Summary
Sono descritti una serie di metodi di base per consentire lo studio dell'ecologia riproduttiva dei pesci conservati nell'acquario. Questi sono protocolli utili per raccogliere i pesci utilizzando SCUBA, trasportare pesci vivi e osservare il comportamento riproduttivo di pesci catturati selvaggi tenuti in acquario.
Abstract
Le osservazioni di allevamento sono utili per rivelare gli aspetti del comportamento dei pesci e dell'ecologia quando le indagini continue sul campo sono impossibili. Qui vengono descritte una serie di tecniche di base che consentono di osservare il comportamento riproduttivo di un pesce gobiide catturato in natura, come modello, conservato in un acquario. Il metodo si concentra su tre fasi: raccolta, trasporto e osservazioni dell'ecologia riproduttiva di un riproduttore di substrato. Gli aspetti essenziali della raccolta e del trasporto di pesci vivi sono (1) prevenire lesioni al pesce, e (2) accurare accuratamente l'acquario. La prevenzione del danneggiamento di lesioni come graffi o un cambiamento improvviso della pressione dell'acqua è indispensabile per la raccolta di pesci vivi, in quanto qualsiasi danno fisico può influire negativamente sulla sopravvivenza e sul comportamento successivo del pesce. Acclimatazione accurata all'acquario riduce la morte dell'incidenza e attenua lo shock del trasporto. Le osservazioni durante l'allevamento in cattività includono (1) l'identificazione di indivi(2) monitoraggio delle uova spaccate senza effetti negativi per i pesci o le uova, consentendo così un'indagine dettagliata sull'ecologia riproduttiva della specie dello studio. L'iniezione sottocutanea di un taglio elastomero implantato visibile (VIE) è un metodo preciso per la successiva identificazione dei singoli pesci e può essere utilizzato con un'ampia gamma di pesci, con una minima influenza sulla loro sopravvivenza e il loro comportamento. Se la specie dello studio è un riproduttore di substrato che deposita le uova adesive, un luogo di nido artificiale costruito con il tubo di polivinilcloruro (PVC) con l'aggiunta di un foglio impermeabile smontabile faciliterà il conteggio e il monitoraggio delle uova, riducendo l'influenza del ricercatore sul nido E il comportamento di guardia degli uccelli del pesce. Anche se questo metodo di base coinvolge tecniche che raramente sono menzionate in dettaglio negli articoli di ricerca, sono fondamentali per intraprendere esperimenti che richiedono l'allevamento in cattività di un pesce selvatico.
Introduction
L'evoluzione adattiva spettacolare è evidente nella morfologia, nell'ecologia e nel comportamento dei pesci 1 . Soprattutto, le caratteristiche ecologiche relative alla riproduzione sono particolarmente diverse, e la maggior parte di questi può essere direttamente influenzata dalla forma fisica individuale 2 . Per comprendere le pressioni selettive che hanno portato all'evoluzione delle caratteristiche uniche di specie ittiche diverse, l'osservazione diretta dei comportamenti riproduttivi e sociali che usano pesci vivi è spesso utile per giustificare ipotesi teoriche.
Tuttavia, osservazioni sul campo continuo dei pesci potrebbero richiedere attrezzature e installazioni subacquee specializzate difficilmente mantenute. In questi casi, le osservazioni di pesci allevati dall'acquario selvatico possono essere utili 3 , 4 , 5 . Inoltre, osservazioni efficaci dei comportamenti di pesce che sono altrimenti rari o difficiliIl più possibile osservare in condizioni naturali può diventare possibile manipolando esperimenti nell'acquario 6 , 7 , 8 . L'assunzione di pesce in buone condizioni riducendo al minimo lo stress artificiale e il danno fisico è fondamentale per le accurate indagini ecologiche.
Il porto di Trimma peloso gobo raggiunge la lunghezza totale di 23-25 mm ed è distribuito nell'Oceano Pacifico occidentale, dove si trova in baie tranquille e protette, a profondità di 9-26 m 9 . In questo lavoro T. marinae viene utilizzato come modello per descrivere una serie di tecniche di base per la raccolta dei pesci utilizzando l'impianto subacqueo (SCUBA), il trasporto dei pesci e l'eventuale acclimatazione del pesce all'acquario per l'osservazione diretta Del comportamento riproduttivo della specie dello studio e dell'ecologia.
