JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Bioengineering

Forbedret 3D Hydrogel kulturer af primære Glial celler for In Vitro modellering af Neuroinflammation

Published: December 08, 2017
doi:
10.3791/56615
, , , , ,
1Department of Psychiatry,University of Alberta, 2Alberta Innovates-Health Solutions Interdisciplinary Team in Smart Neural Prostheses (Project SMART),University of Alberta, 3Department of Chemical and Materials Engineering,University of Alberta, 4Division of Physical Medicine and Rehabilitation,University of Alberta, 5Centre for Neuroscience,University of Alberta

Summary

Heri, præsenterer vi en protokol til rotte 3D kultur hjerne-afledte glia celler, herunder astrocytter, mikroglia og oligodendrocytes. Vi demonstrere primære cellekultur, methacrylated hyaluronsyre (HAMA) hydrogel syntese, HAMAphoto-polymerisation og celle indkapsling og prøve behandling for Konfokal og scanning elektron mikroskopisk billeddannelse.

Abstract

I det centrale nervesystem, mange akutte skader og neurodegenerative sygdomme, såvel som implanterede enheder eller biomaterialer manipuleret til at forbedre funktion resultat i det samme resultat: overskydende betændelse fører til gliosis, cytotoksicitet, og/eller dannelsen af et glial ar, der kollektivt forværre skaden eller forhindre sund opsving. Med hensigten at skabe et system til model glial ar dannelse og undersøgelse inflammatoriske processer, vi har skabt en 3D celle stillads i stand til at boliger primære kulturperler glial celler: mikroglia, der regulerer fremmedlegeme svar og indlede den inflammatorisk begivenhed, astrocytter, der svare til at danne et fibrøst ar og oligodendrocytes, der er typisk udsatte for inflammatoriske skade. Den nuværende arbejde giver et detaljeret trinvis metode til fabrikation, kultur og mikroskopiske karakterisering af hyaluronsyre-baseret 3D hydrogel stillads med indkapslede rotte hjerne-afledte gliaceller. Yderligere, protokoller for karakterisering af celle indkapsling og hydrogel stillads af Konfokal immunofluorescens og scanning Elektron Mikroskopi er demonstreret, samt evnen til at ændre stillads med bioaktive substrater, med inkorporering af en kommerciel basal lamina blanding til forbedret celle integration.

Introduction

Betændelse i centralnervesystemet (CNS) har længe været betragtet som et adelsmærke for akut (fx, iskæmisk slagtilfælde, traumatisk hjerne og rygmarvsskade) og kronisk (f.eks Alzheimers, Parkinson’s, og Huntingtons sygdomme) CNS skade, men er i stigende grad anerkendt som en kausal bidragyder til neurodegenerative og neuropsykiatriske lidelser. Vedvarende eller upassende betændelse kan forårsage neurale skade og demyelinering (f.eks. multipel sklerose), og negativt påvirker hjernens udvikling (f.eks., skizofreni, autisme) og stemning stater (f.eks., depression, angst bipolar lidelse). Yderligere, Roman terapeutiske strategier ved hjælp af implantabelt udstyr (fx., hjerne-computer-interfaces1,2,3, dyb brain stimulation4,5, intraspinal microstimulation6,7,8,9,10) generere en forudsigelig inflammatorisk respons på grænsefladen mellem enheden og CNS resulterer i en beskyttende væv svar, der kan forårsage tab af effektivitet eller enhed svigt over levetiden af implantatet11. Betændelse i CNS startes typisk af mikroglia, der fungerer som CNS ansvarlig for overvågning af væv og montering fremmedlegeme svar (gennemgik12) bopæl immunceller. Afhængigt af sværhedsgraden af en fornærmelse, celle mikroglia signal og rekruttere yderligere typer at en skade site. Specifikt, mikroglia aktivere astrocytter, der til gengæld fungerer som sekundær inflammatoriske celler og form en tætte beskyttende barriere til at indeholde en skade site13,14. Mikroglia kan også indlede en aktivitet cascade i cellerne i det perifere immunsystemet, hvilket kan resultere i nedbrydning af BBB at tillade immunsystemet infiltration (gennemgik i reference15).

