G2-seq: Een High Throughput Sequencing gebaseerde techniek voor het identificeren van laat repliceren regio's van het genoom
Summary
Beschrijven we een techniek voor het combineren van stroom cytometry en hoge doorvoer sequencing te identificeren laat replicerende regio’s van het genoom.
Abstract
Vele technieken zijn ontwikkeld om de voortgang van DNA replicatie via de S-fase van de celcyclus. De meeste van deze technieken hebben gericht geweest op opheldering van de locatie en het tijdstip van de inleiding van het genoom dubbel in plaats van de voltooiing ervan. Het is echter van essentieel belang dat wij regio’s van het genoom die laatste volledig repliceren begrijpen, omdat deze gebieden kampen met verhoogde niveaus van chromosomale breuk en mutatie, en ze geassocieerd met zowel ziekte en veroudering zijn. Hier beschrijven we hoe we een techniek die is gebruikt voor het controleren van replicatie inleiding om te identificeren die regio’s van het genoom in plaats daarvan laatste volledige replicatie hebben uitgebreid. Deze aanpak is gebaseerd op een combinatie van stroom cytometry en hoge doorvoer sequencing. Hoewel dit verslag concentreert zich op de toepassing van deze techniek op gist, kan de aanpak worden gebruikt met alle cellen die kunnen worden gesorteerd in een stroom cytometer volgens DNA-inhoud.
Introduction
Eukaryotische genoom replicatie wordt gestart op meerdere afzonderlijke locaties, oorsprong van replicatie, van welke replicatie vorken gaan in beide richtingen (herzien in Fragkos et al., 20151) genoemd. Oorsprong variëren in zowel hun timing en de efficiëntie van vuren, en verscheidene technieken zijn ontwikkeld om te controleren van de replicatie oorsprong activiteit en het ophelderen van de oorzaken van deze variatie. De activiteit van individuele oorsprong kan worden afgeleid uit de niveaus van single-stranded DNA2, welke vormen rond de oorsprong van het actief, of met behulp van 2D gelelektroforese volgen specifieke replicatie tussenproducten3, die beide kunnen worden opgespoord met radioactieve sondes. Beide technieken zijn gemakkelijker toegepast in S. cerevisiae dan bij zoogdiercellen omdat oorsprong beperkt tot specifieke bekende opeenvolgingen in de voormalige zijn. Met de komst van microarrays werd het mogelijk om te beoordelen van oorsprong afvuren wereldwijd. Eerst gebeurde dit door het labelen van DNA met zware isotopen, cellen van een blok van de G1 vrijgeven in medium met lichte isotopen en vervolgens toezicht op de vorming van zware-licht hybride DNA in het genoom4. De invoering van hoge-doorvoer sequencing toegestaan soortgelijke genoom-brede monitoring van oorsprong activiteit zonder de eis van dure isotopische labeling. Cellen werden gesorteerd in een stroom cytometer volgens DNA inhoud en hun DNA onderworpen aan diepe sequencing. Omdat de sequentie dekking opbrengst van 1 x tot 2 x in de loop van de S-fase, kan replicatie van de relatieve timing worden beoordeeld door vergelijking van Lees diepten van cellen in de S-fase aan die van de G1 of G25,6. Deze technieken, met name toegepast op gist, geleid tot een dieper begrip van hoe opeenvolging van DNA, chromatine structuur en DNA replicatie eiwitten oorsprong timing en efficiëntie reguleren.
Trouwe transmissie van genetische informatie tijdens cellulaire proliferatie vereist niet alleen succesvol inleiding van DNA-replicatie, die plaatsvindt op de oorsprong, maar ook de succesvolle voltooiing van de replicatie, die optreedt waar de replicatie vorken ontmoeten. Als inleiding van replicatie verschilt het tijdstip van voltooiing van de replicatie het genoom met bepaalde regio’s resterende niet-gerepliceerde zelfs laat in de celcyclus. Dergelijke regio’s mogelijk met name ver van actieve replicatie oorsprong of sequenties of chromatine structuren die de polymerase van DNA belemmeren kunnen bevatten. Laat het repliceren van regio’s kan manifesteren zich als kwetsbare sites, die worden geassocieerd met een chromosomale breuk en een hogere mutatie, en zijn betrokken bij kanker en veroudering7,8,9. Ondanks het belang van goede voltooiing van DNA-replicatie voor handhaving van de stabiliteit van het genoom, heeft ons begrip van waar en hoe dit gebeurt echter bleef ver achter dat van replicatie inleiding. En terwijl afzonderlijke genen waarvan laat replicatie geassocieerd met de ziekte is zijn bestudeerd met, bijvoorbeeld, qPCR10, global studies gericht op het ophelderen van de locaties en de onderliggende oorzaken van een te late replicatie hebben ontbroken. Hier beschrijven we een techniek die we verwijzen naar het als “G2 seq” waarin we stroom cytometry combineren met hoge doorvoersnelheid sequencing licht te werpen op de voltooiing van de replicatie van het genoom in gist11. Met kleine wijzigingen, kan dit protocol worden aangepast aan alle cellen die stroom-gesorteerd op basis van DNA-inhoud worden kunnen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Hoewel deze techniek robuust is en relatief ongecompliceerd, bijzondere aandacht moet worden besteed aan het volgende:
(1) Wij raden dat culturen gedurende ten minste 12 uur groeien voordat ze log fase, bereiken aangezien de verschillen manifesteren in celcyclus distributies als culturen worden geoogst na het bereiken van de gewenste dichtheid slechts 4 h na inoculatie. Onze veronderstelling is dat een celcyclus distributie die een relatief stabiel evenwicht heeft bereikt beter een “echte” log…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dit werk werd gesteund door subsidie NIH GM117446 A.B.