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Protocol
1. Raccolta e trasporto di pesci vivi
NOTA: Questo protocollo descrive come raccogliere i pesci che possiedono una vescica di gas, da una profondità di ≥15 m alla superficie. Il rapido trasporto verso la superficie induce l'espansione della vescica di gas con un cambiamento di pressione, che può gravemente danneggiare o uccidere il pesce. È ammessa la precauzione, poiché i danni causati al pesce durante questo primo passo influenzeranno negativamente la loro sopravvivenza e il loro comportamento successivo.
- Prima di immersioni con SCUBA, raccogliere i seguenti materiali: una rete a mano idonea a catturare le specie mirate sott'acqua; Borse in polietilene doppio sufficientemente grandi per il pesce; Braccioli (ø 80 mm x 6 mm); Un cilindro di ossigeno per gonfiare i sacchetti di raccolta sulla superficie; L'Elbagin, che è un antimicrobico, comprende 10% di nifurstirrenato di sodio; Una scatola di polistirolo in cui collocare i sacchetti di raccolta; pipette; E, se necessario (vedi punto 1.4), una corda di lunghezzaEquivalente alla profondità massima di immersione, nonché un peso di almeno 2 kg.
- Raccogliere le specie ittiche mirate usando una rete a mano durante le immersioni; Mentre è ancora sott'acqua, posizionare il pesce catturato in una borsa in polietilene e legare la bocca della borsa con una gomma. Se prende ≥ 1 giorno per trasportare il pesce in un acquario, conserva anche l'acqua dell'habitat naturale in altre borse, da utilizzare per rinnovare l'acqua di pesca.
NOTA: per la sicurezza, le attività subacquee devono essere lavorate da almeno due persone. - Superficie dal punto di raccolta con i sacchetti di pesce ad una velocità non superiore a 1 m / min: mentre a una profondità di 10 m o più, smettete di salire per 1 - 5 minuti ogni 2 m; E da una profondità di 10 m fino alla superficie per 1 - 5 min ogni 1 m. Quando i pesci catturati non sono in grado di mantenere la loro galleggiabilità nella borsa ( cioè , se galleggiano con una vescica di gas espansa mentre ancora tentano di nuotare verso il basso), mantengono la stessa profondità per 1 - 5 minScendere a 1 - 2 m più in profondità. Una volta che i pesci sembrano recuperare la loro galleggiabilità, riprendere l'ascesa alla superficie.
NOTA: se esiste la possibilità che l'aria nel serbatoio SCUBA esaurisca durante l'ascesa, fissare una corda alla borsa in polietilene e fissare un peso ≥ 2 kg; Dopo che l'operatore subacqueo è salito in modo sicuro, tirarlo fino alla superficie alle stesse velocità di cui sopra. - In spiaggia o imbarcazione, sciogliere 10 ppm Elbagin nell'acqua di ogni sacchetto di polietilene dopo la verniciatura.
NOTA: anche se alcuni pesci potrebbero non essere in grado di mantenere la loro galleggiabilità appena dopo essere stati portati in superficie, la maggior parte può essere previsto per recuperare entro un giorno. - Se la densità di pesce in un sacchetto di raccolta è elevata, dividere il pesce tra più borse per evitare che si danneggino tra loro strofinando l'uno contro l'altro durante il trasporto. Se il pesce è una specie aggressiva, dividilo singolarmente tra borse.
- Gonfiare la borsa di raccolta con ossigeno e nuovamente sigillare la bocca della borsa usando rubberbands. Quando si introduca l'ossigeno nel sacchetto, abbassare l'ugello nell'acqua del sacco per aumentare il contenuto di ossigeno disciolto; La borsa completamente espansa dovrebbe essere 1/4 pieno con acqua.
- Mantenere i sacchetti di raccolta con i pesci in una scatola di polistirolo espanso, per mantenere una temperatura dell'acqua stabile e ridurre lo stress del pesce in condizioni di buio.
