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Bioengineering

プライマリのグリア細胞の in Vitro Neuroinflammation のモデリングのための三次元ハイドロゲル文化を改善

Published: December 08, 2017
doi:
10.3791/56615
, , , , ,
1Department of Psychiatry,University of Alberta, 2Alberta Innovates-Health Solutions Interdisciplinary Team in Smart Neural Prostheses (Project SMART),University of Alberta, 3Department of Chemical and Materials Engineering,University of Alberta, 4Division of Physical Medicine and Rehabilitation,University of Alberta, 5Centre for Neuroscience,University of Alberta

Summary

ここで、ラットの 3 D の文化のためのプロトコル脳由来グリア細胞、アストロ サイト、ミクログリア、オリゴデンドロ サイトなどを紹介します。一次電池文化、ならびにヒアルロン酸 (浜) ハイドロゲル合成、HAMAphoto 重合と細胞のカプセル化、共焦点走査型電子顕微鏡画像処理サンプルを紹介しています。

Abstract

同様にイオン注入装置や生体が同じ結果に関数の結果を高めるように設計されて中枢神経系、多数の急性障害と神経変性疾患、: 細胞毒性、神経膠症につながる過剰な炎症および/または総称して怪我を悪化させるまたは健康回復を防ぐグリア瘢痕の形成。初代培養グリア細胞を収容可能 3 D 細胞培養足場を生成、グリア瘢痕形成と研究炎症性プロセスをモデル化するシステムの作成の意図で: ミクログリア異物反応を調節する、開始、炎症性イベント、線維性瘢痕の形成に対応するアストロ サイト、オリゴデンドロ サイト通常炎症性傷害を受けやすい。現在の仕事では、脳グリア細胞作製、カルチャ、およびカプセル化されたラットとヒアルロン酸ベースの 3 D ハイドロゲル足場の微視的構造の評価のための詳細なステップバイ ステップのメソッドを提供します。生理活性基板と足場を変更する能力だけでなく、電池封止材と共焦点の蛍光および走査電顕によるハイドロゲル足場のキャラクタリゼーションのためのプロトコルの実証、さらに、改良されたセル統合商業基底膜の混合物の設立。

Introduction

中枢神経系 (CNS) の炎症は急性の認刻極印を長く考慮された (例えば、虚血性脳卒中、脳外傷、脊髄損傷) および慢性 (例えばアルツハイマー病、パーキンソン病のおよびハンティントンの病気) 中枢神経損傷しかし、ますます、神経変性疾患や神経疾患に因果共同作成者として認識されます。持続的なまたは不適切な炎症神経損傷や髄 (例えば多発性硬化症) が発生し、脳の発達 (例えば、統合失調症、自閉症) と (例えばうつ病、不安の気分状態に悪影響を及ぼす、双極性障害)。さらに、植込み型デバイスを用いた新しい治療戦略 (e.g、脳-コンピューターのインターフェイス1,2,3, 脳深部刺激4,5, 脊柱。微小6,7,8,9,10) デバイスとその結果中枢神経系間のインターフェイスで予測可能な炎症性応答を生成します。11インプラントの寿命にわたる効果やデバイスの障害の損失を引き起こすことができます保護組織の応答です。中枢神経系の炎症通常中枢神経系組織の監視および異物応答 (レビュー12) を取付担当の常駐免疫細胞として機能するミクログリアによって開始されます。侮辱の重大度に応じて、ミクログリアの信号と追加募集細胞傷害のサイトの種類です。具体的には、ミクログリアは二次炎症性細胞と形態傷害サイト13,14を含む密な防護壁として機能するアストロ サイトをアクティブにします。ミクログリアはまた (参照15見直し) 免疫の浸透を許可する BBB の崩壊につながることができます末梢の免疫系の細胞の活動連鎖を開始できます。