For udstyr implanteret i CNS, kan vævsskader som følge af indsætning af enheder samt den fortsatte tilstedeværelse af den udenlandske enhed indlede en proces, der kaldes glial ardannelse. I denne proces, mikroglia migrere til og formere sig på stedet for skade. De indlede også frigivelsen af inflammatoriske faktorer til at neutralisere potentielle trusler og rekruttere flere gliaceller. Efterfølgende, aktiveret astrocytter blive hypertrofisk og begynde at indkapsle det indopererede udstyr for at danne en kontinuerlig fibrøst barriere16. Inflammatorisk signalering også tjener til at fremme inddragelse af neuronal processer i nærheden af implantatet og til sidst rekrutter fibroblaster for at styrke den tredje glial ar17. Oligodendrocytes, ansvarlig for kappematerialer neuroner i myelin at forbedre ledningsevne, overlever ikke denne proces og fjerne celler er partitioneret fra implantatet af ar-18. Glial ardannelse kraftigt reducerer funktion og levetid af implanteret udstyr, især for optagelse elektroder, og i sidste ende tjener til at begrænse funktionaliteten af neurale grænseflader19.

Flere metoder er blevet udnyttet til at øge biokompatibilitet og interface aktivitet af implanteret udstyr i CNS20,21,22,23. En omfattende gennemgang er tilgængelige på disse neurale grænseflader24biokompatible design. De mest fremtrædende strategier omfatter omkring elektrode med kompatible belægninger såsom polyelthyleneglycol (PEG), polylactic-co-glycolic syrer (PLGA)25, eller øge elektroden med ledende polymerer såsom poly (ethylen dioxythiophene) (PEDOT), og polypyrrole (PPy)26,27,28,29,30,31. Bioaktive belægninger har også været ansat til at give stikord til neurale væv vækst ved hjælp af ligander afledt af ekstracellulære matricer herunder collagens, fibronectins og hyaluronic syre32,33,34 ,35,36,37. Bioactivity af disse belægninger er blevet yderligere undersøgt med vækstfaktor frigivelse systemer at efterligne naturlige celle sekreter30,38,39,40,41 , 42 , 43 , 44 , 45 , 46 , 47 , 48 , 49 , 50. samtidig nogle forskergrupper har valgt for at remodel elektrode geometri, fleksibilitet og sammensætning til at mindske den mekaniske misforhold mellem enhed og væv51,52,53 ,54,55,56,57. Helt, disse strategier har ført til mange lovende forbedringer i næste generations neurale interfacial enheder, men de langsigtede kompatibilitet er en løbende problem og fremskridt kan blive hæmmet af komplekse og tidskrævende in vivo modeller .

Dyr model-baserede tilgange kan begrænse den eksperimentelle overførselshastighed og øge omkostningerne ved afprøvning elektrode biokompatibilitet. In vitro metoder ved hjælp af konventionelle cellekultur teknikker tilbyder et mere omkostningseffektivt alternativ, men undlader at sammenfatte meget af kompleksiteten i samspillet mellem enhed og væv58. Især testning af overfladebelægning ved hjælp af 2D celle kultur grænser modellering af elektrode geometri og påvirkning af mekanisk misforhold og micromotion menes at bidrage til at generere en vært svar bidrager til enhed fejl59 , 60.

For at overvinde problemerne med 2D cellekultur, er hydrogel kulturer af neurale celler blevet udviklet til en bred vifte af applikationer, farmakologiske undersøgelser61, direkte neurale celle differentiering62, at forstå sygdom veje63,64, eller lagdelte i fælles kultur med andre celletyper model celle migration, neuroprotection, eller model væv microenvironments61. Hydrogels dannes let i forskellige størrelser og geometrier kan indarbejde mange typer af primære eller udødeliggjort cellekulturer, og er meget åbne over for analyse af almindeligt anvendte teknikker såsom Konfokal Fluorescens mikroskopi. For at oprette en model af glial ardannelse processen, har vi for nylig udviklet og karakteriseret en hyaluronsyre baseret 3D hydrogel system for høj overførselshastighed test af implanterede elektroder (figur 1)65glial responsen. Dette system har flere markante fordele: 1) primære glial celler (mikroglia, astrocytter, og oligodendrocytes) er indkapslet i en 3D matrix består af polymerer af hyaluronsyre, som er en komponent, endogene ekstracellulære matrix; 2) matrix stivhed kan være “tunet” for at genskabe de mekaniske egenskaber af hjerne eller rygmarv væv; og 3) celler kan være indkapslet i matrix i en hurtig bænk-top tilgang ved hjælp af photopolymerization med grønt lys, begrænse toksicitet under indkapsling. Dette system muliggør nøglen egenskaber i i vivo biokompatibilitet: anordninger er indsat i hydrogel på en sammenlignelig måde at væv, og den cellulære reaktion på implanterede enheder er overvåget for en lang række parametre65. Disse omfatter mekanisk misforhold mellem enheder og hydrogel belægninger af forskellige strukturer og elektrisk stimulation pulser. Dette system omfatter også oligodendrocyte og relaterede prækursorer, som er ofte til stede og rekrutteret i glial ar. Deres tab, død og fagocytose af mikroglia er yderst betegnende for inflammatoriske skade og som en model reduceret ardannelse eller recovery, de har kapacitet til at vise re-myelination af neuroner66.