- Se prende ≥ 1 giorno per trasportare il pesce in un acquario, una volta al giorno scambiano 1/4 a 1/3 dell'acqua in ogni sacchetto di pesca, utilizzando acqua trattenuta dall'ambiente di cui è stato aggiunto 10 ppm Elbagin , E riposizionare ciascuno con ossigeno. Ogni giorno, rimuovere i pesci morti e le escrezioni sul fondo per mano rete o pipetta.
NOTA: Se il trasporto di aeroplani è coinvolto, attendere almeno 1 giorno per acclimatare i pesci alla pressione dell'aria sulla superficie prima del trasporto perché la pressione di due passi (da sott'acqua alla superficie e dall'alto all'aria superiore) può avere un effetto negativo La sopravvivenza del pesce. i>
2. Acclimatare i pesci in un acquario
- Versare la sacca contenente i pesci in un acquario per 30 minuti per equalizzare la temperatura dell'acqua.
- Durante un periodo di 10 minuti scambiare in modo incrementale l'acqua con l'acquario, per evitare shock causati da una improvvisa differenza di chimica dell'acqua ( es . PH, salinità).
NOTA: Un pesce che diventa sconvolto da una grande differenza nella chimica dell'acqua può mostrare un cambiamento anormale nel colore e / o nel comportamento del corpo. Monitorelo attentamente durante l'acclimatazione. - Sciogliere 10 ppm Elbagin nell'acqua dell'acquario.
- Successivamente, una volta al giorno per 3 giorni, rinnovare 1/3 dell'acqua dell'acquario, dopo aver aggiunto 10 ppm Elbagin all'acqua sostitutiva.
- Infine, cominciate ad eliminare l'Elbagin scambiando metà dell'acqua dell'acquario una volta al giorno, finché il colore non svanisce.
3. Iniettare un taglio elastomero implantare visibile (VIE) per identificare i singoli pesci
NOTA: In questo lavoro, i singoli pesci sono identificati utilizzando i tag VIE, per esempio si rimanda a Frederick 10 , Olsen e Vøllestad 11 e Leblanc e Noakes 12. Inoltre, se la specie di studio è abbastanza grande da tenere in mano , La tavola chirurgica utilizzata nel passaggio 3.2 non sarà necessaria.- Determinare la posizione di iniezione e il colore della tag per ogni individuo. L'opzione più sicura è quella di scegliere un punto di iniezione nella spessa parte muscolare dorsale o caudale del corpo e di evitare l'iniezione nell'addome dove possono essere forati organi interni.
NOTA: Un sistema di numerazione è descritto in Figura 1 : se la specie di studio è abbastanza grande per l'iniezione in 8 posizioni possibili, questo sistema consentirà l'identificazione di 154 individui che utilizzano un singolo colore. Dieci colori dei tag VIE sono disponibili commercialmente. Scegli il colore distintivo basato sul colore corporeo del pesce. - <For strong> Per i pesci che sono più piccoli di quelli che possono essere tenuti in mano, preparare un tavolo chirurgico come segue (vedere anche Kinkel e altri 13 ) ( Figura 2 ).
- Tagliare una spugna morbida di 5 cm di larghezza x 5 cm W, che è almeno di 5-10 mm inferiore all'altezza di un piatto di Petri.
- Tagliare una scanalatura nella spugna di profondità di circa 5-10 mm e regolare la sua larghezza a quella della larghezza corporea del pesce. Tagliare la scheda di cloruro di polivinilcloruro (0,3 mm di spessore) a 5 cm di larghezza x 5 cm W e piegarla in una forma a valle (o in forma di M).
- Impostare il bordo in PVC in groviglio sopra la spugna scanalata e quindi impostare la spugna nel piatto Petri (ø 160 mm, profondità di 30 mm). Usare l'acqua dal serbatoio di recupero per riempire il piatto di Petri finché il bordo in PVC non sia sufficientemente immerso.
- Preparare i tag VIE in base al manuale di tagging VIE. Mescolare i materiali elastomerici e aggiungere la miscela ai 3-ml syriNge con ago da 29 gauge, come contenuto nel kit.