中枢神経系に注入デバイス、デバイスの挿入だけでなく、外部デバイスの継続的な存在から生じる組織の損傷がグリア瘢痕と呼ばれるプロセスを開始します。このプロセスで、ミクログリアに移行し、損傷部位で増殖します。彼らはまた、潜在的な脅威を中和して追加のグリア細胞を募集する炎症性因子のリリースを開始します。その後、活性化アストロ サイトは肥大になるし、16の連続的な線維性バリアを形成するため注入装置をカプセル化を開始します。炎症性シグナル伝達もインプラントの周辺から神経突起の撤退を促進するために提供し、発展途上のグリア瘢痕17を補強する線維芽細胞を最終的に募集します。オリゴデンドロ サイトは、コンダクタンスを強化するミエリンのニューロンをシースの責任はこのプロセスを存続しないと傷跡18によってインプラントから離れた場所の細胞が分割されました。グリア瘢痕を大幅機能と記録電極に特に注入デバイスの寿命を低減し、最終的に神経インターフェイス19の機能を制限するのに役立ちます。

いくつかのアプローチは、生体適合性と中枢神経系20,21,22,23埋込デバイスのインターフェイス アクティビティを高めるに悪用されています。広範なレビューはこれらの神経インターフェイス24の生体適合性設計も承ります。最も著名な戦略を含める polyelthyleneglycol (PEG)、ポリ グリコール酸 (PLGA)25など互換性のあるコーティングと電極を囲むまたはポリ (エチレンなどの導電性ポリマー電極を強化dioxythiophene) (PEDOT) とポリピロール (PPy)26,27,28,29,30,31。生体活性コーティングは、配位子に由来するコラーゲン、コラーゲン、ヒアルロン酸32,33,34 など細胞外マトリックスを使用して神経組織の成長のための手がかりを提供するために採用されています。 ,35,36,37。これらのコーティングの生理活性はさらに自然な細胞分泌物30,38,39,40,41をエミュレートする成長因子リリース システムで検討されています。,42,43,44,45,46,47,48,49,50します同時に、いくつかの研究グループ電極形状、柔軟性、および機械的デバイスと組織51,52,53 ミスマッチを減少する組成を改造することを選択した。 ,,5455,56,57。完全に、これらの戦略をリードしている多くの有望な改善、次世代ニューラル界面デバイスでしかし、進行中の問題であり、進行状況は、複雑で時間のかかるin vivoモデルによって妨げられる可能性があります長期的な互換性.

動物モデル ・ ベースのアプローチは、実験のスループットを制限でき、電極生体適合性テストのコストが増加します。従来の細胞培養技術より費用効果が大きい代わりを提供するが、デバイスと組織58間の相互作用の複雑さの多くを要約する失敗を使用して体外に近づきます。特に、電極形状のモデリングと機械の不一致・微動デバイス障害59に貢献ホスト応答の生成に寄与すると考えの影響、2 D セル文化の制限を利用した表面コーティングのテスト,60。

2 D の細胞培養に関連する問題を克服するためにハイドロゲル培養神経細胞のために開発された幅広い用途、薬理学的研究61、直接神経細胞分化62病気を理解するために経路63,64、またはモデル細胞の移動、神経保護、またはモデル組織微小61他の細胞型の層状共培養します。ヒドロゲルはさまざまなサイズで容易に形成して共焦点蛍光顕微鏡などの一般的に使用される手法によって分析に非常に適しているジオメトリ、プライマリまたは不死化細胞培養の様々 なタイプを組み込むことができます。グリア瘢痕化プロセスのモデルを作成するには、最近開発し、注入電極 (図 1)65グリア細胞応答の高スループットをテストするためヒアルロン酸ベースの 3 D ハイドロゲル システムが特徴します。このシステムは、いくつかの明確な利点: 1); の内因性細胞外マトリックス成分であるヒアルロン酸の重合体で構成される 3 D 行列でプライマリのグリア細胞 (ミクログリア、アストロ サイト、オリゴデンドロ サイト) にカプセル化2) 剛性マトリックス ‘ チューニングできる「脳や脊髄組織の機械的性質を再現するには・ 3) 制限毒性カプセル化の間、緑色の光で光重合を用いた迅速なベンチ トップ アプローチでマトリックスでセルをカプセル化できます。このシステムにより、体内の生体適合性の主な機能: デバイスが組織と対等な方法でヒドロゲルに挿入され、埋込デバイスへの細胞の応答パラメーター65の広い範囲を監視します。機械的デバイスと多彩な構造と電気刺激パルス ハイドロゲル コーティング不一致が含まれます。このシステムでは、オリゴデンドロ サイトとがしばしば存在し、グリア瘢痕の募集関連前駆物質も含まれています。彼らの損傷と死とミクログリアによる貪食が高い炎症性傷害の指標とニューロン66の再髄鞘化を示す能力があるモデルは減少瘢痕または回復。