Heri beskrives en metode til syntese og dannelsen af hybrid hyaluronsyre hydrogels kombineret med kommercielt tilgængelige basalmembranen formuleringer at forbedre celle indarbejdelse. Yderligere, vil vi vise indarbejdelse af primære kulturperler glial celler (mikroglia, astrocytter, og oligodendrocytes) og analyse af kultur vækst ved hjælp af immuncytokemi og konfokal mikroskopi.

Protocol

Protokol til hjernen væv udvinding fra dag 1 Sprague Dawley rotte pups, aflivet ved halshugning, blev godkendt ved Animal Care og brug Udvalget på University of Alberta. 1. mikroglia og Astrocyte isolering67,68 Bemærk: Alle medier for isolation og cellekultur er forvarmet til 37 ° C i et vandbad. Hanks afbalanceret saltopløsning (HBSS) er 1% penicillin-streptomycin (PS). Alle Dulbecco ændrede Eagles medi…

Representative Results

Til model neurale væv vært svar og glial arret i en høj produktivitet, kræver in vitro system en 3D celle stillads med en matrix materiale, der er biokompatible, ikke afholde en cytotoksisk begivenhed i i situ dannelse og kan ændres med bioaktive komponenter til at guide velvillige svar. Til dette formål har vi skabt en 3D celle stillads system baseret på hyaluronsyre og indkapslet en primær blandet glial celler befolkning for at studere celle-celle interaktioner…

Discussion

Mod mål at skabe en 3D kultur system til model glial bioreactivity og glial ardannelse processen, har vi udviklet et system, der kan understøtte primære kulturperler mikroglia, astrocytter, og oligodendrocytes og giver mulighed for robust karakterisering af celle morfologi og celle-celle interaktioner. Fra micrographs vist, var morfologi af hver celletype udpræget anderledes med 2D, 3D-HAMA og 3D HAMA-Basal lamina blanding platforme. Morfologi var udpræget forudindtaget langs planet for overfladen i 2D-system, men i…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne er taknemmelig for finansiel støtte fra NSERC, RFI, AIHS, Alberta sundhedstjenester og Davey Endowment for Brain Research.