- Preparare due serbatoi d'acqua da usare durante l'esecuzione delle iniezioni tag: uno per anestesia e uno per il recupero; Regolare la temperatura e la concentrazione di salinità di questi per abbinare l'acqua nell'acquario di allevamento. Utilizzare una pompa d'aria con una pietra d'aria per circondare leggermente l'acqua nel serbatoio di recupero.
- Preparare un liquido di anestesia mescolando 2-metilchinolina con un volume pari al 99,5% di etanolo; Aggiungere questo al serbatoio di anestesia per ottenere una concentrazione di 18 ppm.
NOTA: La concentrazione ottimale del liquido di anestesia dipenderà dalla specie e dalle dimensioni del corpo degli individui. Pertanto, esaminare in anticipo la concentrazione ottimale per le specie di studio. - Trasferire i singoli pesci al serbatoio dell'anestesia e lasciarli diventare anestetizzati: aspettare che i pesci non reagiscano ad essere toccati o alle vibrazioni dell'acqua quando viene sfruttata l'estremità del serbatoio. Come il colore del corpo cambia quando è anesthetiZed in molti pesci, anche monitorare attentamente il colore del corpo e giudicare se il pesce viene anestetizzato dai suoi cambiamenti. Poiché c'è qualche possibilità che i pesci possano saltare fuori dal serbatoio di anestesia, tenerlo coperto utilizzando un pannello acrilico trasparente, almeno fino a quando i pesci iniziano a muoversi lentamente.
NOTA: Ottimizzare il tempo necessario per anestetizzare e / o regolare la concentrazione del liquido di anestesia, a seconda della specie dello studio e delle sue dimensioni corporee. Se il movimento degli operculum viene mai fermato dall'anestesia, il pesce sarà ad alto rischio di morte. - Poiché i pesci si indeboliscono se il loro corpo viene riscaldato, tenere le dita nell'acqua relativamente fredda durante l'anestesia dei pesci.
- Sollevare un pesce dal serbatoio di anestesia e rapidamente misurarlo o registrare i dati necessari (lunghezza totale, sesso, ecc .). Se un pesce sembra recuperare durante la misurazione, trasferirlo immediatamente al serbatoio dell'anestesia.
- Trasferite il pesce in un tavolo chirurgico. Impostare il lato ventrale del pesce verso il basso in tHa scanalatura in PVC. Se la dimensione del corpo è molto piccola, utilizzare un microscopio binoculare durante l'iniezione. Se la specie di studio è abbastanza grande da tenere in una mano, iniettare il tag VIE mentre è tenuto.
- Posizionare il lato smussato dell'ago verso l'esterno e puntare verso la testa del pesce. Inserire l'ago sottocutaneo, più o meno parallelo al corpo, e vicino al più vicino possibile sotto la pelle. Regolare la profondità di inserzione a seconda della dimensione del corpo pesce e la facilità per vedere in ultima analisi il tag.
- Iniettare il tag VIE durante il ritiro dell'ago e fermare l'iniezione prima che l'inclinazione dell'ago raggiunga il punto di ingresso dell'ago (questo sarà facile distinguere se iniettare il tag in un'area relativamente ampia).
- Al completamento dell'iniezione del tag, trasferire immediatamente il pesce al serbatoio di recupero. Se il recupero appare troppo lento, circondare delicatamente l'acqua a mano.
- Dopo il recupero, restituire il pesce all'acquario di allevamento e continuare a aggiungere 10 ppm ElBaginare nell'acqua per 3 giorni.
NOTA: in condizioni di bassa visibilità per i tag VIE, la luce filtrata UVA consentirà di riconoscere i tag.
4. Conteggio delle uova adesive di demersal
- Per creare un nido di nidificazione artificiale al quale i pesci possono depositare le uova adesive tagliare a metà un tubo in PVC opaco (ø 5 cm, 6 cm di lunghezza), perpendicolare al diametro.
NOTA: La dimensione del tubo sopra indicata è idonea per la riproduzione del porto marino relativamente piccolo di Goby T. Pertanto, regolare la dimensione e la forma del tubo in PVC come è appropriato per la specie dello studio. - Stampare una griglia da 5 mm x 5 mm su un foglio impermeabile e tagliarla per adattarsi all'area interna del tubo in PVC.
- Fissare il foglio impermeabile all'interno del tubo in PVC utilizzando una fascia in gomma.