ここは合成と細胞の混入を改善するために市販の基底膜製剤併用ハイブリッド ヒアルロン酸ゲルの形成について述べる。さらに、初代培養グリア細胞 (ミクログリア、アストロ サイト、オリゴデンドロ サイト) の定款及び各種と共焦点顕微鏡を用いた文化成長の分析を示します。

Protocol

1 日目スプレイグ ドーリー仔、斬罪に、安楽死から脳組織抽出のためのプロトコルは、動物愛護とアルバータ大学利用委員会によって承認されました。 1. ミクログリアやアストロ サイト分離67,68 メモ: 分離および細胞培養のためのすべてのメディアは水浴中で 37 ° C に予熱します。ハンクの平衡塩溶液 (HBSS)…

Representative Results

神経組織のホスト応答と高スループットのグリア瘢痕をモデル化するには、 in vitroシステムはマトリックス材料は生体親和性、その場形成、細胞傷害性のイベントを発生させないとを変更すると 3 D の細胞の足場を必要とします。優しい対応を導くための生理活性成分。このため、ヒアルロン酸に基づく 3 D の細胞の足場システムを作成し、細胞間相互作…

Discussion

モデル グリア bioreactivity 3次元培養システムおよびグリア瘢痕のプロセスを生成する目標に向かって一次培養ミクログリア、アストロ サイト、オリゴデンドロ サイトをサポートし、により、電池の堅牢な評価システムを開発しました。形態と細胞間の相互作用。示されている顕微鏡写真から各セル型の形態が 2 D、3 D 浜および 3 D 浜基底板混合プラットフォームと異なる。2 D システムの形態?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者は、金融サポート レベル、CFI、AIHS、アルバータ州健康サービス、および脳研究のため Davey 基金から感謝しています。

Materials

1. Materials for HAMA synthesis and photopolymerization
Hyaluronic acid (HA) Sigma-Aldrich 53747-10G Streptococcus equi, MW: 1.5 – 1.8 X 10^6
Methacrylic anhydride (MA) Sigma-Aldrich 275585-100ML
Sodium hydroxide (NaOH) Sigma-Aldrich 221465-25G
Ethanol (EtOH) Commerical Alcohols Inc. Anhydrous
Phosphate buffered saline (pH 7.4) tablets Fisher Scientific 18912014
Triethanolamine (TEA) Sigma-Aldrich 90279-100ML
1-Vinyl-2pyrrolidinone (NVP) Sigma-Aldrich V3409-5G
EosinY (EY) Sigma-Aldrich E6003-25G
Polydimethylsiloxane (PDMS) Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Dow Corning
3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylate Sigma-Aldrich 440159-100ML
Beaker (100 mL) Corning 1000-100
Beaker (500 mL) Corning 1000-600
pH paper (Labstick) Sigma-Aldrich 9580
Name Company Catalog Number Comments
2. Materials for glial cell isolation and cell culture
P1-2 Sprague Dawley rat pups Charles River CD Sprague Dawley rat strain code 001
Dissector scissors – slim blades (small) Fine Science Tools 14081-09
Surgical scissors – Toughcut (large) Fine Science Tools 14130-17
Fine forceps (Dumont #5) Fine Science Tools 11521-10
Curved fine forceps (Dumont #7) Fine Science Tools 11271-30
Hank's balanced salt solution (HBSS) Gibco 14170-112
Dulbecco's modified Eagle's medium and Ham's nutrient mixture F-12 (DMEM/F12) Gibco 11320-033
Penicillin-streptomycin (PS) Gibco 15140-122
Fetal bovine serum (FBS) Gibco 12483-020
0.25% Trypsin-ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) Gibco 25200-072
Poly-L-lysine (PLL) Sigma-Aldrich P-6282
50 mL conical centrifuge tube Fisher Scientific 05-539-13
15 mL conical centrifuge tube Fisher Scientific 05-539-5
12 well Tissue culture treated plates (Cellstar) Greiner Bio-One 665 108
10 mL serological pipette Fisher Scientific 13-676-10F
25 mL serological pipette Fisher Scientific 12-676-10K
Petri dish (60 mm X 15 mm) Fisher Scientific FB0875713A
Petri dish (100 mm X 15 mm) Fisher Scientific FB0875712
Microscope Coverslip (18 mm) Fisher Scientific 12-545-100 18CIR
Name Company Catalog Number Comments
3. Materials for microscopy (confocal and scanning electron microscopy)
Mouse monoclonal anti-CNPase abcam ab6319
Rabbit anti-Iba1 Wako Laboratory Chemicals 019-17741
Chicken anti-GFAP abcam ab4674
Hoechst 33342 Fisher Scientific 62249
Fluoromount-G Fisher Scientific 00-4958-02
Formalin Sigma Aldrich HT501128-4L Buffered (10%)
Triton X-100 Fisher Scientific BP151-500
Horse Serum Gibco 16050-122
Paraformaldehyde Electon Microscopy Sciences 157-8 Buffered (8%)
Guteraldehyde Electon Microscopy Sciences 16019 Buffered (8%)
Osmium tetraoxide Electon Microscopy Sciences 19152 Buffered (2%)
Hexamethyldilazane (HMDS) Electon Microscopy Sciences 16700
Ethanol (EtOH) Electon Microscopy Sciences 15055 Anhydrous
Microscope Slide (25 X 75 X 1 mm) VWR International 48311-703
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References