Materials

1. Materials for HAMA synthesis and photopolymerization
Hyaluronic acid (HA) Sigma-Aldrich 53747-10G Streptococcus equi, MW: 1.5 – 1.8 X 10^6
Methacrylic anhydride (MA) Sigma-Aldrich 275585-100ML
Sodium hydroxide (NaOH) Sigma-Aldrich 221465-25G
Ethanol (EtOH) Commerical Alcohols Inc. Anhydrous
Phosphate buffered saline (pH 7.4) tablets Fisher Scientific 18912014
Triethanolamine (TEA) Sigma-Aldrich 90279-100ML
1-Vinyl-2pyrrolidinone (NVP) Sigma-Aldrich V3409-5G
EosinY (EY) Sigma-Aldrich E6003-25G
Polydimethylsiloxane (PDMS) Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Dow Corning
3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylate Sigma-Aldrich 440159-100ML
Beaker (100 mL) Corning 1000-100
Beaker (500 mL) Corning 1000-600
pH paper (Labstick) Sigma-Aldrich 9580
Name Company Catalog Number Comments
2. Materials for glial cell isolation and cell culture
P1-2 Sprague Dawley rat pups Charles River CD Sprague Dawley rat strain code 001
Dissector scissors – slim blades (small) Fine Science Tools 14081-09
Surgical scissors – Toughcut (large) Fine Science Tools 14130-17
Fine forceps (Dumont #5) Fine Science Tools 11521-10
Curved fine forceps (Dumont #7) Fine Science Tools 11271-30
Hank's balanced salt solution (HBSS) Gibco 14170-112
Dulbecco's modified Eagle's medium and Ham's nutrient mixture F-12 (DMEM/F12) Gibco 11320-033
Penicillin-streptomycin (PS) Gibco 15140-122
Fetal bovine serum (FBS) Gibco 12483-020
0.25% Trypsin-ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) Gibco 25200-072
Poly-L-lysine (PLL) Sigma-Aldrich P-6282
50 mL conical centrifuge tube Fisher Scientific 05-539-13
15 mL conical centrifuge tube Fisher Scientific 05-539-5
12 well Tissue culture treated plates (Cellstar) Greiner Bio-One 665 108
10 mL serological pipette Fisher Scientific 13-676-10F
25 mL serological pipette Fisher Scientific 12-676-10K
Petri dish (60 mm X 15 mm) Fisher Scientific FB0875713A
Petri dish (100 mm X 15 mm) Fisher Scientific FB0875712
Microscope Coverslip (18 mm) Fisher Scientific 12-545-100 18CIR
Name Company Catalog Number Comments
3. Materials for microscopy (confocal and scanning electron microscopy)
Mouse monoclonal anti-CNPase abcam ab6319
Rabbit anti-Iba1 Wako Laboratory Chemicals 019-17741
Chicken anti-GFAP abcam ab4674
Hoechst 33342 Fisher Scientific 62249
Fluoromount-G Fisher Scientific 00-4958-02
Formalin Sigma Aldrich HT501128-4L Buffered (10%)
Triton X-100 Fisher Scientific BP151-500
Horse Serum Gibco 16050-122
Paraformaldehyde Electon Microscopy Sciences 157-8 Buffered (8%)
Guteraldehyde Electon Microscopy Sciences 16019 Buffered (8%)
Osmium tetraoxide Electon Microscopy Sciences 19152 Buffered (2%)
Hexamethyldilazane (HMDS) Electon Microscopy Sciences 16700
Ethanol (EtOH) Electon Microscopy Sciences 15055 Anhydrous
Microscope Slide (25 X 75 X 1 mm) VWR International 48311-703
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Shih, J. J., Krusienski, D. J., Wolpaw, J. R. Brain-Computer Interfaces in Medicine. Mayo Clin. Proc. 87, 268-279 (2012).
  2. Kennedy, P. R., Bakay, R. A. Restoration of neural output from a paralyzed patient by a direct brain connection. Neuroreport. 9, 1707-1711 (1998).
  3. Kennedy, P. R., Bakay, R. A., Moore, M. M., Adams, K., Goldwaithe, J. Direct control of a computer from the human central nervous system. IEEE Trans. Rehabil. Eng. Publ. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 8, 198-202 (2000).
  4. Mayberg, H. S., et al. Deep Brain Stimulation for Treatment-Resistant Depression. Neuron. 45, 651-660 (2005).
  5. Dougherty, D. D., et al. A Randomized Sham-Controlled Trial of Deep Brain Stimulation of the Ventral Capsule/Ventral Striatum for Chronic Treatment-Resistant Depression. Biol. Psychiatry. 78, 240-248 (2015).
  6. Bamford, J. A., Marc Lebel, R., Parseyan, K., Mushahwar, V. K. The Fabrication, Implantation, and Stability of Intraspinal Microwire Arrays in the Spinal Cord of Cat and Rat. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. Publ. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 25, 287-296 (2017).