NOTA: se è difficile per le femmine collegare le uova sul foglio impermeabile e le uova cadono dal foglio, fare il foglio strutturato con carta vetrata. - Coprire il fondo dell'acquario con uno strato di sabbia, 1- spessore 2 cm. Inserire circa un terzo del tubo in PVC obliquamente nella sabbia, con il lato fisso verso il basso.
- Dopo il successo della riproduzione dei pesci, rimuovere il foglio con la massa d'uovo dal tubo in PVC e metterlo in un piatto di Petri con acqua d'acquario. Fissare un nuovo foglio all'interno del tubo in PVC e posizionarlo sul fondo dell'acquario. Infine, contate le uova fotografando la massa d'uovo.
- In alternativa, se le osservazioni sulla cura degli uova genitori dovranno essere intraprese dopo la riproduzione, fare attenzione a non portare le uova fuori dall'acqua. Piuttosto usare un piatto di Petri per raccogliere le uova e il foglio insieme all'acqua dell'acquario, fotografare rapidamente la massa d'uovo e poi riposaldare attentamente il foglio con la massa d'uovo indietro nello stesso tubo di PVC prima di restituirlo alla sua posizione iniziale sul Fondo dell'acquario. Infine, contate le uova usando l'immagine.
- Conte le uova usando ImageJ ( Figura 3
- In caso contrario, se le uova sono depositate densamente, stimare il numero di uova calcolando il rapporto di densità: contare le uova in una griglia stampata 5 x 5 mm 2 per calcolare la densità dell'uovo, misurare la superficie coperta da uova da ImageJ, E stimare il numero totale di uova dalla densità superiore per unità e superficie. Il metodo di misurazione superficiale sopra descritto da ImageJ è spiegato nel seguente: Imposta scala ... (Branch Services Research, https://imagej.nih.gov/ij/docs/menus/analyze.html); Spiega come definire la scala spaziale dell'immagine; Utilizzo di ImageJ per misurare la superficie (Keene State college, AcademicTecnologia, https://dept.keene.edu/at/2011/04/15/by-matthew-ragan/).
NOTA: Se le uova sono trasparenti, il foglio nero impermeabile è più adatto al metodo di conteggio automatico perché ImageJ può riconoscere la struttura delle uova individualmente.
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Representative Results
Seguendo i metodi di cui sopra, 41, 15 e 96 individui di T. marinae sono stati raccolti nell'aprile 2014, 2015 e 2016, rispettivamente, in mare aperto di Amami Oshima, Prefettura di Kagoshima, Giappone ( Tabella 1 ). In ciascun caso, 25 (61%), 14 (93%) e 91 (95%) hanno vissuto fino a depositare le uova in un acquario. Come riportato in Fukuda et al . 3 , solo un pesce è morto prima della fine del periodo di osservazione nel 2014 e l'uovo dei pesci altrimenti sembra iniziare 7 giorni dopo la cattura, dimostrando che gli individui sono stati allevati in buone condizioni.
I tag VIE erano visibili e consentivano l'identificazione degli individui, anche in questo piccolo pesce ( Figura 4A , 4B ). Una fotografia di uova depositate su un foglio impermeabile è mostrata in Figura 4C , dimostrando cheErano abbastanza visibili per essere contati. Dopo essere stato rimosso e fotografato, il foglio è stato restituito al suo precedente posto nell'acquario, e il maschio di nidificazione ha subito continuato la cura paterna ( figura 4D ).
Insieme, queste tecniche possono essere impiegate in esperimenti finalizzati a registrare le interazioni sociali e il successo riproduttivo di tutti i singoli pesci raccolti. In particolare, Fukuda et al. 3 ha studiato l'ecologia riproduttiva di T. marinae in acquario utilizzando i metodi di cui sopra. I risultati hanno dimostrato una correlazione positiva tra la fecondità femminile e la dimensione corporea femminile ( Figura 5 ), mentre nessuna differenza nel successo riproduttivo è stata osservata tra maschi di dimensione diversa ( Figura 6 ). Inoltre, T. marinae tendeva a stabilire una coppia riproduttiva continua e la maggior parte delle uova si era verificata all'interno di questiCoppie ( Tabella 2 ). Solo i marinai T. maschi sono stati osservati per eseguire la cura paternal paterna. L'interazione aggressiva tra gli individui ha suggerito che il sistema di accoppiamento monogamico può derivare da una sorveglianza principalmente femminile.