  1. Shih, J. J., Krusienski, D. J., Wolpaw, J. R. Brain-Computer Interfaces in Medicine. Mayo Clin. Proc. 87, 268-279 (2012).
  2. Kennedy, P. R., Bakay, R. A. Restoration of neural output from a paralyzed patient by a direct brain connection. Neuroreport. 9, 1707-1711 (1998).
  3. Kennedy, P. R., Bakay, R. A., Moore, M. M., Adams, K., Goldwaithe, J. Direct control of a computer from the human central nervous system. IEEE Trans. Rehabil. Eng. Publ. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 8, 198-202 (2000).
  4. Mayberg, H. S., et al. Deep Brain Stimulation for Treatment-Resistant Depression. Neuron. 45, 651-660 (2005).
  5. Dougherty, D. D., et al. A Randomized Sham-Controlled Trial of Deep Brain Stimulation of the Ventral Capsule/Ventral Striatum for Chronic Treatment-Resistant Depression. Biol. Psychiatry. 78, 240-248 (2015).
  6. Bamford, J. A., Marc Lebel, R., Parseyan, K., Mushahwar, V. K. The Fabrication, Implantation, and Stability of Intraspinal Microwire Arrays in the Spinal Cord of Cat and Rat. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. Publ. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 25, 287-296 (2017).
  7. Holinski, B. J., et al. Intraspinal microstimulation produces over-ground walking in anesthetized cats. J. Neural Eng. 13, 056016 (2016).
  8. Toossi, A., Everaert, D. G., Azar, A., Dennison, C. R., Mushahwar, V. K. Mechanically Stable Intraspinal Microstimulation Implants for Human Translation. Ann. Biomed. Eng. 45, 681-694 (2017).
  9. Saigal, R., Renzi, C., Mushahwar, V. K. Intraspinal microstimulation generates functional movements after spinal-cord injury. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. Publ. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 12, 430-440 (2004).
  10. Lau, B., Guevremont, L., Mushahwar, V. K. Strategies for generating prolonged functional standing using intramuscular stimulation or intraspinal microstimulation. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. Publ. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 15, 273-285 (2007).
  11. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. J. Neurosci. Methods. 148, 1-18 (2005).
  12. Sierra, A., et al. Surveillance, phagocytosis, and inflammation: how never-resting microglia influence adult hippocampal neurogenesis. Neural Plast. 2014, 610343 (2014).
  13. Holm, T. H., Draeby, D., Owens, T. Microglia are required for astroglial Toll-like receptor 4 response and for optimal TLR2 and TLR3 response. Glia. 60, 630-638 (2012).
  14. Gao, Z., et al. Reciprocal modulation between microglia and astrocyte in reactive gliosis following the CNS injury. Mol. Neurobiol. 48, 690-701 (2013).
  15. Jin, X., Yamashita, T. Microglia in central nervous system repair after injury. J. Biochem. (Tokyo). 159, 491-496 (2016).
  16. Griffith, R. W., Humphrey, D. R. Long-term gliosis around chronically implanted platinum electrodes in the Rhesus macaque motor cortex. Neurosci. Lett. 406, 81-86 (2006).
  17. Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).
  18. Fawcett, J. W., Asher, R. A. The glial scar and central nervous system repair. Brain Res. Bull. 49, 377-391 (1999).
  19. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Res. 983, 23-35 (2003).