  7. Holinski, B. J., et al. Intraspinal microstimulation produces over-ground walking in anesthetized cats. J. Neural Eng. 13, 056016 (2016).
  8. Toossi, A., Everaert, D. G., Azar, A., Dennison, C. R., Mushahwar, V. K. Mechanically Stable Intraspinal Microstimulation Implants for Human Translation. Ann. Biomed. Eng. 45, 681-694 (2017).
  9. Saigal, R., Renzi, C., Mushahwar, V. K. Intraspinal microstimulation generates functional movements after spinal-cord injury. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. Publ. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 12, 430-440 (2004).
  10. Lau, B., Guevremont, L., Mushahwar, V. K. Strategies for generating prolonged functional standing using intramuscular stimulation or intraspinal microstimulation. IEEE Trans. Neural Syst. Rehabil. Eng. Publ. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 15, 273-285 (2007).
  11. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. J. Neurosci. Methods. 148, 1-18 (2005).
  12. Sierra, A., et al. Surveillance, phagocytosis, and inflammation: how never-resting microglia influence adult hippocampal neurogenesis. Neural Plast. 2014, 610343 (2014).
  13. Holm, T. H., Draeby, D., Owens, T. Microglia are required for astroglial Toll-like receptor 4 response and for optimal TLR2 and TLR3 response. Glia. 60, 630-638 (2012).
  14. Gao, Z., et al. Reciprocal modulation between microglia and astrocyte in reactive gliosis following the CNS injury. Mol. Neurobiol. 48, 690-701 (2013).
  15. Jin, X., Yamashita, T. Microglia in central nervous system repair after injury. J. Biochem. (Tokyo). 159, 491-496 (2016).
  16. Griffith, R. W., Humphrey, D. R. Long-term gliosis around chronically implanted platinum electrodes in the Rhesus macaque motor cortex. Neurosci. Lett. 406, 81-86 (2006).
  17. Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).
  18. Fawcett, J. W., Asher, R. A. The glial scar and central nervous system repair. Brain Res. Bull. 49, 377-391 (1999).
  19. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Res. 983, 23-35 (2003).
  20. Park, D. -. W., et al. Graphene-based carbon-layered electrode array technology for neural imaging and optogenetic applications. Nat. Commun. 5, 5258 (2014).
  21. McAllister, J. P., et al. Biocompatibility of Penetrating Recording Electrode Arrays Implanted Chronically in the Feline Visual Cortex. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 46, 1528 (2005).
  22. Schmid, C. D., et al. Differential gene expression in LPS/IFNgamma activated microglia and macrophages: in vitro versus in vivo. J. Neurochem. 109, 117-125 (2009).
  23. Chung, H., et al. In vivo Biocompatibility and Stability of Polyimide Microelectrode Array for Retinal Stimulation. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 44, 5072 (2003).
  24. Aregueta-Robles, U. A., Woolley, A. J., Poole-Warren, L. A., Lovell, N. H., Green, R. A. Organic electrode coatings for next-generation neural interfaces. Front. Neuroengineering. 7, (2014).
  25. Drury, J. L., Mooney, D. J. Hydrogels for tissue engineering: scaffold design variables and applications. Biomaterials. 24, 4337-4351 (2003).
  26. Yang, J., et al. Ordered surfactant-templated poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) conducting polymer on microfabricated neural probes. Acta Biomater. 1, 125-136 (2005).
  27. Ludwig, K. A., et al. Poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) polymer coatings facilitate smaller neural recording electrodes. J. Neural Eng. 8, 014001 (2011).
  28. Kim, D. -. H., Abidian, M., Martin, D. C. Conducting polymers grown in hydrogel scaffolds coated on neural prosthetic devices. J. Biomed. Mater. Res. A. 71, 577-585 (2004).
  29. George, P. M., et al. Fabrication and biocompatibility of polypyrrole implants suitable for neural prosthetics. Biomaterials. 26, 3511-3519 (2005).
  30. Stauffer, W. R., Cui, X. T. Polypyrrole doped with 2 peptide sequences from laminin. Biomaterials. 27, 2405-2413 (2006).