| Giornata di raccolta | Profondità di raccolta | Metodo di raccolta | Numero di individui raccolti | Durata soggiorno | Giornata di trasporto | Numero di persone morte | Tasso di sopravvivenza | ||
| Emergere | Trasporto | acclimazione | |||||||
| 15 AApr 2014 | - 21 m | Superficie con pesce fino alla superficie. | 41 | durante la notte | 16 aprile 2014 | 16 | 0 | 0 | 61% |
| 23 aprile 2015 | - 19 m | Superficie con pesce fino a 12 m di profondità, tirare su da corda fino alla superficie. | 15 | 1 giorno | 25 aprile 2015 | 1 | 0 | 0 | Il 93% |
| 26 aprile 2016 | - 21 m | Superficie con pesce fino a 15 m di profondità, tirare su da corda fino alla superficie. | 96 | 1 giorno | 28 aprile 2016 | 4 | 1 | 0 | Il 95% |
Tabella 1: Condizioni di raccolta e tasso di sopravvivenza dei pesci. Il numero di individui morti indica quando e quanti singoli pesci sono morti.
Tabella 2: accoppiamenti di emissione durante l'esperimento di ripresa. M , identità individuale (ID) dei maschi; F , ID delle femmine; Sottolineato ID , una femmina spawned; Identificato ID , una femmina che si è accoppiata con un maschio anche se non hanno stabilito una coppia continua. Questi risultati indicano che i marinai T. tendono a stabilire una coppia di riproduzione continua come parte di un sistema di accoppiamento monogamoso. Questa tabella è stata modificata da Fukuda et al. 3 Fare clic qui per scaricare questa tabella.
Figura 1: Disposizione delle posizioni di taglio VIE. ( A ) Ogni numero mostra il nuMber corrispondente alla posizione dell'iniezione. Il numero di identità del singolo pesce viene determinato in base alla corrispondenza delle posizioni dei tag. ( B ) Un esempio del singolo pesce n. 93.
Figura 2: Una vista che illustra la tabella chirurgica. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Conteggio manuale e automatico dell'uovo utilizzando ImageJ. ( A ) Conteggio manuale tramite il plugin Cell Counter. Questo plugin consente di contare le uova raggruppate da alcune suddivisioni. È un esempio che uovoS sono stati suddivisi in quattro gruppi e contati. ( B ) Conteggio automatico dell'uovo. ( C ) Immagine che ha fuso l'immagine automatica di conteggio delle uova e l'immagine originale. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Identificazione individuale rappresentativa mediante iniezione del marina T. con tag VIE e utilizzo di un foglietto impermeabile per le uova da conteggio depositate sul sito di applauso artificiale. ( A ) Numero individuale 1, identificato dal tag VIE rosa; Una freccia bianca indica il tag VIE iniettato. ( B ) Numero individuale 11, identificato dai due tag verde VIE; Le frecce bianche indicano laIniettati i tag VIE. ( C ) uova spaccate su un foglio impermeabile. ( D ) La cura paternale ripresa da un maschio dopo che il foglio con le uova era stato rimosso e fotografato, e poi riposto nell'acquario. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5. Relazione tra frizione Dimensioni e femmina Dimensioni corpo (Lunghezza totale) in T. marinae. Curva solida , fecondità stimata in ogni gruppo di femmine, ottenuta con un modello generalizzato di effetti misti. Questi risultati indicano che il successo femminile riproduttivo aumenta con la dimensione del corpo (correlazione di Pearson, r = 0,56, P <0,05, n = 1 6). Questa cifra è stata modificata da Fukuda et al. 3 Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 6. Rapporto tra il successo di accoppiamento stimato e la dimensione corporea maschile (lunghezza totale) in T. marinae . Ogni dato è stato stimato dalla frequenza di riproduzione dei maschi e dalla fecondità stimata delle femmine. Questi risultati indicano che i maschi hanno avuto successo riproduttivo indipendentemente dalla loro dimensione corporea (correlazione di Pearson, r = ˗0.51, P > 0.05, n = 8). Questa cifra è stata modificata da Fukuda et al. 3_upload / 55964 / 55964fig6large.jpg "target =" _ blank "> Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
L'ecologia riproduttiva di numerosi pesci è stata spesso rivelata attraverso l'allevamento sperimentale. Soprattutto, il cambiamento sessuale 6 , 8 , 14 , la scelta di mate 15 , 16 e la concorrenza intraspecifica 7 , 17 sono stati frequenti temi di indagini dettagliate usando pesci conservati dall'acquario. Inoltre, alcuni risultati osservati nell'acquario sono stati successivamente confermati nel campo 8 , 18 . Questi risultati supportano l'utilità e la credibilità di coltivare esperimenti con pesci selvatici in acquario. Inoltre, la manipolazione attraverso l'allevamento di esperimenti che simulano situazioni che possono verificarsi naturalmente, ma solo raramente in condizioni selvatiche, vale la pena come fase preliminare per le indagini sul campo su larga scala.