  20. Park, D. -. W., et al. Graphene-based carbon-layered electrode array technology for neural imaging and optogenetic applications. Nat. Commun. 5, 5258 (2014).
  21. McAllister, J. P., et al. Biocompatibility of Penetrating Recording Electrode Arrays Implanted Chronically in the Feline Visual Cortex. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 46, 1528 (2005).
  22. Schmid, C. D., et al. Differential gene expression in LPS/IFNgamma activated microglia and macrophages: in vitro versus in vivo. J. Neurochem. 109, 117-125 (2009).
  23. Chung, H., et al. In vivo Biocompatibility and Stability of Polyimide Microelectrode Array for Retinal Stimulation. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 44, 5072 (2003).
  24. Aregueta-Robles, U. A., Woolley, A. J., Poole-Warren, L. A., Lovell, N. H., Green, R. A. Organic electrode coatings for next-generation neural interfaces. Front. Neuroengineering. 7, (2014).
  25. Drury, J. L., Mooney, D. J. Hydrogels for tissue engineering: scaffold design variables and applications. Biomaterials. 24, 4337-4351 (2003).
  26. Yang, J., et al. Ordered surfactant-templated poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) conducting polymer on microfabricated neural probes. Acta Biomater. 1, 125-136 (2005).
  27. Ludwig, K. A., et al. Poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) polymer coatings facilitate smaller neural recording electrodes. J. Neural Eng. 8, 014001 (2011).
  28. Kim, D. -. H., Abidian, M., Martin, D. C. Conducting polymers grown in hydrogel scaffolds coated on neural prosthetic devices. J. Biomed. Mater. Res. A. 71, 577-585 (2004).
  29. George, P. M., et al. Fabrication and biocompatibility of polypyrrole implants suitable for neural prosthetics. Biomaterials. 26, 3511-3519 (2005).
  30. Stauffer, W. R., Cui, X. T. Polypyrrole doped with 2 peptide sequences from laminin. Biomaterials. 27, 2405-2413 (2006).
  31. Green, R. A., Lovell, N. H., Wallace, G. G., Poole-Warren, L. A. Conducting polymers for neural interfaces: challenges in developing an effective long-term implant. Biomaterials. 29, 3393-3399 (2008).
  32. Gumbiner, B. M. Cell adhesion: the molecular basis of tissue architecture and morphogenesis. Cell. 84, 345-357 (1996).
  33. Chan, G., Mooney, D. J. New materials for tissue engineering: towards greater control over the biological response. Trends Biotechnol. 26, 382-392 (2008).
  34. Green, R. A., Lovell, N. H., Poole-Warren, L. A. Impact of co-incorporating laminin peptide dopants and neurotrophic growth factors on conducting polymer properties. Acta Biomater. 6, 63-71 (2010).
  35. Green, R. A., Lovell, N. H., Poole-Warren, L. A. Cell attachment functionality of bioactive conducting polymers for neural interfaces. Biomaterials. 30, 3637-3644 (2009).
  36. Koss, K. M., Unsworth, L. D. Neural tissue engineering: Bioresponsive nanoscaffolds using engineered self-assembling peptides. Acta Biomater. 44, 2-15 (2016).
  37. Koss, K. M., et al. Brain biocompatibility and microglia response towards engineered self-assembling (RADA)4 nanoscaffolds. Acta Biomater. 35, 127-137 (2016).
  38. Evans, A. J., et al. Promoting neurite outgrowth from spiral ganglion neuron explants using polypyrrole/BDNF-coated electrodes. J. Biomed. Mater. Res. A. 91, 241-250 (2009).