  31. Green, R. A., Lovell, N. H., Wallace, G. G., Poole-Warren, L. A. Conducting polymers for neural interfaces: challenges in developing an effective long-term implant. Biomaterials. 29, 3393-3399 (2008).
  32. Gumbiner, B. M. Cell adhesion: the molecular basis of tissue architecture and morphogenesis. Cell. 84, 345-357 (1996).
  33. Chan, G., Mooney, D. J. New materials for tissue engineering: towards greater control over the biological response. Trends Biotechnol. 26, 382-392 (2008).
  34. Green, R. A., Lovell, N. H., Poole-Warren, L. A. Impact of co-incorporating laminin peptide dopants and neurotrophic growth factors on conducting polymer properties. Acta Biomater. 6, 63-71 (2010).
  35. Green, R. A., Lovell, N. H., Poole-Warren, L. A. Cell attachment functionality of bioactive conducting polymers for neural interfaces. Biomaterials. 30, 3637-3644 (2009).
  36. Koss, K. M., Unsworth, L. D. Neural tissue engineering: Bioresponsive nanoscaffolds using engineered self-assembling peptides. Acta Biomater. 44, 2-15 (2016).
  37. Koss, K. M., et al. Brain biocompatibility and microglia response towards engineered self-assembling (RADA)4 nanoscaffolds. Acta Biomater. 35, 127-137 (2016).
  38. Evans, A. J., et al. Promoting neurite outgrowth from spiral ganglion neuron explants using polypyrrole/BDNF-coated electrodes. J. Biomed. Mater. Res. A. 91, 241-250 (2009).
  39. Yu, X., Bellamkonda, R. V. Tissue-engineered scaffolds are effective alternatives to autografts for bridging peripheral nerve gaps. Tissue Eng. 9, 421-430 (2003).
  40. Houweling, D. A., Lankhorst, A. J., Gispen, W. H., Bär, P. R., Joosten, E. A. Collagen containing neurotrophin-3 (NT-3) attracts regrowing injured corticospinal axons in the adult rat spinal cord and promotes partial functional recovery. Exp. Neurol. 153, 49-59 (1998).
  41. Wells, M. R., et al. Gel matrix vehicles for growth factor application in nerve gap injuries repaired with tubes: a comparison of biomatrix, collagen, and methylcellulose. Exp. Neurol. 146, 395-402 (1997).
  42. Barras, F. M., Pasche, P., Bouche, N., Aebischer, P., Zurn, A. D. Glial cell line-derived neurotrophic factor released by synthetic guidance channels promotes facial nerve regeneration in the rat. J. Neurosci. Res. 70, 746-755 (2002).
  43. Fine, E. G., Decosterd, I., Papaloïzos, M., Zurn, A. D., Aebischer, P. GDNF and NGF released by synthetic guidance channels support sciatic nerve regeneration across a long gap. Eur. J. Neurosci. 15, 589-601 (2002).
  44. Burdick, J. A., Ward, M., Liang, E., Young, M. J., Langer, R. Stimulation of neurite outgrowth by neurotrophins delivered from degradable hydrogels. Biomaterials. 27, 452-459 (2006).
  45. Piantino, J., Burdick, J. A., Goldberg, D., Langer, R., Benowitz, L. I. An injectable, biodegradable hydrogel for trophic factor delivery enhances axonal rewiring and improves performance after spinal cord injury. Exp. Neurol. 201, 359-367 (2006).
  46. Jain, A., Kim, Y. -. T., McKeon, R. J., Bellamkonda, R. V. In situ gelling hydrogels for conformal repair of spinal cord defects, and local delivery of BDNF after spinal cord injury. Biomaterials. 27, 497-504 (2006).
  47. Taylor, S. J., Sakiyama-Elbert, S. E. Effect of controlled delivery of neurotrophin-3 from fibrin on spinal cord injury in a long term model. J. Control. Release Off. J. Control. Release Soc. 116, 204-210 (2006).
  48. Jhaveri, S. J., et al. Release of nerve growth factor from HEMA hydrogel-coated substrates and its effect on the differentiation of neural cells. Biomacromolecules. 10, 174-183 (2009).
  49. Lee, A. C., et al. Controlled release of nerve growth factor enhances sciatic nerve regeneration. Exp. Neurol. 184, 295-303 (2003).
  50. Matsumoto, K., et al. Neurite outgrowths of neurons with neurotrophin-coated carbon nanotubes. J. Biosci. Bioeng. 103, 216-220 (2007).
  51. Khaled, I., et al. A Flexible Base Electrode Array for Intraspinal Microstimulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 60, 2904 (2013).
  52. David-Pur, M., Bareket-Keren, L., Beit-Yaakov, G., Raz-Prag, D., Hanein, Y. All-carbon-nanotube flexible multi-electrode array for neuronal recording and stimulation. Biomed. Microdevices. 16, 43-53 (2014).