Materials
| YeaStar Genomic DNA kit | Genesee Scientific | 11-323 | |
| 1 µM SYTOX Green | ThermoFisher | 57020 | resuspend in 50 mM sodium citrate, pH 7.2 |
| 50 mM sodium citrate, pH 7.2 | |||
| RNase solution (0.25 mg / mL) | Sigma | R6513 | 0.25 mg / mL RNaseA resuspended in 50 mM sodium citrate, pH 7.2, boil RNase solution for 10 minutes before the first use only, and from then on store at -20° |
| proteinase K solution (20 mg / mL) | ThermoFisher / Invitrogen | 25530-015 | resuspend in 10 mM Tris, pH 7.5, 2 mM CaCl2, 50% glycerol, store at -20°C |
| Model 50 Sonic Dismembrator | Fisher Scientific | FB50A220 | |
| BD Biosciences FACSAria II | BD Biosciences | 644832 | |
| Zymo-spin III columns | Zymo Research | C1005 | |
| Qubit dsDNA HS Assay Kit | ThermoFisher | Q32851 | |
| Qubit 3.0 Fluorometer | ThermoFisher | Q33216 | |
| Covaris Model LE220 Focused-Ultrasonicator | Covaris | 500219 | |
| Illumina TruSeq DNA LT Sample Prep Kit | Illumina | 15026486 | |
| Illumina HiSeq 2500 instrument | Illumina | SY–401–2501 | |
| gsnap alignment software | open source software / Genentech | http://research-pub.gene.com/gmap |
References
- Fragkos, M., Ganier, O., Coulombe, P., Mechali, M. DNA replication origin activation in space and time. Nat Rev Mol Cell Biol. 16, 360-374 (2015).
- Santocanale, C., Diffley, J. F. A Mec1- and Rad53-dependent checkpoint controls late-firing origins of DNA replication. Nature. 395, 615-618 (1998).
- Brewer, B. J., Fangman, W. L. A replication fork barrier at the 3′ end of yeast ribosomal RNA genes. Cell. 55, 637-643 (1988).
- Raghuraman, M. K., et al. Replication dynamics of the yeast genome. Science. 294, 115-121 (2001).
- Muller, C. A., Nieduszynski, C. A. Conservation of replication timing reveals global and local regulation of replication origin activity. Genome Res. 22, 1953-1962 (2012).
- Koren, A., Soifer, I., Barkai, N. MRC1-dependent scaling of the budding yeast DNA replication timing program. Genome Res. 20, 781-790 (2010).
- Lang, G. I., Murray, A. W. Mutation rates across budding yeast chromosome VI are correlated with replication timing. Genome Biol Evol. 3, 799-811 (2011).
- Durkin, S. G., Glover, T. W. Chromosome fragile sites. Annu Rev Genet. 41, 169-192 (2007).
- Dillon, L. W., Burrow, A. A., Wang, Y. H. DNA instability at chromosomal fragile sites in cancer. Curr Genomics. 11, 326-337 (2010).
- Widrow, R. J., Hansen, R. S., Kawame, H., Gartler, S. M., Laird, C. D. Very late DNA replication in the human cell cycle. Proc Natl Acad Sci U S A. 95, 11246-11250 (1998).
- Foss, E. J., et al. SIR2 suppresses replication gaps and genome instability by balancing replication between repetitive and unique sequences. Proc Natl Acad Sci U S A. 114, 552-557 (2017).
- Wu, T. D., Reeder, J., Lawrence, M., Becker, G., Brauer, M. J. GMAP and GSNAP for Genomic Sequence Alignment: Enhancements to Speed, Accuracy, and Functionality. Methods Mol Biol. 1418, 283-334 (2016).
- Quinlan, A. R., Hall, I. M. BEDTools: a flexible suite of utilities for comparing genomic features. Bioinformatics. 26, 841-842 (2010).
- Langmead, B. Aligning short sequencing reads with Bowtie. Curr Protoc Bioinformatics. , 17 (2010).
- Li, H., Durbin, R. Fast and accurate short read alignment with Burrows-Wheeler transform. Bioinformatics. 25, 1754-1760 (2009).
- Kellis, M., Birren, B. W., Lander, E. S. Proof and evolutionary analysis of ancient genome duplication in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Nature. 428, 617-624 (2004).
- Goodwin, S., McPherson, J. D., McCombie, W. R. Coming of age: ten years of next-generation sequencing technologies. Nat Rev Genet. 17, 333-351 (2016).