Il proTocol descrive i metodi adatti a una spaccatura di substrato di piccole dimensioni che deposita le uova adesive. Possono essere previste ampie variazioni nelle condizioni ottimali per i pesci conservati nell'acquario tra le specie, garantendo così adattamenti ad alcuni punti del protocollo. In particolare, occorre prendere in considerazione cinque punti del protocollo per l'adeguamento dopo una valutazione preliminare della specie specifica dello studio: 1) il tempo trascorso in superficie del pesce nel protocollo 1.4; (2) la concentrazione del liquido di anestesia e il tempo trascorso nell'anestesia poco prima di iniettare il tag VIE, rispettivamente nei protocolli 3.1.3 e 3.1.5; (3) la profondità di inserimento dell'ago quando si inietta il tag VIE nel pesce, nel protocollo 3.1.8; (4) le dimensioni e la forma del tubo in PVC utilizzato come luogo di nido artificiale, nel protocollo 3.2.1; E (5) utilizzando correttamente 3 metodi di conteggio delle uova, nel protocollo 4.6: conteggio manuale (accurato ma richiede tempo e sforzo), calcolo automatico e stima del rapporto di densità di area (efficiente ma ruvida). Quando THSono poche uova, o quando il conteggio raggruppato da una suddivisione è necessaria (come la morte o viva, la classificazione a livello di stage a livello di sviluppo e così via), è consigliato il metodo di conteggio manuale. Quando c'è un gran numero di uova, e l'ImageJ può distinguere ogni uovo singolarmente, il metodo di conteggio automatico può essere adatto. La stima del rapporto di area-densità è efficace quando ci sono molte e densamente uova e l'ImageJ non possono distinguere ogni uovo singolarmente.
Molte specie di pesci non possono mantenere perfettamente la loro galleggiabilità dopo essere state portate in superficie. Tuttavia, l'approfondimento delle superfici secondo questo protocollo può consentire alla maggior parte dei pesci di recuperare entro un giorno. Se i pesci si trovano galleggianti a testa in giù nella borsa di raccolta subito dopo l'affioramento, attendere per determinare se il pesce è morto almeno un giorno prima di rimuoverlo. Se i pesci muoiono presto dopo essere stati portati in superficie o se hanno bisogno di più di un giorno per recuperare, superare più lentamente o estendere eaIntervallo di tempo durante l'affioramento nel corso dei successivi sforzi di raccolta.
Oltre ai tag VIE, esistono altri metodi per individuare singoli pesci: coloranti esterni di plastica colorati, etichette di ancoraggio in nylon, ritaglio delle pinne e tag transponder integrati passivi (PIT), ecc . Tuttavia, soprattutto quando si raccolgono piccoli pesci, alcune di queste tecniche possono aumentare la mortalità, ostacolare la crescita o non essere visibili in situ. 10 Inoltre, come la maggior parte delle variabili esterne sporgono dal corpo di pesce, un tag possono limitare alcuni comportamenti di specie che popolano cunicoli, fessure strette o letti di alghe densi. Al contrario, molti studi sui piccoli pesci hanno rilevato che la codifica VIE non ha avuto effetti negativi importanti sulla mortalità e sulla crescita 10 , 11 . I tag VIE possono anche trascurare in modo trascurabile il comportamento dei pesci poiché il taglio sottocutaneo non si spinge, per quanto piccolo sia il pesce, rendendolo particolarmente adattoMetodo di identificazione per osservazioni comportamentali di specie di piccole dimensioni 10 . Secondo alcuni studi precedenti, le vernici acriliche possono essere utilizzate allo stesso modo dei tag VIE 19 , 20 .