  39. Yu, X., Bellamkonda, R. V. Tissue-engineered scaffolds are effective alternatives to autografts for bridging peripheral nerve gaps. Tissue Eng. 9, 421-430 (2003).
  40. Houweling, D. A., Lankhorst, A. J., Gispen, W. H., Bär, P. R., Joosten, E. A. Collagen containing neurotrophin-3 (NT-3) attracts regrowing injured corticospinal axons in the adult rat spinal cord and promotes partial functional recovery. Exp. Neurol. 153, 49-59 (1998).
  41. Wells, M. R., et al. Gel matrix vehicles for growth factor application in nerve gap injuries repaired with tubes: a comparison of biomatrix, collagen, and methylcellulose. Exp. Neurol. 146, 395-402 (1997).
  42. Barras, F. M., Pasche, P., Bouche, N., Aebischer, P., Zurn, A. D. Glial cell line-derived neurotrophic factor released by synthetic guidance channels promotes facial nerve regeneration in the rat. J. Neurosci. Res. 70, 746-755 (2002).
  43. Fine, E. G., Decosterd, I., Papaloïzos, M., Zurn, A. D., Aebischer, P. GDNF and NGF released by synthetic guidance channels support sciatic nerve regeneration across a long gap. Eur. J. Neurosci. 15, 589-601 (2002).
  44. Burdick, J. A., Ward, M., Liang, E., Young, M. J., Langer, R. Stimulation of neurite outgrowth by neurotrophins delivered from degradable hydrogels. Biomaterials. 27, 452-459 (2006).
  45. Piantino, J., Burdick, J. A., Goldberg, D., Langer, R., Benowitz, L. I. An injectable, biodegradable hydrogel for trophic factor delivery enhances axonal rewiring and improves performance after spinal cord injury. Exp. Neurol. 201, 359-367 (2006).
  46. Jain, A., Kim, Y. -. T., McKeon, R. J., Bellamkonda, R. V. In situ gelling hydrogels for conformal repair of spinal cord defects, and local delivery of BDNF after spinal cord injury. Biomaterials. 27, 497-504 (2006).
  47. Taylor, S. J., Sakiyama-Elbert, S. E. Effect of controlled delivery of neurotrophin-3 from fibrin on spinal cord injury in a long term model. J. Control. Release Off. J. Control. Release Soc. 116, 204-210 (2006).
  48. Jhaveri, S. J., et al. Release of nerve growth factor from HEMA hydrogel-coated substrates and its effect on the differentiation of neural cells. Biomacromolecules. 10, 174-183 (2009).
  49. Lee, A. C., et al. Controlled release of nerve growth factor enhances sciatic nerve regeneration. Exp. Neurol. 184, 295-303 (2003).
  50. Matsumoto, K., et al. Neurite outgrowths of neurons with neurotrophin-coated carbon nanotubes. J. Biosci. Bioeng. 103, 216-220 (2007).
  51. Khaled, I., et al. A Flexible Base Electrode Array for Intraspinal Microstimulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 60, 2904 (2013).
  52. David-Pur, M., Bareket-Keren, L., Beit-Yaakov, G., Raz-Prag, D., Hanein, Y. All-carbon-nanotube flexible multi-electrode array for neuronal recording and stimulation. Biomed. Microdevices. 16, 43-53 (2014).
  53. Hsu, H. -. L., et al. Flexible UV-ozone-modified carbon nanotube electrodes for neuronal recording. Adv. Mater. Deerfield Beach Fla. 22, 2177-2181 (2010).
  54. Lacour, S. P., et al. Flexible and stretchable micro-electrodes for in vitro and in vivo neural interfaces. Med. Biol. Eng. Comput. 48, 945-954 (2010).
  55. Lin, C. -. M., Lee, Y. -. T., Yeh, S. -. R., Fang, W. Flexible carbon nanotubes electrode for neural recording. Biosens. Bioelectron. 24, 2791-2797 (2009).