  53. Hsu, H. -. L., et al. Flexible UV-ozone-modified carbon nanotube electrodes for neuronal recording. Adv. Mater. Deerfield Beach Fla. 22, 2177-2181 (2010).
  54. Lacour, S. P., et al. Flexible and stretchable micro-electrodes for in vitro and in vivo neural interfaces. Med. Biol. Eng. Comput. 48, 945-954 (2010).
  55. Lin, C. -. M., Lee, Y. -. T., Yeh, S. -. R., Fang, W. Flexible carbon nanotubes electrode for neural recording. Biosens. Bioelectron. 24, 2791-2797 (2009).
  56. Richter, A., et al. A simple implantation method for flexible, multisite microelectrodes into rat brains. Front. Neuroengineering. 6, 6 (2013).
  57. Rousche, P. J., et al. Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability. IEEE Trans. Biomed. Eng. 48, 361-371 (2001).
  58. Polikov, V. S., Block, M. L., Fellous, J. -. M., Hong, J. -. S., Reichert, W. M. In vitro model of glial scarring around neuroelectrodes chronically implanted in the CNS. Biomaterials. 27, 5368-5376 (2006).
  59. Sohal, H. S., Clowry, G. J., Jackson, A., O’Neill, A., Baker, S. N. Mechanical Flexibility Reduces the Foreign Body Response to Long-Term Implanted Microelectrodes in Rabbit Cortex. PloS One. 11, e0165606 (2016).
  60. Moshayedi, P., et al. The relationship between glial cell mechanosensitivity and foreign body reactions in the central nervous system. Biomaterials. 35, 3919-3925 (2014).
  61. Hopkins, A. M., DeSimone, E., Chwalek, K., Kaplan, D. L. 3D in vitro modeling of the central nervous system. Prog. Neurobiol. 125, 1-25 (2015).
  62. Pöttler, M., Zierler, S., Kerschbaum, H. H. An artificial three-dimensional matrix promotes ramification in the microglial cell-line, BV-2. Neurosci. Lett. 410, 137-140 (2006).
  63. Weigelt, B., Ghajar, C. M., Bissell, M. J. The need for complex 3D culture models to unravel novel pathways and identify accurate biomarkers in breast cancer. Adv. Drug Deliv. Rev. , 42-51 (2014).
  64. Edmondson, R., Broglie, J. J., Adcock, A. F., Yang, L. Three-Dimensional Cell Culture Systems and Their Applications in Drug Discovery and Cell-Based Biosensors. Assay Drug Dev Technol. 12, 207-218 (2014).
  65. Jeffery, A. F., Churchward, M. A., Mushahwar, V. K., Todd, K. G., Elias, A. L. Hyaluronic acid-based 3D culture model for in vitro testing of electrode biocompatibility. Biomacromolecules. 15, 2157-2165 (2014).
  66. Fitch, M. T., Silver, J. CNS Injury, Glial Scars, and Inflammation. Exp. Neurol. 209, 294-301 (2008).
  67. Churchward, M. A., Todd, K. G. Statin treatment affects cytokine release and phagocytic activity in primary cultured microglia through two separable mechanisms. Mol. Brain. 7, 85 (2014).
  68. Lai, A. Y., Todd, K. G. Differential regulation of trophic and proinflammatory microglial effectors is dependent on severity of neuronal injury. Glia. 56, 259-270 (2008).
  69. Hachet, E., Van Den Berghe, H., Bayma, E., Block, M. R., Auzély-Velty, R. Design of biomimetic cell-interactive substrates using hyaluronic acid hydrogels with tunable mechanical properties. Biomacromolecules. 13, 1818-1827 (2012).
  70. Eslami, M., Javadi, G., Agdami, N., Shokrgozar, M. A. Expression of COLLAGEN 1 and ELASTIN Genes in Mitral Valvular Interstitial Cells within Microfiber Reinforced Hydrogel. Cell J (Yakhteh). , (2015).
  71. Shaltouki, A., Peng, J., Liu, Q., Rao, M. S., Zeng, X. Efficient Generation of Astrocytes from Human Pluripotent Stem Cells in Defined Conditions. STEM CELLS. 31, 941-952 (2013).

Tags

3D Cell CultureGlial CellsMicrogliaAstrocytesOligodendrocytesNeuroinflammationGlial ScarHydrogelHyaluronic AcidIn Vitro ModelCell EncapsulationConfocal MicroscopySEM

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Koss, K. M., Churchward, M. A., Jeffery, A. F., Mushahwar, V. K., Elias, A. L., Todd, K. G. Improved 3D Hydrogel Cultures of Primary Glial Cells for In Vitro Modelling of Neuroinflammation. J. Vis. Exp. (130), e56615, doi:10.3791/56615 (2017).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image