Nido di riproduzione artificiale è generalmente usato per l'indagine della riproduzione di pesci che spawn le uova adesive demersali. Precedenti studi utilizzati nidi artificiali, che sono fatti di diversi tipi di materiali, come la tegola in terracotta 21 , la piastrella ceramica 22 , la shell 23 , la scatola in PVC 24 , ecc . Questi nidi di mutazione artificiale possono essere utili per molti sheds di substrati. Questi studi suggeriscono che la disponibilità del nido artificiale per i pesci, come la forma e / o la dimensione, è più importante di quello che viene fatto. Poiché il tubo in PVC è il materiale che è facile da ottenere e da lavorare,Questo documento ha utilizzato il tubo in PVC come il nido di spacco.
I limiti delle informazioni ecologiche acquisite attraverso osservazioni in cattività devono essere ben apprezzate. Non sorprende che l'allevamento nell'acquario, rispetto all'ambiente naturale di una specie, limita le diverse condizioni ecologiche dell'habitat acquatico ( ad es . Le caratteristiche fisiche e chimiche dell'acqua, l'ecologia alimentare, le opportunità di interazioni intra-inter-specifiche, l'estensione dell'habitat, E densità di popolazione). Può condurre gli individui a mostrare comportamenti particolari che si differenziano dai loro naturali. Pertanto, le indagini sul campo dovrebbero integrare le osservazioni di allevamento in modo da fornire il miglior sfondo per inferire l'evoluzione adattiva dei comportamenti riproduttivi dei pesci.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Ringraziamo S. Yokoyama per l'assistenza alla raccolta dei pesci. Siamo anche grati a W. Kawamura per consigli utili sui metodi di allevamento. Questo studio è stato sostenuto dalla Società Giapponese per la promozione della scienza (KAKENHI) attraverso sovvenzioni (n. 24370006 e 16K07507) assegnati a TS
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Hand net | Nisso | AQ-17 | Select for the target species size. |
| Polyethylene bag | San-U Fish Farm | 8194 | |
| Rubber band | ESCO Co. LTD. | 78-0420-64 | ø 80 mm x 6 mm |
| Oxygen cylinder | N/A | N/A | Oxgen cylinder for diving equipment suits. |
| Elbagin | Japan Pet Design Co. Ltd. | 75950 | Pafurazine F (provided from same company) is equivalent drug to Elbagin. |
| Polystyrene foam box | N/A | N/A | |
| Pipette | AS ONE | 1-8625-04 | |
| Rope | Mizukami Kinzoku Co. LTD. | 95301601 | |
| Weight | N/A | N/A | Weight for diving equipment suits. |
| Water tank | N/A | N/A | |
| Air pump | KOTOBUKI | 4972814 062115 | |
| Air stone | KOTOBUKI | 4972814 232204 | |
| 2-Methylquinoline | Wako | 170-00376 | |
| Ethanol (99.5) | Wako | 057-00456 | |
| Visible implant elastomer tag kit | Northwest Marine Technology | N/A | http://www.nmt.us/products/vie/vie.shtml |
| Soft sponge | N/A | N/A | |
| PVC board | N/A | N/A | 0.3 mm thickness is easy to use. |
| Petri dish | N/A | N/A | A large one, such as ø 160 mm and 30 mm depth, is convenient for the injection of the VIE tag. |
| Transparent acrylic board | N/A | N/A | |
| UVA filtered light | N/A | N/A | |
| PVC pipe | N/A | N/A | ø 5 cm |
| Waterproof sheet | SOMAR Corp. | 3EKW03 | The film for the plain copier. |
| Sand | N/A | N/A | |
| Stereo microscope | N/A | N/A | |
| Camera | N/A | N/A |
References
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