  56. Richter, A., et al. A simple implantation method for flexible, multisite microelectrodes into rat brains. Front. Neuroengineering. 6, 6 (2013).
  57. Rousche, P. J., et al. Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability. IEEE Trans. Biomed. Eng. 48, 361-371 (2001).
  58. Polikov, V. S., Block, M. L., Fellous, J. -. M., Hong, J. -. S., Reichert, W. M. In vitro model of glial scarring around neuroelectrodes chronically implanted in the CNS. Biomaterials. 27, 5368-5376 (2006).
  59. Sohal, H. S., Clowry, G. J., Jackson, A., O’Neill, A., Baker, S. N. Mechanical Flexibility Reduces the Foreign Body Response to Long-Term Implanted Microelectrodes in Rabbit Cortex. PloS One. 11, e0165606 (2016).
  60. Moshayedi, P., et al. The relationship between glial cell mechanosensitivity and foreign body reactions in the central nervous system. Biomaterials. 35, 3919-3925 (2014).
  61. Hopkins, A. M., DeSimone, E., Chwalek, K., Kaplan, D. L. 3D in vitro modeling of the central nervous system. Prog. Neurobiol. 125, 1-25 (2015).
  62. Pöttler, M., Zierler, S., Kerschbaum, H. H. An artificial three-dimensional matrix promotes ramification in the microglial cell-line, BV-2. Neurosci. Lett. 410, 137-140 (2006).
  63. Weigelt, B., Ghajar, C. M., Bissell, M. J. The need for complex 3D culture models to unravel novel pathways and identify accurate biomarkers in breast cancer. Adv. Drug Deliv. Rev. , 42-51 (2014).
  64. Edmondson, R., Broglie, J. J., Adcock, A. F., Yang, L. Three-Dimensional Cell Culture Systems and Their Applications in Drug Discovery and Cell-Based Biosensors. Assay Drug Dev Technol. 12, 207-218 (2014).
  65. Jeffery, A. F., Churchward, M. A., Mushahwar, V. K., Todd, K. G., Elias, A. L. Hyaluronic acid-based 3D culture model for in vitro testing of electrode biocompatibility. Biomacromolecules. 15, 2157-2165 (2014).
  66. Fitch, M. T., Silver, J. CNS Injury, Glial Scars, and Inflammation. Exp. Neurol. 209, 294-301 (2008).
  67. Churchward, M. A., Todd, K. G. Statin treatment affects cytokine release and phagocytic activity in primary cultured microglia through two separable mechanisms. Mol. Brain. 7, 85 (2014).
  68. Lai, A. Y., Todd, K. G. Differential regulation of trophic and proinflammatory microglial effectors is dependent on severity of neuronal injury. Glia. 56, 259-270 (2008).
  69. Hachet, E., Van Den Berghe, H., Bayma, E., Block, M. R., Auzély-Velty, R. Design of biomimetic cell-interactive substrates using hyaluronic acid hydrogels with tunable mechanical properties. Biomacromolecules. 13, 1818-1827 (2012).
  70. Eslami, M., Javadi, G., Agdami, N., Shokrgozar, M. A. Expression of COLLAGEN 1 and ELASTIN Genes in Mitral Valvular Interstitial Cells within Microfiber Reinforced Hydrogel. Cell J (Yakhteh). , (2015).
  71. Shaltouki, A., Peng, J., Liu, Q., Rao, M. S., Zeng, X. Efficient Generation of Astrocytes from Human Pluripotent Stem Cells in Defined Conditions. STEM CELLS. 31, 941-952 (2013).

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Koss, K. M., Churchward, M. A., Jeffery, A. F., Mushahwar, V. K., Elias, A. L., Todd, K. G. Improved 3D Hydrogel Cultures of Primary Glial Cells for In Vitro Modelling of Neuroinflammation. J. Vis. Exp. (130), e56615, doi:10.3791/56615 (2017).
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