other cardiovascular risk factors in young men: validation of some modifications of the hyperinsulinaemic, isoglycaemic glucose clamp technique. Blood Press Suppl. 2, 113-119 (1997).
- Heise, T., et al. Euglycaemic glucose clamp: what it can and cannot do, and how to do it. Diabetes Obes Metab. 18 (10), 962-972 (2016).
- Sell, H., Jensen, J., Eckel, J. Measurement of insulin sensitivity in skeletal muscle in vitro. Methods Mol Biol. 933, 255-263 (2012).
- Sarabia, V., Lam, L., Burdett, E., Leiter, L. A., Klip, A. Glucose transport in human skeletal muscle cells in culture. Stimulation by insulin and metformin. J Clin Invest. 90 (4), 1386-1395 (1992).
- Sarabia, V., Ramlal, T., Klip, A. Glucose uptake in human and animal muscle cells in culture. Biochem Cell Biol. 68 (2), 536-542 (1990).
- Richter, E. A., Hargreaves, M. Exercise, GLUT4, and skeletal muscle glucose uptake. Physiol Rev. 93 (3), 993-1017 (2013).
- Gaster, M., Kristensen, S. R., Beck-Nielsen, H., Schroder, H. D. A cellular model system of differentiated human myotubes. Apmis. 109 (11), 735-744 (2001).
- Bouzakri, K., et al. Reduced activation of phosphatidylinositol-3 kinase and increased serine 636 phosphorylation of insulin receptor substrate-1 in primary culture of skeletal muscle cells from patients with type 2 diabetes. Diabetes. 52 (6), 1319-1325 (2003).
- Scheele, C., et al. Satellite cells derived from obese humans with type 2 diabetes and differentiated into myocytes in vitro exhibit abnormal response to IL-6. PLoS One. 7 (6), e39657 (2012).
- Jackson, S., et al. Decreased insulin responsiveness of glucose uptake in cultured human skeletal muscle cells from insulin-resistant nondiabetic relatives of type 2 diabetic families. Diabetes. 49 (7), 1169-1177 (2000).
- Aas, V., et al. Are cultured human myotubes far from home?. Cell Tissue Res. 354 (3), 671-682 (2013).
- Bakke, S. S., et al. Myotubes from severely obese type 2 diabetic subjects accumulate less lipids and show higher lipolytic rate than myotubes from severely obese non-diabetic subjects. PLoS One. 10 (3), e0119556 (2015).
- Stuart, C. A., et al. Hexose transporter mRNAs for GLUT4, GLUT5, and GLUT12 predominate in human muscle. Am J Physiol Endocrinol Metab. 291 (5), E1067-E1073 (2006).
- Al-Khalili, L., et al. Insulin action in cultured human skeletal muscle cells during differentiation: assessment of cell surface GLUT4 and GLUT1 content. Cell Mol Life Sci. 60 (5), 991-998 (2003).
- Tsuka, S., et al. Promotion of insulin-induced glucose uptake in C2C12 myotubes by osteocalcin. Biochem Biophys Res Commun. 459 (3), 437-442 (2015).
- Gorbunov, E. A., Nicoll, J., Myslivets, A. A., Kachaeva, E. V., Tarasov, S. A. Subetta Enhances Sensitivity of Human Muscle Cells to Insulin. Bull Exp Biol Med. 159 (4), 463-465 (2015).
- Breen, D. M., Sanli, T., Giacca, A., Tsiani, E. Stimulation of muscle cell glucose uptake by resveratrol through sirtuins and AMPK. Biochem Biophys Res Commun. 374 (1), 117-122 (2008).
- Pinnamaneni, S. K., Southgate, R. J., Febbraio, M. A., Watt, M. J. Stearoyl CoA desaturase 1 is elevated in obesity but protects against fatty acid-induced skeletal muscle insulin resistance in vitro. Diabetologia. 49 (12), 3027-3037 (2006).
- Gastebois, C., et al. Transition from physical activity to inactivity increases skeletal muscle miR-148b content and triggers insulin resistance. Physiol Rep. 4 (17), (2016).
- Naimi, M., Tsakiridis, T., Stamatatos, T. C., Alexandropoulos, D. I., Tsiani, E. Increased skeletal muscle glucose uptake by rosemary extract through AMPK activation. Appl Physiol Nutr Metab. 40 (4), 407-413 (2015).
- Feng, Y. Z., et al. PPARdelta activation in human myotubes increases mitochondrial fatty acid oxidative capacity and reduces glucose utilization by a switch in substrate preference. Arch Physiol Biochem. 120 (1), 12-21 (2014).
- Perrin, L., et al. Human skeletal myotubes display a cell-autonomous circadian clock implicated in basal myokine secretion. Mol Metab. 4 (11), 834-845 (2015).
- Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 72, 248-254 (1976).
- Bouzakri, K., et al. Malonyl CoenzymeA decarboxylase regulates lipid and glucose metabolism in human skeletal muscle. Diabetes. 57 (6), 1508-1516 (2008).
- Shemyakin, A., et al. Endothelin-1 reduces glucose uptake in human skeletal muscle in vivo and in vitro. Diabetes. 60 (8), 2061-2067 (2011).
- Alkhateeb, H., Chabowski, A., Glatz, J. F., Luiken, J. F., Bonen, A. Two phases of palmitate-induced insulin resistance in skeletal muscle: impaired GLUT4 translocation is followed by a reduced GLUT4 intrinsic activity. Am J Physiol Endocrinol Metab. 293 (3), E783-E793 (2007).
- Coll, T., et al. Oleate reverses palmitate-induced insulin resistance and inflammation in skeletal muscle cells. J Biol Chem. 283 (17), 11107-11116 (2008).
- Gaster, M., Rustan, A. C., Beck-Nielsen, H. Differential utilization of saturated palmitate and unsaturated oleate: evidence from cultured myotubes. Diabetes. 54 (3), 648-656 (2005).
- Hage Hassan, R., et al. Endoplasmic reticulum stress does not mediate palmitate-induced insulin resistance in mouse and human muscle cells. Diabetologia. 55 (1), 204-214 (2012).
- Haghani, K., Pashaei, S., Vakili, S., Taheripak, G., Bakhtiyari, S. TNF-alpha knockdown alleviates palmitate-induced insulin resistance in C2C12 skeletal muscle cells. Biochem Biophys Res Commun. 460 (4), 977-982 (2015).
- Hommelberg, P. P., et al. Palmitate-induced skeletal muscle insulin resistance does not require NF-kappaB activation. Cell Mol Life Sci. 68 (7), 1215-1225 (2011).
- Yang, M., et al. Saturated fatty acid palmitate-induced insulin resistance is accompanied with myotube loss and the impaired expression of health benefit myokine genes in C2C12 myotubes. Lipids Health Dis. 12, 104 (2013).
- Peng, G., et al. Oleate blocks palmitate-induced abnormal lipid distribution, endoplasmic reticulum expansion and stress, and insulin resistance in skeletal muscle. Endocrinology. 152 (6), 2206-2218 (2011).
- Lambernd, S., et al. Contractile activity of human skeletal muscle cells prevents insulin resistance by inhibiting pro-inflammatory signalling pathways. Diabetologia. 55 (4), 1128-1139 (2012).
- Nikolic, N., et al. Electrical pulse stimulation of cultured human skeletal muscle cells as an in vitro model of exercise. PLoS One. 7 (3), e33203 (2012).
- Hsu, F. L., et al. Antidiabetic effects of pterosin A, a small-molecular-weight natural product, on diabetic mouse models. Diabetes. 62 (2), 628-638 (2013).
- Zou, C., Wang, Y., Shen, Z. 2-NBDG as a fluorescent indicator for direct glucose uptake measurement. J Biochem Biophys Methods. 64 (3), 207-215 (2005).
- Catalano, K. J., et al. Insulin resistance induced by hyperinsulinemia coincides with a persistent alteration at the insulin receptor tyrosine kinase domain. PLoS One. 9 (9), e108693 (2014).
- Liu, H. Y., et al. Insulin is a stronger inducer of insulin resistance than hyperglycemia in mice with type 1 diabetes mellitus (T1DM). J Biol Chem. 284 (40), 27090-27100 (2009).
- Renstrom, F., Buren, J., Svensson, M., Eriksson, J. W. Insulin resistance induced by high glucose and high insulin precedes insulin receptor substrate 1 protein depletion in human adipocytes. Metabolism. 56 (2), 190-198 (2007).
